Name: electrophysiological recording from drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility
Uploaded: 2017-07-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility at JoVE.com

אנו מודים יה זאנג לעזרה עם עקבות מדגם ופח קי Tsang לעזרה עם התמונות. עבודה זו נתמכה על ידי קרן תומכת קרן ריי אדוארדס מוקדם קריירה מענק NIH (R01DC015519) כדי C-YS ומענקים NIH (R01DC009597 ו R01DK092640) כדי JWW

1. הכנת החומרה עבור הקלטה 4 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בכלי פיפטה מושך להכין אלקטרודות עם נימי זכוכית aluminosilicate (OD 1.0 מ&quot;מ, 0.64 מ&quot;מ מזהה). Blunt קצה האלקטרודה התייחסות מעט עם זוג מלקחיים בסדר כדי להקל על הכניסה לתוך clypeus של זבוב ( כלומר צלחת מעוגלת בחלק הקדמי של הראש לטוס, מעל הפה). הערה: במחקר השתתפו 7 גברים בני 7 ימים (WT). השתמש תמיסת מלח AHL 14 כמו אלקטרוליט עבור שתי האלקטרודות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 1 L של AHL על ידי ערבוב 900 מ&quot;ל של מים מזוקקים עם 6.312 גרם של NaCl, 0.373 גרם של KCl, 0.337 גרם של NaHCO 3 , 0.1120 גרם NaH 2 PO 4 , 1.892 גרם של Trehalose 2 2 H 2 O, 3.423 גרם של סוכרוז, 1.192 גרם של HEPES, ו 8.2 מ&quot;ל של 1M MgCl 2 . באמצעות מים מזוקקים, להביא את עוצמת הקול הכולל עד 1 L. תביא את ה- pH 7.4 באמצעות 1 N NaOH ו לעקר את הפתרון עםמסנן ואקום מערכת מסנן. עבור אחסון לטווח ארוך, לשמור על aliquots AHL ב 4 ° C. הערה: אספקה ​​עקבית של חומצה palmitoleic מותנים אחידות בין מחסניות. זה קריטי כי כל מחסנית הוא התאספו באופן לשחזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות סכין גילוח, להסיר 0.9 ס&quot;מ מקצה פיפטה 200 μL μ כדי ליצור את החלק הראשון מחסנית, מדידה 4.1 ס&quot;מ; עיין בממדים המפורטים בתרשים 1 א . השתמש אחר 200 פיפטה μL להסיר ולהסיר 1.7 ס&quot;מ ו 1.5 ס&quot;מ מהקצה ואת הבסיס, בהתאמה, כדי ליצור את המחסנית השנייה בסעיף, מדידה 1.8 ס&quot;מ ( איור 1 א ). השתמש בסרגל כדי להבטיח שחזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש ⅛ &quot;אגרוף חור לחתוך דיסקים מסנן נייר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במלקחיים כדי להציב דיסק נייר סינון בקצה החלק השני של המחסנית. יש לאשר באופן חזותי כי יש פתח בקצה המחסנית שדרכו האוויר יכול לעבור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את חלקי המחסנית הראשונה והשנייה יחד, כפי שמוצג באיור 1 א . זווית החלק מחסנית השנייה כלפי מטה כדי להקל על כיכר מכוון הכנה ( איור 1 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את המחסנית עם צינור ריח משלוח, אשר מותקן על micromanipulator. הערה: תכנון זה מאפשר למחסנית להיות מסובב החוצה כדי להקל על חילופי ( איור 1 ג ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את זרימת האוויר humidified קבוע ל 2 L / min בבקר אחד המוניים ואת זרימת אודורנט ל 500 מ&quot;ל / דקה בבקר המוני אחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות התוכנה (ראה טבלה של חומרים ), תוכנית ההליך לנהל 500 מ&quot;ל ריח הריח. </li></ol> 2. הכנת פתרונות חומצה Palmitoleic חומצה עבור משלוח הערה: ORNs מגיבים הן לחומצה cis והן לחומצה טרנס- פאלמטולית. כמו חומצה palmitoleic אינו יציב ב RT, מניות מאוחסנים ב -20 מעלות צלזיוס, ומשמשים בתוך חודש לאחר הפתיחה. אתנול הוא ממס של בחירה עבור חומצה palmitoleic. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במיקסר מערבולת לערבב ביסודיות 10 μL של cis- או טרנס מניות חומצה palmitoleic או דילולים עם 90 μL של 100% אתנול עבור דילולים סדרתי של פי עשרה 1.7 microtubes מ&quot;ל. הכן דילולים חומצה palmitoleic טריים מדי יום לפני ניסויים ושימוש בתוך יום. הערה: עבור odorants שאינם מסיסים באתנול, בקבוקון זכוכית מומלץ להכנת דילולים ריח עם סוגים אחרים של ממיסים אורגניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות micropipette P10, להחיל 5 μL של פתרונות חומצה CIS -palmitoleic של דילולים הרצוי על נייר הסינון בכל מחסנית המתאימה. הערה: המינון הגבוה ביותר (10 -1 ) מכיל 450 מיקרוגרם של המתחם. עבור פתרונות חומצה טרנס- חומצתית, יש ליישם 4.5 μL במקום כך המינון הגבוה ביותר (10 -1 ) מכיל גם 450 מיקרוגרם של tהוא מורכב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לגמרי להתאדות הממס, במקום מחסניות חומצה palmitoleic ב desiccator ואקום עבור 1 שעה ב RT ו 7.59 mmHg של לחץ. הערה: ניתן להשתמש במחסניות עד 4 שעות ב - RT. </li></ol> 3. הכנת תסיסנית עבור גישה מוכנה AT4 Sensilla עבור הקלטות אלקטרו vivo הערה: זבובים WT (ברלין) הם גידלו בינוני תירס רגיל ב 25 מעלות צלזיוס במחזור כהה 12:12. עם זאת, הזבובים מופרדים במין לקבוצות של עשרה, לפיו הם שוכנים עד גיל 7. Or47s ב זבובים זכר ונקבות להגיב חומצה palmitoleic. לפשטות, רק זבובים גברים נבדקים במחקר הנוכחי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב שקופית זבוב הכנה: על שקופית זכוכית, במקום coverslip זכוכית (18 x 18 מ&quot;מ 2 ) על כמות קטנה של חימר דוגמנות, להרכיב זווית 3 ° ~ עם שקופיות הזכוכית. מקם קלטת דו צדדית על הקצה הפנימיDge של coverslip ועל השטח של השקופית מיד מתחת. החלף עם סרט חדש עבור כל יום של הקלטה ( איור 2 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש aspirator לטוס 15 כדי לאסוף את זבוב עניין צינורות ולאחר מכן להתאים קצה פיפטה 200 μL מעל סוף הצינור. בו זמנית מזנק את הצינור קדימה תוך נושבת אוויר לתוך הצינור לדחוף את הזבוב עד קצה קצה פיפטה. השתמש בסכין גילוח לחתוך ממש מתחת לגוף של זבוב 2 אורכים ראשי מעל לטוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טמפ את החלק התחתון של קצה פיפטה עם חימר דוגמנות, דוחפים את הזבוב כלפי מעלה עד שתי האנטנות ואת clypeus נחשפים ( איור 2 ב ). כדי למנוע להרוג את הזבוב, להוסיף רק מספיק חומר כדי לחשוף את האנטנות ואת aristae, כמו זה מונע את הבטן של הזבוב מלהיות מרוסק. יתר על כן, להוסיף טיט לאט בעדינות כדי למנוע כל התכווצות פתאומית. ודא כי הוא זבוב חי על ידי בדיקת antennalאו תנועת חוטם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מלקחיים לתמרן את קצה פיפטה כי הבתים זבוב. אוריינט את הראש כך clypeus פונה ימינה של הצופה. התאם את הכנה לאורך coverslip באמצעות מלקחיים בסדר עד הצד הצדדי של האנטנה מונח על משטח coverslip מוקלט ( איור 2 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים מוט אחיזה על arista כדי לאבטח את האנטנה לקלטת דו צדדית כדי למנוע תנועה ( איור 2 ב ). הערה: מוט ההחזקה הוא משך זכוכית borosilicate נימי עם משיכה פיפטה והחזיק במיקום עם חימר דוגמנות ( איור 2 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכנה על הבמה של המתקן ( איור 2 ג ). באמצעות המיקרוסקופ, ודא כי הטריכוידים נראים לאורך קצה דיסטלי לרוחב של החלק השלישי של האנטנה. הערה: באופן אידיאלי, את sensilla צריך להיות ברור צללית על רקע, אשר מפשט שלהם<html> זיהוי ומקלה הקלטה ( איור 3 ). בהכנה זו, רוב הטריכואיד הטריכואיד הנגיש הם מסוג AT4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור על הכנה תחת זרימת אוויר humidified קבוע (2 L / min) נמסר דרך צינור אספקת אוויר נפרד ממרחק של כ 2 ס&quot;מ מן הכנה ( איור 4 ), כמתואר בעבר 2 , 15 . </li></ol> 4. הקלטה של ​​פעילות סנסילום ב 4 ORNs ORNs ב 4 Trichoids בתגובה חומצה Palmitoleic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את האלקטרודה התייחסות לתוך clypeus ( איור 3 א ). כדי למנוע נזק לרקמות, ודא כי האלקטרודה מוכנס ממש מתחת לפני השטח, שם הוא יכול ליצור קשר עם hemolymph תחת לציפורן, עם תנועה מהירה וחלק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להנמיך את האלקטרודה ההקלטה לאט לאט זה נכנס למישור זהה של נוף כמו sensillum היעד (= &quot;Xfig&quot;&gt; איור 3 ב). שיא תחת עדשה אובייקטיבית 50X. הערה: לציפורן trichoidal קשה מחייב הכנסת אלקטרודה ההקלטה לבסיס sensillar, אשר אזור רחב יותר מספק יעד גדול יותר אשר מקטין את הסבירות כי האלקטרודה הוא הסיר משם ( איור 3 ב , inset). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני החלת גירויים ריח על סנסילום, לבחון את הקריטריונים הבאים הבחירה; כל טריכאיד לא עומד בסטנדרטים אלה צריך להידחות סנסילום אחר נבחר במקום. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב יחס אות לרעש גבוה (ראה איור 3 ג לדוגמה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבחון קוצים מזוהים מ ב 4A ו נוירונים ב 4C ( איור 3 ג ). הערה: הערה, משרעת ספייק ב 4B נראה דומה מאוד ב 4A 10 ולא ניתן לזהות בקלות ללא גירוי ריח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימו לב כי קצב הירי הבסיסי של נוירונים ב 4A הואסביב או מתחת 20 הרץ. הערה: קריטריון זה הוא ספציפי עבור at4A כי קצב הירי הבסיסי עבור הנוירון הוא גבוה יותר מזה של ORNs בסיסי 2 . ירי ביזי גבוה הרבה יותר מציין כי הנוירונים ייתכן שנפגעו במהלך הכניסה אלקטרודה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את המחסנית לצינור אספקת האדים. התחל עם שליטה ממס ואז את odorants, מ נמוך עד ריכוז גבוה. השתמש micromanipulator לתמרן את המחסנית לקראת הכנה תוך מכוון את המחסנית ישירות בראש הכנה. ודא כי המחסנית מכוונת ישירות לאנטנה ( איור 4 ) ממרחק של מילימטרים ספורים. הערה: המטרה היא לכוון את פתיחת המחסנית ישירות לאנטנה ולמקם אותה בקרבת רקמת היעד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא כי מחסנית odorant מופרד האלקטרודה ההקלטה בצד ימין שלה על ידי 1 - 2 מ&quot;מ ו מן לטוס מראשP שקופית מתחת כ 1 מ&quot;מ. הערה: בהתקנה המתוארת כאן, מחסנית אודורנט הוא גובל מקרוב על ידי האלקטרודה הקלטה, האלקטרודה התייחסות, ואת זבוב הכנה זבוב ( איור 4 ). הערה: שימו לב למרחק שבין המחסנית לבין האלקטרודות של ההקלטה / הפניה. במרחק של כ 4 מ&quot;מ מומלץ 1. מגע לא מכוון עלול לסיים את האות ולשבור את קצה האלקטרודה הקלטה, פגיעה נוירון הנוכחי מסובך הקלטות נוספות. הערה: שקול את המרחק המפריד בין המחסנית לבין השקופית הזזה. נגיעה coverslip עשוי גם לבטל את האלקטרודה הקלטה כדי לשבש את ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &quot;שיא&quot; בתוכנה רכישת נתונים כדי להתחיל את ההקלטה. הערה: עבור כל הקלטה של ​​10 שניות, דופק יחיד של 500 מילישניות מועבר ישירות לאנטנה, כמתואר בשלב 1.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר יישום אודורנט,הסר בזהירות את המחסנית לפני החלפתה במחסנית של הריכוז הבא הגבוה ביותר. המשך עד לקבלת טווח המינון כולו. הערה: מומלץ כי רק ORN אחד OR47b נרשם מכל זבוב, כדי למנוע כל ההשפעות האפשריות של הסתגלות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לשטוף את האלקטרודה הקלטה עם מים מזוקקים לאחר סיום הקלטה עבור היום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח וניתוח הנתונים באמצעות תוכנת ניתוח זמין באופן לא מקוון זמין מסחרית. </li></ol>

<ol>
	<li>Lin, H. -. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+modulation+of+pheromone+detection+enhances+male+courtship+success.">Hormonal modulation of pheromone detection enhances male courtship success.</a> Neuron. 90 (6), 1272-1285 (2016).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125 (1), 143-160 (2006).</li><li>Silbering, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complementary+function+and+integrated+wiring+of+the+evolutionarily+distinct+Drosophila+olfactory+subsystems.">Complementary function and integrated wiring of the evolutionarily distinct Drosophila olfactory subsystems.</a> J Neurosci. 31 (38), 13357-13375 (2011).</li><li>Min, S., Ai, M., Shin, S. A., Suh, G. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dedicated+olfactory+neurons+mediating+attraction+behavior+to+ammonia+and+amines+in+Drosophila.">Dedicated olfactory neurons mediating attraction behavior to ammonia and amines in Drosophila.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 110, 1321-1329 (2013).</li><li>Kurtovic, A., Widmer, A., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+class+of+olfactory+neurons+mediates+behavioural+responses+to+a+Drosophila+sex+pheromone.">A single class of olfactory neurons mediates behavioural responses to a Drosophila sex pheromone.</a> Nature. 446 (7135), 542-546 (2007).</li><li>Van der Goes van Naters, W., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptors+and+neurons+for+fly+odors+in+Drosophila.">Receptors and neurons for fly odors in Drosophila.</a> Curr Biol. 17, 606-612 (2007).</li><li>Schlief, M. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+processing+and+behavior+downstream+from+highly+selective+receptor+neurons.">Olfactory processing and behavior downstream from highly selective receptor neurons.</a> Nat Neurosci. 10 (5), 623-630 (2007).</li><li>Laughlin, J. D., Ha, T. S., Jones, D. N. M., Smith, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Pheromone-sensitive+neurons+is+mediated+by+conformational+activation+of+pheromone-binding+protein.">Activation of Pheromone-sensitive neurons is mediated by conformational activation of pheromone-binding protein.</a> Cell. 133 (7), 1255-1265 (2008).</li><li>Gomez-Diaz, C., Reina, J. H., Cambillau, C., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligands+for+pheromone-sensing+neurons+are+not+conformationally+activated+odorant+binding+proteins.">Ligands for pheromone-sensing neurons are not conformationally activated odorant binding proteins.</a> PLoS Biol. 11 (4), e1001546 (2013).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromones+mediating+copulation+and+attraction+in+Drosophila.">Pheromones mediating copulation and attraction in Drosophila.</a> Proc Nat Acad USA. 112, 2829-2835 (2015).</li><li>Cappa, C. D., Lovejoy, E. R., Ravishankara, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaporation+rates+and+vapor+pressures+of+the+even-numbered+C8-C18monocarboxylic+acids.">Evaporation rates and vapor pressures of the even-numbered C8-C18monocarboxylic acids.</a> J Phys Chem A. 112 (17), 3959-3964 (2008).</li><li>Kimura, K. -. I., Sato, C., Yamamoto, K., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+the+back+or+front:+the+courtship+position+is+a+matter+of+smell+and+sight+in+Drosophila+melanogaster+males.">From the back or front: the courtship position is a matter of smell and sight in Drosophila melanogaster males.</a> J Neurogenet. 29 (1), 18-22 (2015).</li><li>Grosjean, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+olfactory+receptor+for+food-derived+odours+promotes+male+courtship+in+Drosophila.">An olfactory receptor for food-derived odours promotes male courtship in Drosophila.</a> Nature. 478 (7368), 236-240 (2011).</li><li>Wang, J. W., Wong, A. M., Flores, J., Vosshall, L. B., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+calcium+imaging+reveals+an+odor-evoked+map+of+activity+in+the+fly+brain.">Two-photon calcium imaging reveals an odor-evoked map of activity in the fly brain.</a> Cell. 112 (2), 271-282 (2003).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1-e5 (2010).</li></ol>

למחברים אין מה לחשוף.

כאן, תיארנו הליך שבו תשובות של ORNs ORNs לחומצה palmitoleic יכול להיות המושרה בחוזקה נרשמה. שינינו שיטת קונבנציונאלי ארוכת טווח משלוח ריח 2 , 7 , 10 כדי לפתור את הבעיה של משלוח pheromone מספיק odorant. התייחסנו לסוגיית התנודתיות הזעירה ע?...

<html> תסיסנית ORNs מגיבים למספר עצום של odorants, עם מגוון רחב של שרשרת פחמן אורכים מגוון רחב של קבוצות פונקציונליות, כולל אסטרים, אלכוהול, קטונים, lactones, aldehydes, terpenes, חומצות אורגניות, אמינים, תרכובות גופרית, heterocyclics, ארומטיים 2 , 3 . ריחנים שונים התכונות הפיסיקוכימיות שלהם יכול להיות שונים volatilities שונים, המצוין על ידי לחץ אדי של המתחם. יש לציין כי ריחות ביולוגיים רלוונטיים עבור תסיסנית melanogaster שונים מאוד בתנודתיות שלהם. לדוגמה, Ir92a ORNs מגיבים לאמוניה 4 , שהיא תנודתית מאוד, עם לחץ אדי של 6,432 מ&quot;מ כספית ב 20 ° C. לעומת זאת, OR67d ORNs מגיבים על פרומון זכר, cis- acenate אצטט ( c VA) 5 , 6 , לחץ אדים של אשר 43 מ&quot;מ כספית ב 20 ° C. &quot;Ove_content&quot;&gt; בדיקת תגובת הריח ל odorants של תנודתיות נמוכה היא מאתגרת במיוחד עם שיטות קונבנציונאלי משלוח ריח, שבו odorants מועברים באמצעות זרם האוויר המוביל על מרחק ארוך יחסית ( כלומר כמה סנטימטרים ).ככזה, דיווחים חוש הריח דיווח אל odorant נמוך התנודתיות נתונה יכול להשתנות במידה רבה, בהתאם לעיצוב של המערכת-המסירה ריח לדוגמא, התגובה המדווחת של Or67d ORNs למינון גבוה של ג VA נע בין ~ 40 7 -.&gt; 200 קוצים / s 6 . יתר על כן, המשלוח היעיל של VA ג עם שיטות משלוח קונבנציונליות מיוחס צפוי תוצאות false-negative, מוביל לפרשנות כי ג VA כשלעצמו אינו מספיק כדי להפעיל Or67d ORNs 8. פרשנות זו נתערערה מאוחר יותר על ידי מחקר אחר באמצעות לטווח קצר שיטת הריח משלוח 9. זה אימפרה ולכןTive לפתח מערכת ריח ריאה חזקה להצגת יעיל של odorants של תנודתיות נמוכה. לאחרונה, זיהינו כמה שרשרת ארוכה של חומצות שומן קורטיקולרי כמו ligands עבור OR47s ORNs. הם שוכנו סוג 4 Antennal Trichoid Sensillum (ב 4). בין שרשרת ארוכה של חומצות ריח odorants, מצאנו כי חומצה palmitoleic פונקציות כמו fheromone אפרודיזיאק כי מקדם החיזור הגברי על ידי הפעלת OR47b ORNs 1 . עם זאת, במחקר אחר המשתמש בשיטה של ​​מתן ריחות קונבנציונאלי, מתיל לוראטי הוצג כדי לעורר תגובות של ORNs OR47, בעוד חומצה palmitoleic עורר שום תגובה כאשר הוצגו מאותו המרחק 10 . בהשוואה ג VA, חומצות שומן ארוכות-שרשרת הן אפילו פחות תנודתי, עם לחצים אדי פחות מ 0.001 מ&quot;מ כספית על 25 מעלות צלזיוס 11. התנודתיות הנמוכה מטבען של ריחות חומצות שומן ארוכות שרשרת, המונעת הצגה יעילה לאנטנה דרךקונבנציונאלי משלוח מערכות ריח, סביר להניח את התוצאות שליליות שווא 10 . חוסר עקביות זה מדגיש את חוסר הקליטה של ​​מערכות ריחות קונבנציונאליים בהצגת ריחות נדיפים. הוכח בעבר כי המסירה האפקטיבית של ריחות זבוביים טסים דורשת קרבה בין מקור הריח לבין רקמת היעד 6 . לכן, כדי לאפיין באופן מלא את ההשפעות של pheromones פעיל ביולוגית תוך מחקה את המרחק שבו הם עשויים להיתקל על ידי זבובי פירות בטבע 12 , 13 , הסכמנו כי המרחק המינימלי חייב להיות נתון בעדיפות גבוהה בהליך שלנו. השיטה שלנו מחזיקה יתרונות נוספים, כולל תאימות עם סטנדרטי electrophysiology טכניקות. קיימים מראש setups סטנדרטי דורשים שינוי מינימלי כדי להתאים את הפרוטוקול הזה, ואת רוב הצעדים SSR דורשים רק התאמות קלות. זֶההופך את הטכניקה שלנו נגיש לחוקרים מנוסים SSR. יתר על כן, הטכניקה שלנו מאפשרת הצגה של odorants בתזוזות נמוכה עם התחלה חדה וקיזוז, מתאם מתן תמריצים עם התגובה העצבית. לבסוף, פריסת החומרה מאפשרת חילופי מהיר בין מחסניות odorant, המאיץ איסוף נתונים על פני טווח המינון הרצוי. אנו מתחילים על ידי סקירת הכנת הפניה אלקטרודות הקלטה, תמיסת Hemolymph-Adult למבוגרים (AHL) פתרון, מחסניות משלוח אודורנט, ואת olfactometer המקביל. לאחר מכן אנו דנים בהכנה של פתרונות חומצה palmitoleic odorant, ואחריו הכנת זבוב להקליט. אנו ממשיכים לשקול את הקריטריונים לבחירת סנסילום טריכואיד כדי להקליט ולבחון מקרוב את המיקום של מחסנית אודורנט לפני הצגת נתונים נציג רכשה באמצעות שיטה זו. לבסוף, אנו מסיקים על ידי בחינת יישומים שימושיים של techniq זהאו, כמה נתקלו בבעיות, ואת הפתרונות שלהם.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Prep Setup &amp;amp; Miscellaneous Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller Instrument&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>P97</td><td>Pipette Puller</td></tr><tr><td>Borosilicate Glass Capillaries</td><td>World Precision Instruments&lt;br/&gt; Sarasota FL USA</td><td>1B100F-4</td><td>to make holding rods</td></tr><tr><td>Aluminosilicate Glass Capillaries&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>AF100-64-10</td><td>to make electrodes</td></tr><tr><td>Superfrost Microscope Slides</td><td>Fisher Scientific&lt;br/&gt; Pittsburgh PA USA</td><td>12-550-143</td><td>for fly-prep station</td></tr><tr><td>Permanent Double Sided Tape</td><td>Scotch&lt;br/&gt; St. Paul MN USA</td><td>NA</td><td>for fly-prep station</td></tr><tr><td>Upright microscope</td><td>Olympus&lt;br/&gt; Shinjuku Tokyo Japan</td><td>BX51</td><td>for recording rig</td></tr><tr><td>Plastalina modeling clay</td><td>Van Aken&lt;br/&gt; North Charleston SC USA</td><td>B0019QZMQQ</td><td>for prep station and to stablize the holding rod</td></tr><tr><td>Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Unit with SFCA Membrane, 0.45 mm</td><td>Nalgene&lt;br/&gt; Rochester NY USA</td><td>#156-4045</td><td>to sterilize AHL solution</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Cartridge Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;micro;L pipette tip&amp;nbsp;</td><td>VWR&lt;br/&gt; Radnor PA USA</td><td>53508-810</td><td>to make odor cartridges and fly prep</td></tr><tr><td>Filter Paper</td><td>Whatman&lt;br/&gt; Maidstone Kent UK</td><td>740-E</td><td>to make odor cartridges&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vacuum Desiccator&amp;nbsp;</td><td>Cole-Parmer&lt;br/&gt; Vernon Hills IL USA</td><td>VX-06514-30</td><td>to vaporize ethanol solvent</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Odorant Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cis-palmitoleic acid</td><td>Cayman Chemical&lt;br/&gt; Ann Arbor MI USA</td><td>#10009871 (CAS # 373-49-9)</td><td>Or47b odorant</td></tr><tr><td>trans-palmitoleic acid</td><td>Cayman Chemical&lt;br/&gt; Ann Arbor MI USA</td><td>#9001798 (CAS # 10030-73-6)</td><td>Or47b odorant</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Spectrum Chemical MFG.&amp;nbsp;&lt;br/&gt; New Brunswick NJ USA</td><td>E1028-500MLGL</td><td>to dilute palmitoleic acid&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Rig Setup Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Odorant Cartridge Micromanipulator</td><td>Siskiyou&lt;br/&gt; Grants Pass OR USA</td><td>MX130R</td><td>to position the olfactometer</td></tr><tr><td>Flow Vision software&amp;nbsp;</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>FLOWVISIONSC</td><td>software to control flow rate</td></tr><tr><td>Mass Controller</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>MC-2SLPM-D</td><td>to control the flow rate for humidified air</td></tr><tr><td>Mass Controller</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>MC-500SCCM-D</td><td>to control the flow rate for odor stimulation</td></tr><tr><td>Clampex</td><td>Molecular Devices&lt;br/&gt; Sunnyvale CA USA</td><td>Ver. 10.4</td><td>Data acquisition software</td></tr><tr><td>Air delivery tube</td><td>Ace Glass&lt;br/&gt; Vineland NJ USA</td><td>8802-936&amp;nbsp;</td><td>to deliver humidified air</td></tr><tr><td>50X objective lens&amp;nbsp;</td><td>Olympus&lt;br/&gt; Shinjuku Tokyo Japan</td><td>LMPLFL50X</td><td>recording rig</td></tr><tr><td>Clampfit 10</td><td>Molecular Devices&lt;br/&gt; Sunnyvale CA USA</td><td>Ver. 10.4</td><td>software for spike analysis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Igor Pro 6</td><td>WaveMetrics&lt;br/&gt; Lake Oswego OR USA</td><td>Ver. 6.37</td><td>software for data analysis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Audio Monitor</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>NPIEXB-AUDIS-08B</td><td>Aurally reports individual spikes</td></tr><tr><td>Extracellular Amplifier</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>NPIEXT-02F</td><td>to increase the amplitude of electrical signals</td></tr><tr><td>Valve Controller</td><td>Warner Instruments&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>VC-8</td><td>to control the opening of the valve for odor stimulation</td></tr><tr><td>Recording Electrode Micromanipulator</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>MP-285</td><td>to position recording electrode</td></tr><tr><td>Headstage Amplifier</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>EQ-16.0008</td><td>to increase the amplitude of electrical signals</td></tr><tr><td>Oscilloscope</td><td>Tektronix&lt;br/&gt; Beaverton OR USA</td><td>TDS2000C</td><td>Visual report of individual spikes</td></tr></tbody></table>

electrophysiological recording from drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility

חרקים מסתמכים על חוש הריח שלהם כדי להנחות מגוון רחב של התנהגויות קריטי להישרדות שלהם, כגון חיפוש מזון, הימנעות טורף, oviposition, והזדווגות. כימיקלים רבים של תנודות משתנות זוהו כמו ריחות טבעיים המפעילים חרק חוש הריח נוירונים קולטן (ORNs). עם זאת, לימוד תגובות חוש הריח כדי odorants התנודתיות נמוכה כבר הקשו על ידי חוסר היכולת להציג ביעילות גירויים כאלה באמצעות שיטות קונבנציונאלי משלוח ריח. כאן, אנו מתארים הליך המאפשר את ההצגה האפקטיבית של odorants נמוך התנודות עבור vivo יחיד Sensillum הקלטה (SSR). על ידי מזעור המרחק בין מקור הריח לבין רקמת המטרה, שיטה זו מאפשרת יישום של ריחות ביולוגיים בולטים אך לא נגישים עד כה, כולל חומצה palmitoleic, פרומון גירוי עם אפקט הפגינו על ORNs המעורבים חיזור התנהגות ההזדווגות 1 .ההליך שלנו ובכך מציע שדרה חדשה assay שורה של ריח odorants נמוכה לחקר olfaction חרקים תקשורת pheromone.

הטכניקה שלנו יושמה בהצלחה כדי לקבוע את היעילות היחסית של טרנס ( איור 5 א ) לעומת CIS ( איור 5 ב ) איזומרים של חומצה palmitoleic. הנתונים הייצוגיים שלנו מדגימים כי חומצה טרנס- פאלמיטולית היא ליגנד יעיל יותר עבור ORNs ...

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility at JoVE.com

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

המטרה הכוללת של פרוטוקול זה היא להדגים כיצד להציג odorants של התנודתיות נמוכה להקלטת single-sensillum מ נוירונים קולטן תסיסנית חוש הריח המגיבים שרשרת פרומונים ארוכים שרשרת.

הקלטה אלקטרופיזיולוגית מ<em&gt; תסיסנית</em&gt; Trichoid Sensilla בתגובה ריחות של תנודתיות נמוכה

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-trichoid-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

8.8K Views.  University of California San Diego.  המטרה הכוללת של פרוטוקול זה היא להדגים כיצד להציג odorants של התנודתיות נמוכה להקלטת single-sensillum מ נוירונים קולטן תסיסנית חוש הריח המגיבים שרשרת פרומונים ארוכים שרשרת. 

Video: Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biology

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

סידן הדמיה של ריח עוררו התגובות תסיסנית מחושים האונה

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

הקלטת אלקטרו מ<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Labellar טעם Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila express gustatory receptors1,2, ion channels3-6, and ionotropic receptors7 that are involved in the detection of volatile and non-volatile sensory cues. These neurons directly contact tastants such as food, noxious substances and pheromones and therefore influence many complex behaviors such as feeding, egg-laying and mating. Electrode recordings and calcium imaging have been widely used in insects to quantify the neuronal responses evoked by these tastants. However, electrophysiology requires specialized equipment and obtaining measurements from a single taste sensillum can be technically challenging depending on the cell-type, size, and position. In addition, single neuron resolution in Drosophila can be difficult to achieve since taste sensilla house more than one type of chemosensory neuron. The live calcium imaging method described here allows responses of single gustatory neurons in live flies to be measured. This method is especially suitable for imaging neuronal responses to lipid pheromones and other ligand types that have low solubility in water-based solvents.

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

מדידת תגובות פיזיולוגיות של<em&gt; תסיסנית</em&gt; עצב סנסורי כדי ליפידים פרומונים שימוש סידן הדמיה חיה

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

Immunology and Infection

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

כימות ברזולוציה גבוהה של התנהגות מודרכת ריח<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; שימוש ב<em&gt; Flywalk</em&gt; פרדיגמה

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

שיטת אלקטרו עבור תגובות מתח תאיים הקלטה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; קולטני אור ו interneurons יאירו גירויים<em&gt; In vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

התנהגויות חוש הריח assayed ידי מעקב ממוחשב של<em&gt; תסיסנית</em&gt; בתוך אולפקטומטר ארבעה-רביע

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

Sensillum אחת ההקלטות של ארבה משוש Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

שיטה חדשנית לניתוח משופר של פעילות נוירוני טעם חרקים

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

מחבר זרקור: התקדמות בכימותרפיה – מקולטני ריח חרקים לרנ"א לא מקודד

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

הקלטת בסיס: טכניקה לניתוח תגובות של נוירוני טעם בדרוזופילה

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

הקלטה אלקטרופיזיולוגית מ

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

סידן הדמיה של ריח עוררו התגובות תסיסנית מחושים האונה

הקלטת אלקטרו מ

מדידת תגובות פיזיולוגיות של

כימות ברזולוציה גבוהה של התנהגות מודרכת ריח

שיטת אלקטרו עבור תגובות מתח תאיים הקלטה של

התנהגויות חוש הריח assayed ידי מעקב ממוחשב של

Sensillum אחת ההקלטות של ארבה משוש Sensilla Basiconica

הקלטת בסיס: טכניקה לניתוח תגובות של נוירוני טעם בדרוזופילה