نشكر يي تشانغ للمساعدة في آثار عينة و تين كي تسانغ للمساعدة في الصور. وأيد هذا العمل من قبل مؤسسة راي توماس إدواردز جائزة الوظيفي المبكر ومنح المعاهد الوطنية للصحة (R01DC015519) إلى C.-يس والمنح المعاهد الوطنية للصحة (R01DC009597 و R01DK092640) ل جو

1. إعداد الأجهزة ل at4 تسجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام أداة ماصة مجتذب لإعداد أقطاب مع الشعيرات الدموية الزجاج ألومينوسيليكات (أود 1.0 ملم، إد 0.64 ملم). حادة غيض من القطب إشارة قليلا مع زوج من ملقط غرامة لتسهيل الإدراج في كليبيوس من الطاير ( أي لوحة مدورة في الجزء الأمامي من رئيس ذبابة، فوق الفم). ملاحظة: تم استخدام الذكور وت البالغ من العمر 7 أيام (برلين) في هذه الدراسة. استخدام أهل محلول ملحي 14 كما بالكهرباء لكلا الأقطاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 1 L من AHL عن طريق خلط 900 مل من الماء المقطر مع 6.312 غرام من كلوريد الصوديوم، 0.373 غرام من بوكل، 0.337 غرام من NaHCO 3، 0.1120 غرام من ناه 2 PO 4، 1.892 غرام من طرهالوز ּ 2 H 2 O، 3.423 غرام من السكروز، 1.192 غرام من هيبيس، و 8.2 مل من 1M مغكل 2 . باستخدام الماء المقطر، وجلب الحجم الإجمالي يصل إلى 1 L. جلب الرقم الهيدروجيني إلى 7.4 باستخدام 1 N هيدروكسيد الصوديوم وتعقيم الحل معفراغ-- يحركها نظام تصفية. للتخزين على المدى الطويل، والحفاظ على أليكوتس أهل في 4 درجات مئوية. ملاحظة: تسليم متسقة من حمض بالميتوليك تتوقف على التوحيد بين خراطيش. فمن الأهمية بمكان أن يتم تجميع كل خرطوشة بطريقة استنساخه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شفرة حلاقة، إزالة 0.9 سم من غيض من 200 ميكرولتر ماصة طرف لإنشاء أول خرطوشة القسم، قياس 4.1 سم؛ الرجوع إلى أبعاد مفصلة في الشكل 1A . استخدام آخر 200 ميكرولتر ماصة طرف وإزالة 1.7 سم و 1.5 سم من طرف والقاعدة، على التوالي، لإنشاء قسم خرطوشة الثاني، وقياس 1.8 سم ( الشكل 1A ). استخدام مسطرة لضمان استنساخه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ⅛ &quot;ثقب الناخس لقطع أقراص من ورقة الترشيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدم ملقط لوضع قرص ورق الترشيح في طرف قسم الخرطوشة الثاني. تأكيد بصريا أن هناك فتحة في طرف خرطوشة التي يمكن أن تمر الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق مقاطع خرطوشة الأولى والثانية معا، كما هو مبين في الشكل 1A . زاوية قسم خرطوشة الثاني النزولي لتسهيل ساحة تهدف إلى الإعدادية ( الشكل 1B ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل خرطوشة مع أنبوب تسليم الرائحة، التي شنت على ميكرومانيبولاتور. ملاحظة: هذا التصميم يسمح خرطوشة لتكون سويفلد الخارج لتسهيل تبادل ( الشكل 1C ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين تدفق الهواء ترطيب مستمر إلى 2 لتر / دقيقة في وحدة تحكم كتلة واحدة وتدفق الرائحة إلى 500 مل / دقيقة في وحدة تحكم كتلة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام البرنامج (انظر جدول المواد )، برنامج الإجراء لإدارة نفخة رائحة مس 500. </li></ol> 2. إعداد بالميتوليك حمض أودورانت حلول للتسليم ملاحظة: Or47b ORNs الرد على كل من رابطة الدول المستقلة - وحمض -palmitoleic غير المشبعة. كما حمض بالميتوليك غير مستقر في RT، يتم تخزين الأسهم في -20 درجة مئوية وتستخدم في غضون شهر عند الافتتاح. الإيثانول هو المذيب المفضل للحمض بالميتوليك. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام خلاط دوامة لخلط بدقة 10 ميكرولتر من المخزونات cis- أو ترانس- بالميتوليك حمض أو التخفيفات مع 90 ميكرولتر من الايثانول بنسبة 100٪ لمدة 10 أضعاف التخفيفات المسلسل في 1.7 مل ميكروتوبس. إعداد التخفيفات حمض بالميتوليك جديدة يوميا قبل التجارب واستخدامها في غضون يوم واحد. ملاحظة: ل أودورانتس التي ليست قابلة للذوبان في الإيثانول، ويوصى قنينة زجاجية لإعداد التخفيفات رائحة مع أنواع أخرى من المذيبات العضوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ميكروبيبيت P10، وتطبيق 5 ميكرولتر من رابطة الدول المستقلة حلول حمض -palmitoleic من التخفيفات المطلوب لورق الترشيح في كل خرطوشة المقابلة. ملاحظة: أعلى جرعة (10 -1 ) يحتوي على 450 ميكروغرام من المركب. بالنسبة للحلول حمض عبر -ibmitoleic، وتطبيق 4.5 ميكرولتر بدلا من ذلك بحيث يحتوي على أعلى جرعة (10 -1 ) أيضا 450 ميكروغرام من رانه مجمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتتبخر تماما المذيبات، ووضع خراطيش حمض بالميتوليك في مجفف المجفف لمدة 1 ساعة في رت و 7.59 ملم زئبقي من الضغط. ملاحظة: خراطيش يمكن استخدامها لمدة تصل إلى 4 ساعات في رت. </li></ol> 3. إعداد ذبابة الفاكهة للوصول جاهز ل at4 سنسيلا لفي فيفو التسجيلات الكهربية ملاحظة: يتم تربة الذباب وت (برلين) في وسط الذرة المتوسطة في 25 درجة مئوية في دورة 1212 ضوء الظلام. عند الانفصال، يتم فصل الذباب حسب الجنس إلى مجموعات من عشرة، حيث يتم تجميعها حتى 7 د من العمر. OR47b أورنس في الذباب الذكور والإناث على حد سواء تستجيب لحمض بالميتوليك. وللتبسيط، يتم فحص الذباب الذكري فقط في الدراسة الحالية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع شريحة الطيران الإعدادية: على شريحة زجاجية، ووضع ساترة الزجاج (18 × 18 ملم 2 ) على كمية صغيرة من الطين النمذجة، وتشكيل ~ 3 درجة زاوية مع شريحة زجاجية. وضع الشريط على الوجهين على البريد الداخليدج من ساترة وعلى منطقة الشريحة أدناه مباشرة. استبدال مع شريط جديد لكل يوم من تسجيل ( الشكل 2A ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الشافطة يطير 15 لجمع ذبابة من الفائدة في الأنابيب ومن ثم تناسب 200 ماصة ميكرولتر طرف على نهاية الأنبوب. في وقت واحد نفض الغبار أنبوب إلى الأمام في حين تهب الهواء في أنبوب لدفع الطاير إلى نهاية طرف ماصة. استخدام شفرة حلاقة لقطع فقط تحت الجسم من الطاير و 2 رؤساء أطوال فوق الطاير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تامب الجزء السفلي من طرف ماصة مع الطين النمذجة، ودفع يطير إلى أعلى حتى يتعرض كل من هوائيات و كوليوس ( الشكل 2B ). لتجنب قتل الذبابة، إضافة فقط ما يكفي من الطين لفضح هوائيات و أريستاي، وهذا يمنع البطن من يطير من سحق. وعلاوة على ذلك، إضافة الطين ببطء وبلطف لمنع أي انقباض مفاجئ. تأكد من أن الطاير على قيد الحياة عن طريق التحقق من أنتينالأو حركة بروبوسيس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط للمناورة طرف ماصة الذي يطير. توجيه الرأس بحيث تواجه كليبينوس إلى يمين المراقب. ضبط الإعدادية على طول ساترة باستخدام ملقط غرامة حتى الجانب الجانبي للهوائي يكمن على سطح ساترة مسجلة ( الشكل 2B ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قضيب عقد على أريستا لتأمين الهوائي إلى الشريط على الوجهين لمنع الحركة ( الشكل 2B ). ملاحظة: يتم سحب قضيب عقد من الزجاج البورسليكات الشعرية مع مجتذب ماصة وعقد في موقف مع الطين النمذجة ( الشكل 2A ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الإعدادية على مرحلة تلاعب ( الشكل 2C ). باستخدام المجهر، تأكد من أن تريتشويدس مرئية على طول الحافة البعيدة الوحشية للجزء الثالث من الهوائي. ملاحظة: من الناحية المثالية، يجب أن تكون ظلية سنسيلا بوضوح ضد الخلفية، مما يبسط لهم<html> وتحديد وتسهيل تسجيل ( الشكل 3 ). في هذا التحضير، فإن غالبية سنسيلا خندقية يمكن الوصول إليها هي من نوع at4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبقاء الإعدادية تحت تدفق الهواء ترطيب مستمر (2 لتر / دقيقة) تسليمها عن طريق أنبوب منفصل تسليم الهواء من مسافة حوالي 2 سم من الإعدادية ( الشكل 4 )، كما هو موضح سابقا 2 ، 15 . </li></ol> 4. تسجيل في النشاط 4 سينسيلوم من أورنس أور 47b في AT4 تريشوادس في الاستجابة لحمض بالميتوليك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج القطب المرجعي في كوليوس ( الشكل 3A ). لتجنب تلف الأنسجة، تأكد من أن يتم إدراج القطب أسفل السطح مباشرة، حيث يمكن الاتصال الدملمف تحت بشرة، مع حركة سريعة وسلسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض القطب تسجيل ببطء ببطء يدخل نفس الطائرة من وجهة نظر كما سينسيلوم الهدف (= &quot;زفيغ&quot;&gt; الشكل 3B). سجل تحت عدسة الهدف 50X. ملاحظة: إهاب تريتشويدال صعبة يتطلب إدخال القطب تسجيل في قاعدة سينزيلار، الذي يوفر مساحة أوسع هدف أكبر أن يقلل من احتمال أن انحرف الكهربائي بعيدا ( الشكل 3B ، أقحم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تطبيق المحفزات رائحة إلى سينسيلوم، ومراقبة معايير الاختيار التالية. ينبغي رفض أي خندقية فشل في تلبية هذه المعايير واختيار سنسيلوم بدلا من ذلك. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاحظ نسبة عالية من الإشارة إلى الضوضاء (انظر الشكل 3C على سبيل المثال). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة طفرات محددة من at4A و at4C الخلايا العصبية ( الشكل 3C ). ملاحظة: من ملاحظة، يظهر ارتفاع AT4B ارتفاع مشابهة جدا ل at4A 10 ولا يمكن التعرف عليها بسهولة دون تحفيز رائحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاحظ أن معدل إطلاق القاعدية من الخلايا العصبية AT4A هوحول أو تحت 20 هرتز. ملاحظة: هذا المعيار هو محدد ل at4A لأن معدل اطلاق القاعدية للخلايا العصبية هو أعلى من ذلك من أورنس الأساسية 2 . ويشير إطلاق القاعدية أعلى بكثير إلى أن الخلايا العصبية قد تكون قد تضررت أثناء الإدراج الكهربائي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل خرطوشة إلى أنبوب تسليم الرائحة. تبدأ مع السيطرة المذيبات ومن ثم أودورانتس، من انخفاض إلى تركيزات عالية. استخدام ميكرومانيبولاتور للمناورة خرطوشة نحو الإعدادية بينما تهدف خرطوشة مباشرة على رأس الإعدادية. تأكيد بصريا أن خرطوشة وأشار مباشرة في الهوائي ( الشكل 4 ) من بضعة مليمترات بعيدا. ملاحظة: الهدف هو توجيه افتتاح خرطوشة مباشرة في الهوائي ووضعه على مقربة من الأنسجة المستهدفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن خرطوشة الرائحة مفصولة عن قطب التسجيل على يمينها من 1 - مم 2 ومن الطاير قبلp أسفل ما يقرب من 1 ملم. ملاحظة: في الإعداد الموصوفة هنا، يحدها خرطوشة رائحة بشكل وثيق من القطب الكهربائي، القطب المرجعي، والشريحة الإعدادية الطيران ( الشكل 4 ). ملاحظة: الالتفات إلى المسافة بين خرطوشة وتسجيل / أقطاب المرجعية. ويوصى مسافة حوالي 4 ملم 1 . اتصال غير مقصود قد إنهاء إشارة وكسر غيض من القطب تسجيل، وإلحاق الضرر الخلايا العصبية الحالية وتعقيد مزيد من التسجيلات. ملاحظة: النظر في المسافة الفاصلة بين خرطوشة والشريحة الإعدادية الطيران. لمس ساترة قد طرد أيضا تسجيل القطب لتعطيل التسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط على &quot;سجل&quot; في برنامج الحصول على البيانات لبدء التسجيل. ملاحظة: بالنسبة لكل تسجيل 10 ثوان، يتم تسليم نبضة رائحة بمسافة مس 500 مباشرة إلى الهوائي، كما هو موضح في الخطوة 1.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تطبيق الرائحة،سحب بعناية خرطوشة قبل استبدالها مع خرطوشة من أعلى تركيز المقبل. استمر حتى يتم الحصول على مجموعة الجرعة بأكملها. ملاحظة: من المستحسن أن يتم تسجيل أورن واحد فقط أور 47b من كل ذبابة لتجنب أي آثار محتملة للتكيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف تماما تسجيل القطب مع الماء المقطر بعد الانتهاء من تسجيل لهذا اليوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل ورسم البيانات باستخدام برامج تحليل متواجد حاليا المتاحة تجاريا. </li></ol>

<ol>
	<li>Lin, H. -. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+modulation+of+pheromone+detection+enhances+male+courtship+success.">Hormonal modulation of pheromone detection enhances male courtship success.</a> Neuron. 90 (6), 1272-1285 (2016).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125 (1), 143-160 (2006).</li><li>Silbering, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complementary+function+and+integrated+wiring+of+the+evolutionarily+distinct+Drosophila+olfactory+subsystems.">Complementary function and integrated wiring of the evolutionarily distinct Drosophila olfactory subsystems.</a> J Neurosci. 31 (38), 13357-13375 (2011).</li><li>Min, S., Ai, M., Shin, S. A., Suh, G. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dedicated+olfactory+neurons+mediating+attraction+behavior+to+ammonia+and+amines+in+Drosophila.">Dedicated olfactory neurons mediating attraction behavior to ammonia and amines in Drosophila.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 110, 1321-1329 (2013).</li><li>Kurtovic, A., Widmer, A., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+class+of+olfactory+neurons+mediates+behavioural+responses+to+a+Drosophila+sex+pheromone.">A single class of olfactory neurons mediates behavioural responses to a Drosophila sex pheromone.</a> Nature. 446 (7135), 542-546 (2007).</li><li>Van der Goes van Naters, W., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptors+and+neurons+for+fly+odors+in+Drosophila.">Receptors and neurons for fly odors in Drosophila.</a> Curr Biol. 17, 606-612 (2007).</li><li>Schlief, M. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+processing+and+behavior+downstream+from+highly+selective+receptor+neurons.">Olfactory processing and behavior downstream from highly selective receptor neurons.</a> Nat Neurosci. 10 (5), 623-630 (2007).</li><li>Laughlin, J. D., Ha, T. S., Jones, D. N. M., Smith, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Pheromone-sensitive+neurons+is+mediated+by+conformational+activation+of+pheromone-binding+protein.">Activation of Pheromone-sensitive neurons is mediated by conformational activation of pheromone-binding protein.</a> Cell. 133 (7), 1255-1265 (2008).</li><li>Gomez-Diaz, C., Reina, J. H., Cambillau, C., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligands+for+pheromone-sensing+neurons+are+not+conformationally+activated+odorant+binding+proteins.">Ligands for pheromone-sensing neurons are not conformationally activated odorant binding proteins.</a> PLoS Biol. 11 (4), e1001546 (2013).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromones+mediating+copulation+and+attraction+in+Drosophila.">Pheromones mediating copulation and attraction in Drosophila.</a> Proc Nat Acad USA. 112, 2829-2835 (2015).</li><li>Cappa, C. D., Lovejoy, E. R., Ravishankara, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaporation+rates+and+vapor+pressures+of+the+even-numbered+C8-C18monocarboxylic+acids.">Evaporation rates and vapor pressures of the even-numbered C8-C18monocarboxylic acids.</a> J Phys Chem A. 112 (17), 3959-3964 (2008).</li><li>Kimura, K. -. I., Sato, C., Yamamoto, K., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+the+back+or+front:+the+courtship+position+is+a+matter+of+smell+and+sight+in+Drosophila+melanogaster+males.">From the back or front: the courtship position is a matter of smell and sight in Drosophila melanogaster males.</a> J Neurogenet. 29 (1), 18-22 (2015).</li><li>Grosjean, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+olfactory+receptor+for+food-derived+odours+promotes+male+courtship+in+Drosophila.">An olfactory receptor for food-derived odours promotes male courtship in Drosophila.</a> Nature. 478 (7368), 236-240 (2011).</li><li>Wang, J. W., Wong, A. M., Flores, J., Vosshall, L. B., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+calcium+imaging+reveals+an+odor-evoked+map+of+activity+in+the+fly+brain.">Two-photon calcium imaging reveals an odor-evoked map of activity in the fly brain.</a> Cell. 112 (2), 271-282 (2003).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1-e5 (2010).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

هنا، وصفنا الإجراء الذي الردود من أورنس أور 47b إلى حمض بالميتوليك يمكن أن يسببها بقوة وتسجيلها. قمنا بتعديل التقليدية لمسافات طويلة طريقة تسليم رائحة 2 ، 7 ، 10 لاستكشاف مشكلة عدم كفاية فيرمون تسليم رائحة. تناولنا مسأل...

<html> ذبابة الفاكهة تستجيب أورنس لعدد كبير من الروائح الكريهة، مع أطوال سلسلة الكربون واسعة النطاق ومجموعة متنوعة من المجموعات الوظيفية، بما في ذلك الاسترات والكحول والكيتونات والكتونات والألدهيدات والتيربين والأحماض العضوية والأمينات ومركبات الكبريت والحلقات غير المتجانسة والعطريات 2 ، 3 - تختلف الروائح في خصائصها الفيزيائية يمكن أن يكون لها تقلبات مختلفة بشكل ملحوظ، ويشار إليها بضغط بخار المركب. والجدير بالذكر أن الروائح ذات الصلة بيولوجيا لذبابة الفاكهة ميلانوغاستر تختلف بشكل كبير في تقلباتها. على سبيل المثال، IR92a أورنس تستجيب للأمونيا 4 ، وهو متقلب للغاية، مع ضغط بخار 6،432 مم زئبق عند 20 درجة مئوية. في المقابل، OR67d أورنس الرد على فرمون الذكور، رابطة الدول المستقلة خلات -vaccenyl ( ج فا) 5 ، 6 ، ضغط البخار الذي هو 43 مم زئبق في 20 درجة مئوية. ove_content &quot;&gt; إن دراسة الاستجابة الشمية لرائحة التقلب المنخفض تحديا بشكل خاص مع الطرق التقليدية لتسليم الروائح، حيث يتم تسليم الروائح عبر تيار هوائي ناقل على مسافة طويلة نسبيا ( أي عدة سنتيمترات)، وعلى هذا النحو، إلى رائحة منخفضة تقلب منخفض يمكن أن تختلف إلى حد كبير، اعتمادا على تصميم نظام تسليم الرائحة.على سبيل المثال، ورد رد فعل أورن OR67D إلى جرعة عالية من ج فا تتراوح بين ~ 40 7 -&gt; 200 المسامير / ق 6 وعلاوة على ذلك، من المرجح عزا تسليم غير الفعال للج VA مع طرق التسليم التقليدية إلى النتائج السلبية الكاذبة، مما يؤدي إلى التفسير الذي ج VA في حد ذاته لا يكفي لتنشيط Or67d ORNs 8. وطعن هذا التفسير بعد دراسة أخرى باستخدام على مقربة من طريقة الروائح التسليم 9. ولذلك فمن إمبيرامن أجل تطوير نظام قوي لتسليم الروائح من أجل العرض الفعال للرائحة ذات التقلبات المنخفضة. في الآونة الأخيرة، حددنا العديد من سلسلة طويلة الأحماض الدهنية الدهنية كما بروابط ل أورنس أور 47b. وهي موجودة في نوع 4 أنتينال تريشويد سينسيلوم (at4). من بين سلسلة طويلة من الروائح الكريهة الأحماض الدهنية، وجدنا أن حمض بالميتوليك يعمل كفرمون مثير للشهوة الجنسية الذي يعزز محاكم الذكور عن طريق تفعيل أورنس أور 47b 1 . ومع ذلك، في دراسة أخرى باستخدام طريقة تقليدية رائحة التسليم، وأظهرت لوريت الميثيل لانتزاع ردود من أورنس أور 47b، في حين أن حمض بالميتوليك أثار أي رد عندما قدمت من نفس المسافة 10 . بالمقارنة مع C فا، الأحماض الدهنية طويلة السلسلة هي أقل تقلبا، مع ضغوط بخار أقل من 0.001 مم زئبق عند 25 درجة مئوية 11 . التذبذب المنخفض بطبيعته من الروائح الكريهة الأحماض الدهنية الطويلة السلسلة، والذي يحول دون العرض الفعال للهوائي عبرأنظمة تسليم الرائحة التقليدية، من المرجح أن تمثل نتائج سلبية كاذبة 10 . هذا التناقض يسلط الضوء على عدم كفاية أنظمة تسليم الرائحة التقليدية في تقديم الروائح منخفضة التقلب. وقد تبين سابقا أن التسليم الفعال للروائح الغليان يطير يتطلب قريبة من مصدر الرائحة والأنسجة المستهدفة 6 . وهكذا، لتوصيف كامل آثار الفيرومونات النشطة بيولوجيا في حين محاكاة المسافة التي من المحتمل أن تواجهها ذباب الفاكهة في الطبيعة 12 ، 13 ، اتفقنا على أن الحد الأدنى من المسافة يجب أن تمنح أولوية عالية في إجراءاتنا. أسلوبنا يحمل المزيد من المزايا، بما في ذلك التوافق مع منصات الكهربية القياسية والتقنيات. تتطلب أجهزة تلاعب الحفار الموجودة مسبقا الحد الأدنى من التعديل لاستيعاب هذا البروتوكول، ومعظم خطوات سر تتطلب تعديلات طفيفة فقط. هذهيجعل تقنيتنا متاحة بسهولة للباحثين من ذوي الخبرة في سر. وعلاوة على ذلك، وتقنياتنا يسمح لعرض الروائح ذات تقلبات منخفضة مع بداية حادة والإزاحة، وربط تسليم التحفيز مع استجابة الخلايا العصبية. وأخيرا، يسهل تخطيط الأجهزة التبادلات السريعة بين خراطيش الرائحة، وتسريع جمع البيانات على مدى الجرعة المطلوبة. نبدأ من خلال مراجعة إعداد مرجعية وتسجيل أقطاب، الكبار مثل المحلول الدملمف (أهل)، خراطيش تسليم الرائحة، و أولفاكتوميتر المقابلة. ثم نناقش إعداد حلول بالميتوليك حمض رائحة، تليها إعداد ذبابة للتسجيل. ونحن نمضي قدما في النظر في معايير اختيار سنسيلوم الخلقي لتسجيل وأكثر عن كثب تحديد المواقع من خرطوشة رائحة قبل تقديم البيانات التمثيلية المكتسبة باستخدام هذه الطريقة. وأخيرا، نختتم من خلال استكشاف التطبيقات المفيدة لهذا تكنيقإي، بعض القضايا التي واجهتها، وحلولها.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Prep Setup &amp;amp; Miscellaneous Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller Instrument&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>P97</td><td>Pipette Puller</td></tr><tr><td>Borosilicate Glass Capillaries</td><td>World Precision Instruments&lt;br/&gt; Sarasota FL USA</td><td>1B100F-4</td><td>to make holding rods</td></tr><tr><td>Aluminosilicate Glass Capillaries&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>AF100-64-10</td><td>to make electrodes</td></tr><tr><td>Superfrost Microscope Slides</td><td>Fisher Scientific&lt;br/&gt; Pittsburgh PA USA</td><td>12-550-143</td><td>for fly-prep station</td></tr><tr><td>Permanent Double Sided Tape</td><td>Scotch&lt;br/&gt; St. Paul MN USA</td><td>NA</td><td>for fly-prep station</td></tr><tr><td>Upright microscope</td><td>Olympus&lt;br/&gt; Shinjuku Tokyo Japan</td><td>BX51</td><td>for recording rig</td></tr><tr><td>Plastalina modeling clay</td><td>Van Aken&lt;br/&gt; North Charleston SC USA</td><td>B0019QZMQQ</td><td>for prep station and to stablize the holding rod</td></tr><tr><td>Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Unit with SFCA Membrane, 0.45 mm</td><td>Nalgene&lt;br/&gt; Rochester NY USA</td><td>#156-4045</td><td>to sterilize AHL solution</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Cartridge Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;micro;L pipette tip&amp;nbsp;</td><td>VWR&lt;br/&gt; Radnor PA USA</td><td>53508-810</td><td>to make odor cartridges and fly prep</td></tr><tr><td>Filter Paper</td><td>Whatman&lt;br/&gt; Maidstone Kent UK</td><td>740-E</td><td>to make odor cartridges&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vacuum Desiccator&amp;nbsp;</td><td>Cole-Parmer&lt;br/&gt; Vernon Hills IL USA</td><td>VX-06514-30</td><td>to vaporize ethanol solvent</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Odorant Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cis-palmitoleic acid</td><td>Cayman Chemical&lt;br/&gt; Ann Arbor MI USA</td><td>#10009871 (CAS # 373-49-9)</td><td>Or47b odorant</td></tr><tr><td>trans-palmitoleic acid</td><td>Cayman Chemical&lt;br/&gt; Ann Arbor MI USA</td><td>#9001798 (CAS # 10030-73-6)</td><td>Or47b odorant</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Spectrum Chemical MFG.&amp;nbsp;&lt;br/&gt; New Brunswick NJ USA</td><td>E1028-500MLGL</td><td>to dilute palmitoleic acid&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Rig Setup Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Odorant Cartridge Micromanipulator</td><td>Siskiyou&lt;br/&gt; Grants Pass OR USA</td><td>MX130R</td><td>to position the olfactometer</td></tr><tr><td>Flow Vision software&amp;nbsp;</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>FLOWVISIONSC</td><td>software to control flow rate</td></tr><tr><td>Mass Controller</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>MC-2SLPM-D</td><td>to control the flow rate for humidified air</td></tr><tr><td>Mass Controller</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>MC-500SCCM-D</td><td>to control the flow rate for odor stimulation</td></tr><tr><td>Clampex</td><td>Molecular Devices&lt;br/&gt; Sunnyvale CA USA</td><td>Ver. 10.4</td><td>Data acquisition software</td></tr><tr><td>Air delivery tube</td><td>Ace Glass&lt;br/&gt; Vineland NJ USA</td><td>8802-936&amp;nbsp;</td><td>to deliver humidified air</td></tr><tr><td>50X objective lens&amp;nbsp;</td><td>Olympus&lt;br/&gt; Shinjuku Tokyo Japan</td><td>LMPLFL50X</td><td>recording rig</td></tr><tr><td>Clampfit 10</td><td>Molecular Devices&lt;br/&gt; Sunnyvale CA USA</td><td>Ver. 10.4</td><td>software for spike analysis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Igor Pro 6</td><td>WaveMetrics&lt;br/&gt; Lake Oswego OR USA</td><td>Ver. 6.37</td><td>software for data analysis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Audio Monitor</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>NPIEXB-AUDIS-08B</td><td>Aurally reports individual spikes</td></tr><tr><td>Extracellular Amplifier</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>NPIEXT-02F</td><td>to increase the amplitude of electrical signals</td></tr><tr><td>Valve Controller</td><td>Warner Instruments&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>VC-8</td><td>to control the opening of the valve for odor stimulation</td></tr><tr><td>Recording Electrode Micromanipulator</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>MP-285</td><td>to position recording electrode</td></tr><tr><td>Headstage Amplifier</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>EQ-16.0008</td><td>to increase the amplitude of electrical signals</td></tr><tr><td>Oscilloscope</td><td>Tektronix&lt;br/&gt; Beaverton OR USA</td><td>TDS2000C</td><td>Visual report of individual spikes</td></tr></tbody></table>

electrophysiological recording from drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility

تعتمد الحشرات على إحساسها بالرائحة لتوجيه مجموعة واسعة من السلوكيات الحاسمة لبقائها، مثل البحث عن الطعام، وتجنب المفترس، وضع البيض، والتزاوج. وقد تم تحديد المواد الكيميائية التي لا تعد ولا تحصى من تقلبات متفاوتة كما الروائح الطبيعية التي تنشط الحشرات الخلايا العصبية مستقبلات أولفاكتوري (أورنز). ومع ذلك، فقد عرقلت دراسة ردود حاسة الشم إلى رائحة منخفضة التقلبات بسبب عدم القدرة على تقديم مثل هذه المحفزات بشكل فعال باستخدام أساليب توصيل الرائحة التقليدية. هنا، ونحن تصف الإجراء الذي يسمح العرض الفعال للالرائحة منخفضة التقلبات لفي الجسم الحي تسجيل سينسيلوم واحد (سر). من خلال تقليل المسافة بين مصدر الرائحة والأنسجة المستهدفة، يسمح هذا الأسلوب لتطبيق الرائحة بيولوجيا ولكن حتى الآن الروائح التي لا يمكن الوصول إليها، بما في ذلك حمض بالميتوليك، فرمون تحفيز مع تأثير واضح على أورنس المشاركة في السلوك التزاوج والتزاوج 1 .وبالتالي لدينا الإجراء يتيح وسيلة جديدة لفحص مجموعة من الروائح منخفضة التقلبات لدراسة الشم الحشرات والاتصالات فرمون.

تم تطبيق أسلوبنا بنجاح لتحديد فعالية نسبية من عبر ( الشكل 5A ) مقابل رابطة الدول المستقلة ( الشكل 5B ) ايزومرات حمض بالميتوليك. وتظهر بيانات ممثل لدينا أن عبر حمض -Bmitoleic هو يجند أكثر فعالية ل أورنس أور 47b بال?...

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility at JoVE.com

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

الهدف العام من هذا البروتوكول هو للتدليل على كيفية تقديم الروائح من تقلبات منخفضة لتسجيل واحد سينسيلوم من ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية مستقبلات الشمية التي تستجيب لفيرومونات القشرية طويلة السلسلة.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; تريتشويد سنسيلا في الاستجابة ل أودورانتس من التقلب المنخفض

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-trichoid-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

8.8K Views.  University of California San Diego.  الهدف العام من هذا البروتوكول هو للتدليل على كيفية تقديم الروائح من تقلبات منخفضة لتسجيل واحد سينسيلوم من ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية مستقبلات الشمية التي تستجيب لفيرومونات القشرية طويلة السلسلة. 

Video: Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

عالية الدقة قياس سلوك رائحة يحركها يرقات ذبابة الفاكهة في

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biology

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

التصوير الكالسيوم من الردود، رائحة أثار في ذبابة الفاكهة لوب Antennal

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; Labellar طعم الشعيرات

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila express gustatory receptors1,2, ion channels3-6, and ionotropic receptors7 that are involved in the detection of volatile and non-volatile sensory cues. These neurons directly contact tastants such as food, noxious substances and pheromones and therefore influence many complex behaviors such as feeding, egg-laying and mating. Electrode recordings and calcium imaging have been widely used in insects to quantify the neuronal responses evoked by these tastants. However, electrophysiology requires specialized equipment and obtaining measurements from a single taste sensillum can be technically challenging depending on the cell-type, size, and position. In addition, single neuron resolution in Drosophila can be difficult to achieve since taste sensilla house more than one type of chemosensory neuron. The live calcium imaging method described here allows responses of single gustatory neurons in live flies to be measured. This method is especially suitable for imaging neuronal responses to lipid pheromones and other ligand types that have low solubility in water-based solvents.

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

قياس الاستجابات الفسيولوجية لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الخلايا العصبية الحسية إلى الدهن الفيرومونات عن طريق لايف التصوير الكالسيوم

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

Immunology and Infection

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

عالية الدقة الكمي للسلوك رائحة الموجهة في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em&gt; استخدام<em&gt; Flywalk</em&gt; بارادايم

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; خلايا مستقبلة للضوء وInterneurons إلى النور المحفزات<em&gt; في فيفو</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

السلوكيات حاسة الشم يعاير التي تتبع الكمبيوتر<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; في Olfactometer أربعة رباعي

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

تسجيلات سينسيلوم واحدة للجراد المالي سينسيلا باسيكونيكا

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

طريقة جديدة لتعزيز تحليل نشاط الخلايا العصبية لطعم الحشرات

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

تسليط الضوء على المؤلف: التقدم في الاستقبال الكيميائي - من مستقبلات رائحة الحشرات إلى الحمض النووي الريبي غير المشفر

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

التسجيل الأساسي: تقنية لتحليل استجابات الخلايا العصبية الذوقية في ذبابة الفاكهة

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

تسجيل الكهربية من

Summary

Explore More Videos

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية

عالية الدقة قياس سلوك رائحة يحركها يرقات ذبابة الفاكهة في

التصوير الكالسيوم من الردود، رائحة أثار في ذبابة الفاكهة لوب Antennal

تسجيل الكهربية من

قياس الاستجابات الفسيولوجية لل

عالية الدقة الكمي للسلوك رائحة الموجهة في

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل

السلوكيات حاسة الشم يعاير التي تتبع الكمبيوتر

تسجيلات سينسيلوم واحدة للجراد المالي سينسيلا باسيكونيكا

التسجيل الأساسي: تقنية لتحليل استجابات الخلايا العصبية الذوقية في ذبابة الفاكهة