Name: a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice
Uploaded: 2017-06-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
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이 작품은 부분적으로 NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; 미 육군 참전 용사 부 (Department of Veterans Affairs)의 우수 리뷰 상 I01 BX002356; Craig H Neilsen Foundation 296749; 인디애나 척수 및 뇌 손상 연구 재단 및 Mari Hulman George 기증 기금 (XMX); 노턴 헬스 케어, 루이스 빌, 켄터키 주 (YPZ); 인디애나 주 ISDH 13679 (XW); 및 NeuroCures 재단.

모든 수술 및 동물 취급 절차는 실험실 동물의 관리 및 사용 안내서 (National Research Council) 및 Indiana University School of Institutional Animal Care and Use Committee의 지침에 따라 승인 된대로 수행되었습니다. 1. 동물 준비 및 T10 척추 절제술 시행 <ol><li> 외과 용기구와 금속 등뼈 안정제를 고압 증기 멸균기에서 소독하십시오. 수술 용 수술대를 청소하십시오. 가열 패드를 37 ° C로 따뜻하게합니다. 발열 패드를 수술대 위에 놓고 무균 수술 용 커튼으로 덮습니다. 수술 중 멸균 기술을 사용하십시오. </li><li> 이 연구를 위해 10 주 된 여성 젊은 성인 C57 / 6J 마우스를 사용하십시오. 케타민 (87.7 MG / kg)과 xylazine (12.3 mg / kg) 혼합물의 복강 내 (ip) 주사로 각 동물을 마취. paw pinch-induced nociception stimulation에 아무런 반응이 없으면 완전한 마취를 확인하십시오. </stro<html> ng&gt; <ol><li> 진통제 인 buprenorphine (0.01-0.05 mg / kg)과 비 스테로이드 성 항염증제 인 carprofen (5 mg / kg)을 피하 투여합니다. </li></ol></li><li> 전기 깎기를 사용하여 흉 요추 척추 위로 머리카락을 면도하십시오. 베타 인 용액과 70 % 알콜 와이프로 피부를 문질러주십시오. </li><li> 수술 중 눈이 건조 해지지 않도록 각막에 안과 용 연고를 바르십시오. </li><li> 메스를 사용하여 동물의 뒷면에 1.5cm의 정중선 피부 절개를 만들어 9 번째 에서 11 번째 흉추 척추를 노출시킵니다. 피하 지방 조직을 가식적으로 밉니다. 각 측면의 측면면쪽으로 관절면 근육을 가시 돌기와 박판에서 해부합니다. </li><li> 마우스를 안정제의 U 형 홈에 위치시킵니다 ( 그림 2A 및 2B ). T10 척추골의 노출 된면 아래에 스테인레스 스틸 암을 양측으로 클램핑합니다 (g &quot;&gt; 그림 4A) 팔에 부착 된 손잡이 나사를 사용하여 조입니다 ( 그림 2A ). </li><li> 척수를 덮고있는 경막을 노출시키는 마이크로 - 근관을 사용하여 T10의 척추의 과정과 박판 (박판 절제술)을 제거하십시오 ( 그림 4B ). </li></ol> 2. LISA 임팩터를 사용하여 T10 뇌염 상해 수행 <ol><li> 질소 탱크에서 압력 조절기의 노브를 돌려 압축 질소를 20 PSI 또는 138 kPa로 설정하십시오 ( 그림 1A ). 참고 : 압력은 10-120 PSI에서 조절할 수 있습니다. 압력이 높을수록 속도가 더 빨라집니다. 직경 1.2mm의 SCI 장치 팁은 쥐를 위해 설계되었으며, 직경 2.2mm의 팁은 쥐를 위해 설계되었습니다. 생쥐에서 쥐로 바꿀 때 금속 팁 (id 1.2 mm / od 2.2 mm)에 링을 추가하여 더 큰 직경의 팁을 만들 수 있습니다. 이 마우스 SCI에서 1.2 mm 팁을 사용했습니다.tudy. 사용하기 전에 SCI 팁을 소독하십시오. </li><li> 컴퓨터를 켜서 소프트웨어를 시작하십시오. 임팩터 팁을 완전히 펼친 위치로 활성화하려면 버튼 1 ( 그림 1B )을 누릅니다 ( 그림 3A -1 ). 참고 : 버튼 1의 기능은 공압 실린더를 수동으로 활성화 또는 비활성화하는 것입니다. </li><li> 무대에 마우스가있는 U 자형 컨테이너를 놓습니다 ( 그림 2B ). 마운트의 엄지 나사를 조여서 스테이지를 고정시킵니다 ( 그림 2B ). </li><li> &quot;SET ZERO LEVEL&quot;구역 (녹색)에서 &quot;START READING&quot;버튼 ( 그림 3A )을 클릭하여 완전히 확장 된 플런저 팁까지의 거리를 측정하는 레이저 센서로 제로 레벨을 설정하십시오. 거리는이 구역의 &quot;범위&quot;매개 변수에 표시됩니다 ( 그림 3A ). &quot;SET ZERO&quot;버튼을 클릭하십시오 ( <stron그림 3A), &quot;0&quot;매개 변수 상자에 mm 단위의 숫자가 표시됩니다 ( 예 : 8.951mm, 그림 3A 참조 ). </li><li> 버튼 1 ( 그림 1B )을 눌러 임팩터 팁 ( 그림 3B -1 , 위쪽 화살표로 표시)을 빼고 나사 1 ( 그림 2B )의 잠금을 풉니 다. 나사를 오른쪽 위치로 잡아 당겨 ( 그림 3B -1 , 옆 화살표로 표시) 팁을 레이저 광선 경로에서 멀리 이동시키고 나사를 90 ° 시계 방향으로 돌려 나사를 잠급니다. </li><li> 정면 및 측면 마이크로 드라이버 ( 그림 1C )를 조정하여 무대를 움직여 레이저 광선을 노출 된 척수 척추의 중심으로 향하게합니다. 부상 위치를 목표로 한 후, &quot;부상을 입습니다.&quot;아래의 &quot;START READING&quot;버튼을 클릭하여 조직 거리를 측정하십시오EVEL &quot;영역 (파란색) ( 그림 3B 및 3B-1 ). </li><li> &quot;SET INJURY LEVEL&quot;영역에서 수직 마이크로 드라이버 ( 그림 1C )를 통해 센서와 척수 사이의 거리를 천천히 조정하여 원하는 변위 매개 변수 ( 예 : 0.500 mm, &quot;상해&quot;매개 변수 상자 참조)에 도달하십시오 (파란색) ( 그림 3B ). <ol><li> 원하는 상해 변위에 도달하면 조직 거리를 기록하십시오 ( 예 : &quot;Range&quot;매개 변수 상자에 표시된 8.451 mm) ( 그림 3B ). 원하는 변위 (상해) = 선단 거리 (영) - 조직 거리 (범위) ( 그림 3B )를 정의하십시오. 원하는 부상 ( 예 : 0.500 mm 조직 변위)에 도달하면 ( 그림 3B ) &quot;부상 수준 설정&quot;영역 아래의 &quot;부상 설정&quot;버튼을 클릭하여부상을 입히십시오. </li></ol></li><li> 스크류 1을 반 시계 방향으로 90 ° 돌려 스크류를 풀고 충격 팁을 레이저 빔 궤적 ( 그림 3C -1 , 화살표 방향)으로 다시 밀고 나사 1을 시계 방향으로 90 ° 돌려서 잠급니다. </li><li> 빨간색 &quot;RUN EXPERIMENT&quot;영역 ( 그림 3C ) 아래에서 실행 버튼을 클릭하여 영향을 실행하십시오. 이 구역 아래의 매개 변수 상자에는 부상 시간, 힘 (mV), 속도 (m / s) 및 부상 변위 (mm)가 표시됩니다 ( 그림 3C ). </li><li> 부상 데이터가 모두 기록되고 저장되면 무대에서 마우스로 U 자형 트로프를 제거합니다. 수술 현미경으로 척수 손상을 육안으로 확인하십시오 ( 그림 4C ). </li><li> 3-0 실크 (Henry Schein, 776-SK)를 이용한 연속 봉합을 사용하여 척추 근, 표재 근막 및 피부를 봉합합니다. </li><li> 주사하다동물을 0.9 % 식염수 1 mL와 함께 피하 수화시키고 완전한 의식이 회복 될 때까지 온도 조절 패드 위에 놓습니다. 접근 가능한 음식과 물이 들어있는 새장에 마우스를 놓습니다. </li><li> 수술 후 치료를 위해 방광 배뇨가 자연 재해 할 때까지 수동으로 방광을 표현하십시오. 진통제는 2 일 동안 하루에 8-12 시간 Buprenorphine (0.05-2.0 mg / kg, SQ)을 주입하십시오. 방광염이 발생하면 7-10 일 동안 Baytril (SQ, 0.1 mL에 5-10 mg / kg, 1 일 1 회)을 투여하십시오. 지역 / 전신 감염이 발생하면 4 일 동안 겐타 마이신 (SQ, 5-8 mg / kg, 멸균 생리 식염수 1 mL에 8-12 시간마다 희석)을 주입하십시오. </li><li> SCI 후 14 일에 봉합사를 제거하십시오. </li><li> 부상 후 42 일째에, 마우스는 재관류에 의해 희생 될 것이다. 1.2로 적절한 마취 후, 그들은 0.01 M PBS에서 30 ML (0.01M) 인산염 완충 식염수 (PBS)와 30 ML 4 % paraformaldehyde로 관류됩니다. 병변 서사를 포함한 척수 1 센티미터enter는 수집되고 절편화 및 조직 학적 분석을 위해 처리됩니다. </li></ol>

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Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

Christopher B. Shields, MD는 Louisville Impactor System, LLC가 제작 한 LISA (Louisville Injury System Apparatus)의 소유권을 가지고 있습니다.

1911 년 Allen은 고정 체중을 사용하여 첫 번째 체중 감소 모델을 설명하여 개들의 노출 된 척수에 부상을 유도했습니다. NYU / MASCIS 임팩터 3 , 6 , 13 , 14 를 포함한 Allen 모델을 기반으로 비슷한 체중 감소 모델이 개발되었습니다. 체중 감소 모델 외에도 다른 SCI 장치가 생성되었습니다. OSU / ESCID 5 , 7 모델은 조직 변위 메커니즘을 사용하여 상해의 심각성을 제어하고 IH 모델 4 , 8 은 힘을 사용하여 경사각 SCI를 만듭니다. 이러한 시스템에서, 척추 안정화는 주둥이와 장골 부위를 부상 부위에 고정시킴으로써 이루어진다. 이 장치는 낮은 상해 속도, 특히 0.33 - 0.9 m / s (NYU / MASCIS), 0.148 m / s (OSU / ESCID),및 0.13 m / s (1H). 주둥이와 꼬리의 가시 돌기를 안정시키는 것은 충격 중에 척추의 유연성과 척추 움직임을 유발할 수 있으며 이는 부상의 정확성에 영향을 줄 수 있습니다. LISA 방법은 기존 모델의 단점, 특히 척추의 불안정성과 낮은 부상 속도를 극복하려고 시도합니다. 이 방법은 양측면 안정화를 사용하고 부상과 관련된 움직임 인공물을 피합니다. 이 장치는 0.5-2m / s 11 , 15 사이에서 설정할 수있는 높은 충격 속도를 사용합니다. 레이저 센서는 ESCID 모델에 사용 된 링 진동기보다 더 진보되었으며 조직 접촉을 필요로하지 않고 척수 표면으로부터의 거리를 정확하게 측정합니다. 모델은 원래 쥐 SCI를 생산하기 위해 개발되었으며, 수정 된 상태로 마우스 및 비인간 영장류에서 SCI를 생산하기 위해 개발되었습니다. 척추abilization은 모든 실험 SCI 방법, 특히 조직 변위 모델의 가변성을 줄입니다. 레이저 거리 센서는 호흡 운동 중에 척수의 조직 변위의 정도를 결정합니다. 레이저가 초점을 맞춘 척수의 지점은 임팩터가 부딪힌 동일한 지점이어야합니다. 이 단계는 임팩터 팁과 레이저 빔이 정렬 된 교정 단계 ( 그림 3 ) 중에 수행됩니다. 이 모델의 잠재적 약점은 조직 변위의 크기가 경막 표면에서 측정된다는 것입니다. 경막의 두께가 동물 사이에 무시할만한 차이를 만들어 내지 만 뇌척수액 (CSF)으로 채워진 지주막 하 공간에 상당한 변화가있을 수 있습니다. 작은 조직 변위를 사용하여 매우 약한 타박상을 일으킬 때 상해 결과의 다양성이 발생할 수 있습니다. 전체적으로, 상해의 일관성은 주로 의존적입니다조직 변위의 정확성 및 플런저의 속도 및 조직 접촉 시간에 영향을 미친다. 조직 변위의 범위는 넓습니다 (정확도 : 0-10 ± 0.005 mm). 설치류 및 비인간 영장류에 대한 이전의 시험 데이터 및 발표 된 정보를 토대로, SC의 전후 직경의 20 %의 변위는 경도의 SCI를 초래하고, 30-40 %의 변위는 적당한 SCI를 생성하고,&gt; 50 %의 변위 1 m / s 속도에서 심각한 SCI를 생성합니다. 동물 종에 따라 약간의 차이가있을 것입니다. 드웰 시간은 시간 릴레이를 사용하여 0에서 5 초까지 조정할 수 있습니다. 우리의 연구에서, 체류 시간은 300 ms로 설정되었다. 이것은 NYU 및 IH 모델을 포함한 다른 SCI 장치의 휴지 시간을 복제하기 위해 쉽게 조정할 수 있습니다. 요약하면, 우리는 어른 생쥐에서 contiveive SCI의 변위 기반 모델을 개발했습니다. 이 모델은 코드를 피하면서 양측 척추면을 안정화시키기 위해 U 형 안정기를 사용합니다코드 표면의 레이저 유도 측정과 관련된 동작 인공물. 이 모델은 0.5-2m / s에서 고속 코드 손상을 일으킬 수 있습니다. 레이저 센서는 충격 표면까지의 속도와 거리를 결정하는 기존의 방법보다 정확합니다. 이 모델은 경미한 수준에서 심각한 수준까지 모든 수준에서 척수 손상을 일으킬 수 있습니다. 변형 된 경우,이 장치는 또한 쥐 및 비인간 영장류와 같은 대형 동물에서 상해를 유발할 수 있습니다.

인간에서 발생하는 가장 흔한 척수 손상 (SCI)은 까다로운 SCI 1 입니다. SCI를 따르는 손상 및 다양한 치료 전략의 메커니즘을 조사하기 위해 설치류에서 정확하고 일관되며 재현성있는 타박상 SCI 모델이 필요하다. 다양한 상해 유발 메커니즘을 가진 많은 척수 외상 손상 모델이 실험적 SCI 연구 2 , 3 , 4 , 5 , 6 에서 사용되어왔다. 오하이오 주립 대학교 (OSU) 임팩터 / 전자기 SCI 장치 (ESCID) 5 , 3 , 6 , 뉴욕 대학 (NYU) / 다기관 동물 척수 손상 연구 (MASCIS) 도 7 에서,무한 수평선 (Infinite Horizon, IH) 임팩터 4 , 8 은 SCI 연구 분야에서 널리 받아 들여지고있다. NYU / MASCIS 임팩터 또는 이와 동등한 척도는 다른 높이에서 고정 된 무게를 목표 척수로 떨어 뜨려 다발성 중증도 3 , 6 을 만들어 상해를 유발합니다. OSU / ESCID는 조직 변위를 유도하여 상해를 유발합니다 5 , 7 . IH 임팩터는 척수 4 , 8 에 다른 힘을가함으로써 손상을 일으 킵니다. 각 충격 장치는 다른 속도를 사용하는데 이는 부상 결과에 영향을 미치는 중요한 매개 변수입니다. NYU / MASCIS 장치는 0.33-0.9 m / s 범위의 속도를 생성합니다. IH 장치의 최대 속도는 0.13m / s입니다. OSU / ESCID 임팩터는 0.148m / s의 고정 된 속도를 가진다. 특히,se 모델은 일반적으로 1.0 m / s를 초과하는 임상 속도에서 관찰 된 모델보다 낮습니다. 여기에서는 충격 속도가 높은 마우스에서 SCI를 생산하기 위해 Louisville Injury System Apparatus (LISA)라고 불리는 새로운 변위 기반 SCI 장치를 소개합니다. 이 시스템은 손상 부위에서 척추골을 단단히 안정화시켜 일정하고 재현성있는 SCI를 생성 할 수있는 척추 안정제를 포함합니다. 장치의 레이저 센서는 조직 변위의 정확한 결정과 결과적으로 SCI의 심각성을 보장합니다. 척수와의 접촉점에서 플런저의 속도는 0.5에서 2m / s로 조정할 수 있습니다. 이러한 상해 매개 변수는 임상 적으로 보인 외상성 SCI를 복제합니다.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Anesthetic agent</td></tr><tr><td>Buprenorphine(0.03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Pain relief agent</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>antibiotic agent</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Dukal Gauze Sponges</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td></tr><tr><td>10 mL Syringe</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>for saline injection</td></tr><tr><td>Artificial Tears Eye Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Antiobiotic Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Instrument Sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>for sterilizing surgery tool</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>grasp tissue</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomy</td></tr><tr><td>Agricola Retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>keep the surgery view open</td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>for muscle seperated from spine</td></tr><tr><td>Sterile sutures</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Mouse Vertebral stabilizer</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Stabilize and expose the vertebra</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td></tr></tbody></table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

일관되고 재현성있는 contusive 척수 손상 (SCI)을 생성하는 것은 실험 동물 간의 행동 및 조직 변화를 최소화하는 데 중요합니다. 서로 다른 메커니즘을 사용하여 상해를 유발하는 여러 contiveive SCI 모델이 개발되었습니다. SCI의 심각도는 주어진 체중이 떨어지는 높이, 부상당하는 힘 또는 척수의 변위에 근거합니다. 본 연구에서는 높은 상해 속도와 정확도를 갖는 변위 기반 SCI를 생성 할 수있는 새로운 마우스 타박상 SCI 장치 인 LISA (Louisville Injury System Apparatus)를 소개합니다. 이 시스템은 고급 소프트웨어와 결합 된 레이저 거리 센서를 사용하여 등급이 매겨지고 재현성이 높은 상해를 일으 킵니다. 우리는 마우스의 10 번째 흉추 (T10) 수준에서 까다로운 SCI를 수행하여 단계별 절차를 시연했습니다. 이 모델은 자궁 경부 및 척추 수준에도 적용 할 수 있습니다.

이 장치는 (1) 임팩터 팁이있는 몸체 ( 그림 1C ), (2) 소프트웨어가있는 컴퓨터 ( 그림 1B ), (3) 전기 제어 상자 ( 그림 1B ), (4) 척추 안정기 ( 그림 2A ), 및 (5) 압축 공기 (공압 제어 시스템 용) ( 그림 1A ). 정확한 조직 변위를 유도하기 위해 시스템은 완전히 확장 된 플런저 팁과 표적 척수 배면 사이의 거리를 측정하기 위해 레이저 센서를 사용합니다. 이 소프트웨어는 레이저 빔이 임팩터의 반사 표면에만 도달하기 때문에 팁의 4mm 두께를 고려합니다 ( 그림 2B 및 그림 3A -1 ). 플런저 팁을 배치 할 수있는 위치는 두 가지입니다. (1) in 레이저 광선 ( 그림 3A -1 ) 또는 (2)의 레이저 광선으로부터 먼 위치에서의 경로 ( 그림 3B -1 ). 플런저가 레이저 빔 경로 ( 그림 3A -1 )에있을 때, 이는 임팩터 팁으로부터의 거리를 측정하고, 신축과 후퇴 사이의 모션 동안 임팩터 팁의 속도를 모니터링합니다. 플런저가 레이저 빔 경로 ( 그림 3B -1 )에서 멀리 떨어진 측면 위치에있을 때 레이저와 척수 사이의 거리가 측정됩니다. 척추 안정제를 사용하는 T10 척추의 안정화는 절차의 필수 요소입니다 ( 그림 2A ) 10 , 11 . 레이저 센서를 사용하여 신뢰할 수있는 거리 측정은목표가 움직일 가능성이 있다면 왜곡 될 수 있습니다. 이 시스템의 정확성과 일관성을 결정하기 위해 8 마리의 마우스에게 0.5mm 변위 상해를 가했다. 이 동물들은 ± 0.001 mm (± SD)의 변위 변동성을 나타내어 시스템이 매우 정확하고 재현성이 있음을 나타냅니다. 그림 4 는 수술 현미경으로 안정화 장치 ( 그림 4A )와 노출 된 T10 척수 ( 그림 4B )와 후 ( 그림 4C )의 척추 고정 된 대상 척추를 보여줍니다. 압축 공기의 압력은 부상 순간의 충격 장치의 속도를 제어합니다. 우리의 데이터는 충격 속도가 138 kPa의 압력에서 0.81 ± 0.0345 m / s (평균 ± 표준 편차)임을 입증합니다. 전기 박스 컨트롤의 손잡이 ( 그림 1B )부상 후 팁 - 코드 접촉 시간 (dwell time)은 0에서 5,000ms 사이에서 조정할 수 있습니다. 대부분의 실험에서 팁 - 코드 체류 시간은 0.32 ± 0.0147 초 (평균 ± 표준 편차)로 설정됩니다 ( 그림 5 ). 이 장치를 사용하여 성인 마우스에서 0 mm (가짜 제어), 0.2 mm (경미한 부상), 0.5 mm (보통의 부상) 및 0.8 mm (심한 부상)의 조직 변위로 심각도에 따라 다량의 상해를 입을 수 있습니다 ( 그림 6 ). <img alt="그림 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> 그림 1 : 루이빌 상해 시스템 장치 (LISA). ( A ) 시스템은 임팩터, 제어 시스템 및 압축 공기 공급원으로 구성됩니다. ( B ) 제어 시스템은 제어 박스와 랩탑 컴퓨터를 포함한다. 컨트롤 박스의 소프트웨어 및 컨트롤 버튼으로 사용자는lish 상해 매개 변수. ( C ) 레이저 센서는 장치의 주요 구성 요소이며 부상 대상의 위치, 척수에서 센서까지의 거리 및 부상 속도를 측정합니다. 충돌 팁의 신속한 상하 이동은 압축 공기로 이루어집니다. 부상 위치와 조직 변위의 정도는 3 차원 운동을 제어하는 ​​마이크로 드라이버에 의해 조정됩니다. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> 그림 2 : 안정기와 마우스 홀더. ( A ) 등뼈 안정 장치는 U 형 트로프와 마우스 척추를 고정하는 두 개의 금속 팔로 구성됩니다. ( B ) 그런 다음 스태빌라이저가 충격 장치에 장착됩니다. 티그는 빨간색 선이 레이저 빔 경로를 나타냅니다. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> 그림 3 : Contive SCI를 생성하는 방법. ( A - C ) 3 가지 부상 파라미터 / 영역이있는 그래픽 사용자 인터페이스 (GUI) 소프트웨어가 표시됩니다. ( A , A-1 ) 녹색 영역 (SET ZERO LEVEL)은 플런저 끝의 거리를 보정합니다. 빨간색 선은 레이저 빔 경로를 나타냅니다. ( B , B-1 ) 청색 영역은 부상 수준을 설정하는 데 사용됩니다 (부상 수준 설정). 임팩터는 들어 올려지고 레이저 광선이 척수의 등쪽 표면에 도달하여 제로 수준을 설정하도록 오른쪽으로 측면으로 이동합니다. 빨간색 선은 레이저 b를 나타냅니다.<html> 경로. ( C , C-1 ) 충격 전에 팁을 레이저 빔 경로로 다시 이동시켜 부상 (RUN)을 실행합니다. 부상 매개 변수는 빨간색 영역 (RUN EXPERIMENT) 아래에 있습니다. 빨간색 선은 레이저 빔 경로를 나타냅니다. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> 그림 4 : 상해 노출 및 평가. ( A ) 등뼈 안정 장치의 금속 팔은 T10 척추를 안정시킵니다. ( B ) 척수를 노출시키기위한 T10 절제술. ( C ) 척수의 등쪽 표면에 충격으로 인한 타박상 (화살표)이 상해를 확인합니다. 눈금 막대 = 2mm.g4large.jpg &quot;target =&quot;_ blank &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> 그림 5 : 상해 파라미터. 일관된 상해 매개 변수에는 조직 변위 (mm), 상해 속도 (m / s) 및 팁 체류 시간이 포함됩니다. N = 8, 평균 ± 표준 편차. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> 그림 6 : 조직 학적 평가. Cresyl Violet과 Eosin으로 염색 된 척수의 대표적인 단면은 ( A ) 가짜 (0 mm), ( B ) 가벼운 (0.2 mm), ( C) </stronLISA 장치를 사용하여 T10에서 중등도 (0.5 mm) 및 ( D ) 심한 (0.8 mm) 까악 돌기가있는 SCI를 측정 하였다. 이미지는 부상 진원지에서 촬영되었습니다. 스케일 바 = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

우리는 성인 생쥐에서 일관된 contusive 척수 손상을 일으킬 수있는 조직 변위 기반 논란 척수 손상 모델을 소개합니다.

마우스의 조직 변위에 근거한 척수 손상 모델

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K 조회수.  Indiana University School of Medicine.  우리는 성인 생쥐에서 일관된 contusive 척수 손상을 일으킬 수있는 조직 변위 기반 논란 척수 손상 모델을 소개합니다. 

비디오: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

무한 호라이즌 임팩터을 사용하여 일방적 경부 척수의 부상의 Contusive 모델

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

연구

의학

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

마우스의 제어 자궁 경부 열상 상해

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

척수 손상의 실험 Contusive 모델에서 신경 줄기 세포 이식

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

마우스에서 완전한 Transection 형 척수 손상의 유도

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

신경과학

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

최소 침습 기술을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 설정

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

C57BL/6J 마우스의 중심삭증후군 모델 확립

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

정확한 마우스 모델을 위한 척수 손상 타박상 장치

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

저자 스포트라이트: 척수 손상 연구의 혁신에 대한 통찰력

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

마우스의 조직 변위에 근거한 척수 손상 모델

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무한 호라이즌 임팩터을 사용하여 일방적 경부 척수의 부상의 Contusive 모델

마우스의 제어 자궁 경부 열상 상해

척수 손상의 실험 Contusive 모델에서 신경 줄기 세포 이식

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

마우스에서 완전한 Transection 형 척수 손상의 유도

최소 침습 기술을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 설정

C57BL/6J 마우스의 중심삭증후군 모델 확립

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터