Este trabajo fue apoyado en parte por NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Premio al Examen del Mérito I01 BX002356 del Departamento de Asuntos de Veteranos de los Estados Unidos; Fundación Craig H Neilsen 296749; Fundación Indiana para Investigación de Lesiones Cerebrales y Médula Espinal y Fondos de Dotación Mari Hulman George (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); El Estado de Indiana ISDH 13679 (XW); Y la Fundación NeuroCures.

Todos los procedimientos quirúrgicos y de manipulación de animales fueron realizados según lo aprobado en la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (Consejo Nacional de Investigación) y las Guías del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Escuela de Medicina de la Universidad de Indiana. 1. Preparación del animal y realización de la laminectomía torácica T10 <ol><li> Esterilizar los instrumentos quirúrgicos y el estabilizador de la columna metálica en un autoclave. Limpie la mesa de operaciones quirúrgicas. Calentar una almohadilla de calefacción a 37 ° C. Coloque la almohadilla calefactora en la mesa de operaciones y cúbrala con cortinas quirúrgicas estériles. Utilice una técnica estéril durante toda la operación. </li><li> Utilizar ratones C57 / 6J adultos jóvenes a las 10 semanas de edad para este estudio. Anestesiar cada animal con una inyección intraperitoneal (ip) de una mezcla de ketamina (87,7 mg / kg) y xilazina (12,3 mg / kg). Confirme la anestesia completa sin obtener respuesta a una estimulación de la nocicepción inducida por pellizco de la pata. </stro<html> Ng&gt; <ol><li> Administrar por vía subcutánea buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg), un agente analgésico y carprofeno (5 mg / kg), un fármaco antiinflamatorio no esteroide. </li></ol></li><li> Afeitar el cabello sobre la columna toracolumbar con una podadora eléctrica. Frote la piel con solución de betadine y 70% toallitas de alcohol. </li><li> Aplicar pomada oftálmica a las córneas para proteger los ojos del secado durante la cirugía. </li><li> Con un bisturí, realizar una incisión de la línea media de 1,5 cm en la parte posterior del animal para exponer las 9 a 11 láminas vertebrales torácicas. Empuje el tejido adiposo subcutáneo rostralmente. Diseccionar los músculos paraspinales lejos de los procesos espinosos y las láminas, hacia las facetas laterales de cada lado. </li><li> Coloque el ratón en el canal en forma de U del estabilizador ( Figura 2A Y 2B ). Abrazadera bilateral los brazos de acero inoxidable debajo de las facetas expuestas de la vértebra T10 (G &quot;&gt; Figura 4A) y apriete utilizando los tornillos de pulgar fijados a los brazos ( Figura 2A ). </li><li> Retire el proceso espinoso T10 y la lámina (laminectomía) usando un micro-rongeur que expone la dura-máter que cubre la médula espinal ( Figura 4B ). </li></ol> 2. Realización de la lesión por contusión T10 utilizando el impactor LISA <ol><li> Gire la perilla del regulador de presión en el tanque de nitrógeno para ajustar el nitrógeno comprimido a 20 PSI o 138 kPa ( Figura 1A ) para este estudio. NOTA: La presión es ajustable desde 10-120 PSI. Una presión más alta dará como resultado un impacto de mayor velocidad. La punta del dispositivo SCI con un diámetro de 1,2 mm está diseñada para ratones, y la punta con un diámetro de 2,2 mm está diseñada para ratas. Cuando se cambia de ratones a ratas, la punta de mayor diámetro puede formarse añadiendo un anillo a la punta metálica (id 1,2 mm / mm 2,2 mm). Se utilizó la punta de 1,2 mm en este SCI ratonesTudy Esterilizar la punta SCI antes de usar. </li><li> Encienda la computadora para iniciar el software. Pulse el botón 1 ( Figura 1B ) para activar la punta del impactador en una posición completamente extendida ( Figura 3A -1 ). NOTA: La función del botón 1 es activar o desactivar manualmente el cilindro neumático. </li><li> Coloque el recipiente en forma de U con el ratón sobre el escenario ( Figura 2B ). Fijar el escenario en su lugar apretando los tornillos de mariposa del montaje ( Figura 2B ). </li><li> Bajo la zona &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (verde), ajuste el nivel cero, con un sensor láser midiendo la distancia hasta la punta del émbolo completamente extendido, haciendo clic en el botón &quot;START READING&quot; ( Figura 3A ). La distancia se mostrará en el parámetro &quot;Rango&quot; en esta zona ( Figura 3A ). Haga clic en el botón &quot;SET ZERO&quot; ( por ejemplo, 8,951 mm, mostrado en la Figura 3A ). </li><li> Presione el botón 1 ( Figura 1B ) para retirar la punta del impactador ( Figura 3B -1 , indicada por una flecha superior) y desbloquee el tornillo de sujeción 1 ( Figura 2B ). Tire del tornillo a la posición correcta ( Figura 3B -1 , indicada por una flecha lateral) para mover la punta del camino del haz láser y gire el tornillo 90 ° en el sentido de las agujas del reloj para bloquear el tornillo. </li><li> Mueva la etapa ajustando los micro-conductores frontal y lateral ( Figura 1C ) para apuntar el rayo láser hacia el centro de la médula espinal dorsal expuesta. Después de que el lugar de la lesión está dirigido, mida la distancia del tejido haciendo clic en el botón &quot;INICIO DE LA LECTURA&quot; debajo del &quot;AJUSTE DE LA LESIÓN LEVEL &quot;(azul) ( Figura 3B y 3B-1 ). </li><li> Ajuste lentamente la distancia entre el sensor y la médula espinal a través del micro-conductor vertical ( Figura 1C ) para alcanzar el parámetro de desplazamiento deseado ( por ejemplo, 0,500 mm, mostrado en la casilla de parámetro &quot;Lesión&quot;) en la zona &quot;AJUSTE NIVEL DE DAÑO&quot; (Azul) ( figura 3B ). <ol><li> Cuando se alcance el desplazamiento de lesión deseado, anote la distancia del tejido ( por ejemplo, 8,451 mm, mostrada en el cuadro de parámetros &quot;Rango&quot;) ( Figura 3B ). Defina el desplazamiento deseado (lesión) = distancia de la punta (cero) - distancia del tejido (rango) ( figura 3B ). Cuando se alcanza la lesión deseada ( p. Ej., Desplazamiento de tejido de 0,500 mm) ( Figura 3B ), haga clic en el botón &quot;AJUSTAR DAÑOS&quot; debajo de la zona &quot;AJUSTAR NIVEL DE DAÑOS&quot; paraEstablecer la lesión. </li></ol></li><li> Gire el tornillo 1 90 ° hacia la izquierda para desbloquear el tornillo, empuje la punta de impacto hacia atrás en la trayectoria del rayo láser ( Figura 3C -1 , dirección indicada por una flecha) y bloquee el tornillo 1 girándolo 90 ° en el sentido de las agujas del reloj. </li><li> Haga clic en el botón Ejecutar debajo de la zona roja &quot;EXPERIMENTACIÓN DE FUNCIONAMIENTO&quot; ( Figura 3C ) para ejecutar el impacto. Los cuadros de parámetros bajo esta zona mostrarán el tiempo de lesión, la fuerza (mV), la velocidad (m / s) y el desplazamiento de la lesión (mm) ( Figura 3C ). </li><li> Después de que todos los datos de lesiones se registren y se guarden, retire el canal en forma de U con el ratón del escenario. Visualmente confirmar la lesión de la médula espinal bajo un microscopio quirúrgico ( Figura 4C ). </li><li> Suturar los músculos paravertebrales, la fascia superficial y la piel usando sutura continua con seda 3-0 (Henry Schein, 776-SK). </li><li> InyectarE animal con 1 ml de solución salina al 0,9% por vía subcutánea para hidratación y colocarla sobre una almohadilla controlada por temperatura hasta que se recupera la conciencia total. Coloque el ratón en una jaula con alimentos accesibles y agua. </li><li> Para el cuidado postoperatorio, exprese manualmente la vejiga hasta que regrese la micción espontánea de la vejiga. Para la analgesia, inyecte buprenorfina (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 h / día durante 2 días. Si ocurre una infección de la vejiga urinaria, inyecte Baytril (SQ, 5-10 mg / kg en 0,1 ml, 1 dosis diaria) durante 7-10 días. Si ocurre una infección regional / sistémica, inyecte Gentamicina (SQ, 5-8 mg / kg, diluido en 1 ml de solución salina estéril, cada 8-12 h) durante 4 días. </li><li> Retire los hilos de sutura a los 14 días post-SCI. </li><li> En el día 42 después de la lesión, los ratones serán sacrificados por perfusión. Después de la anestesia adecuada como 1,2, se perfundirán con 30 ml (0,01 M) de solución salina tamponada con fosfato (PBS) y 30 ml de paraformaldehído al 4% en PBS 0,01 M. Un centímetro de la médula espinal incluyendo la lesión épicaSe recogerán y procesarán para el seccionamiento y el análisis histológico. </li></ol>

<ol>
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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infinite+Horizon+spinal+cord+contusion+model.">Infinite Horizon spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 423-433 (2009).</li><li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biomechanics+of+spinal+injuries.">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences.">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li><li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury.">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li><li>Allen, A. 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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat.">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice.">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li><li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey.">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

Christopher B. Shields, MD tiene propiedad del aparato del sistema de lesiones de Louisville (LISA) producido por Louisville Impactor System, LLC.

En 1911, Allen describió el primer modelo de caída de peso usando un peso fijo para inducir lesiones en las médulas espinales expuestas de los perros 12 . Se han desarrollado modelos de caída de peso similares basados ​​en el modelo Allen, incluyendo el impactador NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . Además del modelo de caída de peso, se han creado otros dispositivos SCI. El modelo OSU / ESCID 5 , 7 utiliza un mecanismo de desplazamiento del tejido para controlar la gravedad de las lesiones, y el modelo IH 4 , 8 utiliza la fuerza para crear un SCI graduable. En estos sistemas, la estabilización vertebral se obtiene sujetando los procesos espinosos rostrales y caudales al sitio de la lesión. Estos dispositivos utilizan velocidades de lesiones bajas, específicamente 0,33-0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),Y 0,13 m / s (1H). La estabilización de los procesos espinosos rostrales y caudales puede causar flexibilidad de la columna vertebral y movimiento de la columna durante el impacto, lo que puede afectar la precisión de la lesión. El método LISA intenta superar las deficiencias de los modelos existentes, particularmente en lo que respecta a la inestabilidad de la columna vertebral y la baja velocidad de lesión. Este método utiliza bilateral facet estabilización y evita los artefactos de movimiento asociados con la lesión. Este dispositivo utiliza una velocidad de alto impacto que puede establecerse entre 0,5-2 m / s 11 , 15 . El sensor láser es más avanzado que el Vibrador Ling utilizado en el modelo ESCID y mide con precisión la distancia desde la superficie de la médula espinal sin necesidad de contacto tisular. El modelo se desarrolló originalmente para producir un SCI de rata, y ahora se ha adaptado para producir SCI en ratones y en primates no humanos 16 , con modificaciones. Columna vertebralAbilization reduce la variabilidad en todos los métodos experimentales de SCI, particularmente en modelos del desplazamiento del tejido. El sensor de distancia láser determina la magnitud del desplazamiento tisular de la médula espinal durante los movimientos respiratorios. Es importante que el punto de la médula espinal en el que se centra el láser debe ser el punto idéntico golpeado por el impactador. Esta etapa se realiza durante la etapa de calibración ( Figura 3 ), cuando la punta del impactador y el haz láser están alineados. Una debilidad potencial de este modelo es que la magnitud del desplazamiento tisular se mide desde la superficie dural. Aunque el grosor de la duramadre constituye una diferencia insignificante entre los animales, puede existir variabilidad significativa en el espacio subaracnoideo lleno de líquido cefalorraquídeo (LCR). La variabilidad en los resultados de las lesiones puede ocurrir al producir una lesión de contusión muy leve usando un pequeño desplazamiento del tejido. En general, la consistencia de la lesión depende principalmenteSobre la precisión del desplazamiento del tejido y también sobre la velocidad y el tiempo de contacto con el tejido del émbolo. El rango de desplazamiento tisular es amplio (precisión: 0-10 ± 0,005 mm). Sobre la base de datos experimentales previos e información publicada en roedores y primates no humanos, un desplazamiento del 20% del diámetro anteroposterior del SC produce un SCI leve, un desplazamiento del 30-40% produce un SCI moderado y un desplazamiento&gt; 50% Produce SCI severa a una velocidad de 1 m / s. Habrá ligeras diferencias dependiendo de la especie animal. El tiempo de parada es ajustable de 0 a 5 s con un relé de tiempo. En nuestro estudio, el tiempo de permanencia se estableció en 300 ms. Esto se puede ajustar fácilmente para reproducir los tiempos de permanencia de otros dispositivos SCI, incluyendo los modelos NYU e IH. En resumen, hemos desarrollado un modelo basado en el desplazamiento de SCI contusiva en ratones adultos. El modelo utiliza un estabilizador en forma de U para estabilizar las facetas espinales bilaterales, evitando el cordónArtefactos de movimiento asociados con la medición guiada por láser de la superficie del cordón. Este modelo puede producir lesiones de la cuerda de alta velocidad de 0.5-2 m / s. El sensor láser es más preciso que el método convencional para determinar la velocidad y la distancia a la superficie de impacto. El modelo puede producir lesiones de la médula espinal en todos los niveles, de leve a severo. Cuando se modifica, este dispositivo también puede producir lesiones en ratas y animales grandes, tales como primates no humanos.

La lesión de la médula espinal más común (SCI) que ocurre en los seres humanos es una contusiva SCI 1 . Para investigar los mecanismos de lesión y las diversas estrategias terapéuticas después de la LME, se necesita un modelo SCI contuso, preciso, consistente y reproducible en roedores. Muchos modelos de lesión contusiva de la médula espinal con diversos mecanismos productores de lesiones se han utilizado en la investigación experimental de SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Tres impactantes modelos SCI -específicamente, el peso de impacto de la Universidad de Nueva York (NYU) / Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS) impactor 3 , 6 , la Universidad del Estado de Ohio (OSU) impactor / dispositivo electromagnético SCI (ESCID) 7 , unD el impactador del Horizonte Infinito (IH) 4 , 8 - son ampliamente aceptados en el campo de investigación de SCI. El impactador NYU / MASCIS o un equivalente produce lesión al bajar un peso fijo de diferentes alturas a la médula espinal objetivo para crear múltiples gravedad de lesiones 3 , 6 . El OSU / ESCID causa lesión induciendo el desplazamiento del tejido 5 , 7 . El impactador IH produce lesiones aplicando diferentes fuerzas a la médula espinal 4 , 8 . Cada impactador utiliza una velocidad diferente, que es un parámetro importante que influye en los resultados de la lesión. El aparato NYU / MASCIS genera velocidades que van desde 0,33-0,9 m / s. El dispositivo IH tiene una velocidad máxima de 0,13 m / s 4 . El impactador OSU / ESCID tiene una velocidad fija de 0,148 m / s 5 . En particular, las velocidadesSe modelos son más bajos que el observado en las velocidades clínicas, que por lo general exceden 1,0 m / s [ 9] . Aquí, introducimos un nuevo dispositivo SCI contusivo basado en el desplazamiento, denominado LISA (Louisville Injury System Apparatus), para producir SCI en ratones con una alta velocidad de impacto 10 . Este sistema incluye un estabilizador vertebral, que estabiliza firmemente la vértebra en el sitio de la lesión, permitiendo la producción de un SCI constante y reproducible. El sensor láser del dispositivo asegura la determinación precisa del desplazamiento del tejido y la gravedad resultante del SCI. La velocidad del émbolo en el punto de contacto con la médula espinal puede ajustarse de 0,5 a 2 m / s. Estos parámetros de lesión reproducen estrechamente la SCI traumática vista clínicamente.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="928">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine (7.2mg/ml)/Xylazine (0.475mg/ml)/Acepromazine</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td>
			<td style="width:247px;">Anesthetic agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Buprenorphine(0.03mg/ml)</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-891-9756</td>
			<td>Pain relief agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofen</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-844-7425</td>
			<td>antibiotic agent</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">19-027132</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dukal Gauze Sponges</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">22-415-490</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Decon Ethanol 200 Proof</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">04-355-450</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1ml NORM-JECT</td>
			<td style="width:219px;">HENKE SASS WOLF</td>
			<td style="width:248px;">D-78532</td>
			<td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10ml Syringe</td>
			<td style="width:219px;">TERUMO</td>
			<td style="width:248px;">REF SS-10L</td>
			<td>for saline injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Artificial Tears Eye Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-870-5261</td>
			<td>provent eyes from dry</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Antiobiotic Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-877-0876</td>
			<td>provent surgery cut from infection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton Tipped Applicators</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:248px;">1006015</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Instrument Sterilizer</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">18000-50</td>
			<td>for sterilizing surgery tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine Forceps</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">11223-20</td>
			<td>grasp tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">10003-12</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel Blade #15</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">10015-00</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hemostat</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">13004-14</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Rongeur</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">16021-14</td>
			<td>laminectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Agricola Retractor</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">17005-04</td>
			<td>keep the surgery view open</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">14040-10</td>
			<td>for muscle seperated from spine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sterile sutures</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">12051-10</td>
			<td>skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse Vertebral stabilizer</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Stabilize and expose the vertebra</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">LISA</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

La producción de una lesión de la médula espinal contundente y reproducible es esencial para minimizar las variabilidades de comportamiento e histológicas entre los animales de experimentación. Se han desarrollado varios modelos de SCI contusivos para producir lesiones utilizando diferentes mecanismos. La gravedad de la LME se basa en la altura en la que un peso dado se deja caer, la fuerza de lesión o el desplazamiento de la médula espinal. En el presente estudio, introducimos un nuevo dispositivo SCI contusivo de ratón, el impacto de LISA (Louisville Injury System Apparatus), que puede crear un SCI basado en el desplazamiento con una alta velocidad y exactitud de las lesiones. Este sistema utiliza sensores de distancia láser combinados con software avanzado para producir lesiones graduadas y altamente reproducibles. Se realizó un SCI contusivo en el nivel de la 10ª columna vertebral torácica (T10) en ratones para demostrar el procedimiento paso a paso. El modelo también se puede aplicar a los niveles cervicales y lumbares espinales.

Este dispositivo consta de cinco componentes principales: (1) un cuerpo con una punta de impactador ( Figura 1C ), (2) un ordenador con software ( Figura 1B ), (3) una caja de control eléctrica ( Figura 1B ), (4) a Estabilizador vertebral ( Figura 2A ), y (5) aire comprimido para el sistema de control neumático ( Figura 1A ). Para inducir un desplazamiento tisular preciso, el sistema se basa en un sensor láser para medir la distancia entre la punta del émbolo completamente extendida y la superficie dorsal de la médula espinal objetivo. El software tiene en cuenta el grosor de 4 mm de la punta debido al hecho de que el rayo láser sólo alcanza la superficie reflectora del impactador ( Figura 2B y Figura 3A -1 ). Hay dos posiciones en las que se puede colocar la punta del émbolo: (1) iN la trayectoria del rayo láser ( Figura 3A -1 ) o (2) en una posición lateral alejada del rayo láser ( Figura 3B -1 ). Cuando el émbolo está en la trayectoria del rayo láser ( Figura 3A -1 ), mide la distancia desde la punta del impactador y supervisa la velocidad de la punta del impactador durante el movimiento entre extensión y retracción. Cuando el émbolo está en la posición lateral alejada de la trayectoria del rayo láser ( Figura 3B -1 ), se mide la distancia entre el láser y la médula espinal. La estabilización de la vértebra T10 utilizando nuestro estabilizador vertebral es un componente integral del procedimiento ( Figura 2A ] 10 , 11 . Mediciones fiables de la distancia utilizando el sensor láser dependen de la sDel objetivo, que puede distorsionarse si hay movimiento. Para determinar la exactitud y consistencia de este sistema, 8 ratones fueron sometidos a lesiones de desplazamiento de 0,5 mm. Estos animales mostraron una variabilidad de desplazamiento de ± 0,001 mm (± SD), lo que indica que el sistema es altamente preciso y reproducible. La Figura 4 muestra las vértebras diana inmovilizadas en el estabilizador ( Figura 4A ) y la médula espinal T10 expuesta antes de ( Figura 4B ) y después de la contusión ( Figura 4C ) bajo un microscopio quirúrgico. La presión del aire comprimido controla la velocidad del impactador en el momento de la lesión. Nuestros datos demuestran que la velocidad de impacto es 0.81 ± 0.0345 m / s (media ± DE) a una presión de 138 kPa. El mando ( Figura 1B ) en los controles de la caja eléctricaLa duración del contacto de la punta del cordón (tiempo de permanencia) después de la lesión, y se puede ajustar entre 0 y 5.000 ms. El tiempo de permanencia del cable de la punta en la mayoría de los experimentos se establece en 0,32 ± 0,0147 s (media ± DE) ( Figura 5 ). Utilizando este dispositivo, se pueden producir lesiones contusionantes dependientes de la gravedad con desplazamientos tisulares de 0 mm (control simulado), 0,2 mm (lesión leve), 0,5 mm (lesión moderada) y 0,8 mm (lesión grave) en ratones adultos ( Figura 6). ). <img alt="Figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> Figura 1: El aparato del sistema de lesiones de Louisville (LISA). ( A ) El sistema consiste en un impactador, un sistema de control y una fuente de aire comprimido. ( B ) El sistema de control incluye una caja de control y un ordenador portátil. El software y los botones de control de la caja de control permiten al usuario establecerLos parámetros de lesión. ( C ) El sensor láser es el componente clave del dispositivo y mide la posición del blanco de lesión, la distancia desde la médula espinal al sensor y la velocidad de lesión. El rápido movimiento hacia abajo y hacia arriba de la punta de impacto es impulsado por aire comprimido. La ubicación de la lesión y la gravedad del desplazamiento del tejido se ajustan mediante microdiscos que controlan el movimiento en tres dimensiones. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> Figura 2: El estabilizador y el sostenedor del ratón. ( A ) El estabilizador de la columna vertebral se compone de un canal en forma de U y dos brazos metálicos para sostener la vértebra del ratón. ( B ) El estabilizador se monta entonces en el dispositivo de impacto. TLa línea roja indica la trayectoria del rayo láser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> Figura 3: Método para producir un SCI contusivo. ( A - C ) Se muestra el software de interfaz gráfica de usuario (GUI) con tres parámetros / zonas de lesiones. ( A , A-1 ) La zona verde (SET ZERO LEVEL) calibra la distancia de la punta del émbolo. La línea roja indica la trayectoria del rayo láser. ( B , B-1 ) La zona azul se utiliza para ajustar el nivel de lesión (SET NIVEL DE LESIÓN). El impactador se eleva y se mueve lateralmente hacia el lado derecho para permitir que el rayo láser alcance la superficie dorsal de la médula espinal para establecer el nivel cero. La línea roja indica el láser b<html> Eam camino ( C , C-1 ) Antes del impacto, la punta se mueve de nuevo sobre la trayectoria del rayo láser para ejecutar la lesión (RUN). Los parámetros de lesión se encuentran bajo la zona roja (RUN EXPERIMENT). La línea roja indica la trayectoria del rayo láser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> Figura 4: Exposición y evaluación de lesiones. ( A ) Los brazos metálicos del estabilizador estabilizan la vértebra T10. ( B ) T10 laminectomía para exponer la médula espinal, con los vasos dorsales claramente visto. ( C ) La contusión inducida por el impacto (flecha) en la superficie dorsal de la médula espinal confirma la lesión. Barra de escala = 2 mm.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> Figura 5: Parámetros de Lesión. Los parámetros de lesión consistentes incluyen desplazamiento del tejido (mm), velocidad de lesión (m / s) y tiempo (s) de reposo de la punta. N = 8, Media ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> Figura 6: Evaluación histológica. Las secciones transversales representativas de las médulas espinales, teñidas con violeta de cresilo y eosina, muestran lesiones dependientes de la gravedad del desplazamiento después de ( A ) farsa (0 mm), ( B ) leve (0,2 mm), ( C </stronG&gt;) moderada (0,5 mm), y ( D ) severa (0,8 mm) con SCI en T10 usando el dispositivo LISA. Las imágenes fueron tomadas en el epicentro de la lesión. Barra de escala = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Presentamos un modelo de lesión en la médula espinal basado en el desplazamiento del tejido que puede producir una lesión consistente de la médula espinal contusa en ratones adultos.

Un modelo de lesión de la médula espinal contundente basado en el desplazamiento de tejidos en ratones

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K vistas.  Indiana University School of Medicine.  Presentamos un modelo de lesión en la médula espinal basado en el desplazamiento del tejido que puede producir una lesión consistente de la médula espinal contusa en ratones adultos. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aguda y crónica Prueba sensorial táctil después de la lesión de la médula espinal en ratas

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Investigación

Medicina

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modelo de la contundente unilateral Lesión Medular Cervical Uso del Impactador Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlado lesiones laceración cervical en ratones

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modelo Contusión de la lesión de la médula espinal severa en ratas

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Una novela Vertebral Método de Estabilización para Producir contuso Lesiones de la Médula Espinal

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Evaluación de activación muscular respiratoria Utilizar evaluaciones de control de motores respiratoria (RMCA) en personas con lesión de la médula espinal crónica

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlado Modelo de Impacto cortical de la lesión cerebral traumática

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema de radio-telemetría para monitorizar la función cardiovascular en ratas con la médula espinal y transección Embryonic Stem Neural injertos de células

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Pinzas Modelo de Lesión Medular Compresión

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...