Agradecemos a Ye Zhang pela ajuda com os traços da amostra e Tin Ki Tsang pela ajuda com as imagens. Este trabalho foi apoiado por um Prêmio de Carreira Antecipada da Fundação Ray Thomas Edwards e uma concessão NIH (R01DC015519) para concessões de C.-YS e NIH (R01DC009597 e R01DK092640) para JWW

1. Preparação do hardware para a gravação at4 <ol><li> Use um instrumento de extração de pipeta para preparar eletrodos com capilares de vidro de aluminossilicato (OD 1,0 mm, ID 0,64 mm). Destrua ligeiramente a ponta do eletrodo de referência com um par de pinças finas para facilitar a inserção no clypeus da mosca ( ou seja, uma placa arredondada na frente da cabeça da mosca, acima das partes bucais). NOTA: os homens WT de 7 dias de idade (Berlim) foram utilizados neste estudo. Use a solução salina AHL 14 como o eletrólito para ambos os eletrodos. </li><li> Prepare 1 L de AHL através da mistura de 900 ml de água destilada, com 6,312 g de NaCl, 0,373 g de KCl, 0,337 g de NaHCO3, 0,1120 g de NaH 2 PO 4, 1,892 g de trealose ּ 2 H 2 O, 3,423 g de sacarose, 1,192 g de HEPES e 8,2 mL de 1 M de MgCl2. Usando água destilada, coloque o volume total até 1 L. Traga o pH para 7,4 usando 1 N de NaOH e esterilize a solução com umSistema de filtro a vácuo. Para armazenamento a longo prazo, mantenha as alíquotas de AHL a 4 ° C. NOTA: Entregas consistentes de ácido palmitoleico dependem da uniformidade entre cartuchos. É fundamental que cada cartucho seja montado de forma reprodutível. </li><li> Usando uma lâmina de barbear, remova 0,9 cm da ponta de uma dica de pipeta de 200 μL para criar a primeira seção do cartucho, medindo 4,1 cm; Consulte as dimensões detalhadas na Figura 1A . Use outra ponta de pipeta de 200 μL e remova 1,7 cm e 1,5 cm da ponta e da base, respectivamente, para criar a segunda seção de cartucho, medindo 1,8 cm ( Figura 1A ). Use uma régua para garantir a reprodutibilidade. </li><li> Use um perfurador de orifício ⅛ para cortar discos de papel de filtro. </li><li> Use fórceps para colocar um disco de papel de filtro na ponta da segunda seção do cartucho. Confirme visualmente que há uma abertura na ponta do cartucho através da qual o ar pode passar. </li><li> Conecte as seções de cartucho primeiro e segundo juntas, como mostrado na Figura 1A . Aumente a segunda seção do cartucho para baixo para facilitar o apontar quadrado para a preparação ( Figura 1B ). </li><li> Conecte o cartucho com o tubo de fornecimento de odor, que é montado em um micromanipulador. NOTA: Este design permite que o cartucho seja girado para fora para facilitar a troca ( Figura 1C ). </li><li> Defina o fluxo de ar humidificado constante para 2 L / min em um controlador de massa e o fluxo de odorantes para 500 mL / min em outro controlador de massa. </li><li> Usando o software (veja a Tabela de Materiais ), programe o procedimento para administrar um sopro de odor de 500 ms. </li></ol> 2. Preparação de Soluções de Odorante de Ácido Palmitoleico para Entrega NOTA: Or47b ORNs respondem tanto ao ácido cis como ao trans -palmitoleico. Como o ácido palmitoleico é instável em RT, os estoques são armazenados a -20 ° C e utilizados dentro de um mês após a abertura. O etanol é o solvente de escolha para o ácido palmitoleico. <ol><li> Use um misturador de vórtice para misturar completamente 10 μL de estoques de ácido cis- ou trans- palmitoleico ou diluições com 90 μL de etanol a 100% para diluições em série de dez vezes em microtubos de 1,7 mL. Prepare diluições frescas de ácido palmitoleico diariamente antes de experiências e use em um dia. NOTA: Para os odorantes que não são solúveis em etanol, recomenda-se um frasco de vidro para a preparação de diluições de odor com outros tipos de solventes orgânicos. </li><li> Usando uma micropipeta P10, aplique 5 μL de soluções de ácido cis- palmitolico das diluições desejadas no papel de filtro em cada cartucho correspondente. NOTA: A dose mais alta (10 -1 ) contém 450 μg do composto. Para as soluções de trans- palmititoleico, aplique 4,5 μL em vez disso, de modo que a dosagem mais alta (10 -1 ) também contém 450 μg de tEle compôs. </li><li> Para evaporar completamente o solvente, coloque os cartuchos de ácido palmitoleico em um dessecador de vácuo durante 1 h à RT e 7,59 mmHg de pressão. NOTA: Os cartuchos podem ser usados ​​por até 4 h na RT. </li></ol> 3. Preparação da Drosophila para o Acesso Prático ao At4 Sensilla para Gravação Eletrofisiológica In Vivo NOTA: As moscas WT (Berlim) são criadas em meio de farinha de milho padrão a 25 ° C em um ciclo luz-escuro de 12:12. Após a eclosão, as moscas são separadas por sexo em grupos de dez, pelo que são alojados em grupo até 7 d de idade. Or47b ORNs em moscas masculinas e femininas respondem ao ácido palmitoleico. Por simplicidade, apenas as moscas do sexo masculino são examinadas no estudo atual. <ol><li> Montar um slide de preparação de moscas: em uma lâmina de vidro, coloque uma lamínula de vidro (18 x 18 mm 2 ) em uma pequena quantidade de argila de modelagem, formando um ângulo de ~ 3 ° com a lâmina de vidro. Coloque fita dupla face no interior eDge do lamínula e na área do slide imediatamente abaixo. Substitua por fita fresca por cada dia de gravação ( Figura 2A ). </li><li> Use um aspirador de mosca 15 para coletar a mosca de interesse na tubulação e, em seguida, coloque uma ponta de pipeta de 200 μL sobre o final da tubulação. Simultaneamente, mova o tubo para a frente enquanto sopra ar para dentro do tubo para empurrar a mosca até o final da ponta da pipeta. Use uma lâmina de barbear para cortar logo abaixo do corpo da mosca e 2 cabeças acima da mosca. </li><li> Tampue a parte inferior da ponta da pipeta com argila de modelagem, empurrando a mosca para cima até que as antenas e o clypeus sejam expostos ( Figura 2B ). Para evitar matar a mosca, adicione apenas argila suficiente para expor as antenas e aristae, pois isso evita que o abdômen da mosca seja esmagado. Além disso, adicione argila lentamente e suavemente para evitar qualquer constrição súbita. Confirme se a mosca está viva procurando por antennalOu movimento de probóscis. </li><li> Use fórceps para manobrar a ponta da pipeta que abriga a mosca. Oriente a cabeça de modo que o clypeus esteja virado para a direita do observador. Ajuste a preparação ao longo da lamínula usando fórceps finos até o lado lateral da antena ficar de encontro à superfície do coxiforme gravado ( Figura 2B ). </li><li> Coloque uma haste de retenção no arista para proteger a antena da fita dupla face para evitar o movimento ( Figura 2B ). NOTA: A haste de retenção é puxada de um capilar de vidro de borosilicato com um extrator de pipeta e mantida em posição com argila de modelagem ( Figura 2A ). </li><li> Coloque a preparação no palco da plataforma ( Figura 2C ). Usando o microscópio, confirme que os trichoides são visíveis ao longo da borda distal-lateral do terceiro segmento da antena. NOTA: Idealmente, a sensilla deve ser claramente mostrada em silhueta em segundo plano, o que simplifica a sua<html> Identifica e facilita a gravação ( Figura 3 ). Nesta preparação, a maioria da sensilla trichóide acessível é do tipo at4. </li><li> Mantenha a preparação sob fluxo de ar humidificado constante (2 L / min) entregue através de um tubo de distribuição de ar separado a uma distância de cerca de 2 cm da preparação ( Figura 4 ), conforme descrito anteriormente 2 , 15 . </li></ol> 4. Gravação da atividade de At4 Sensillum a partir de Or47b ORNs nos Trichoids at4 em Resposta ao Ácido Palmitoleico <ol><li> Insira o eletrodo de referência no clypeus ( Figura 3A ). Para evitar danos nos tecidos, assegure-se de que o eletrodo esteja inserido logo abaixo da superfície, onde pode entrar em contato com a hemolinfa sob a cutícula, com um movimento rápido e suave. </li><li> Abaixe o eletrodo de gravação lentamente até que ele entre no mesmo plano de visão que o sensículo alvo (= &quot;Xfig&quot;&gt; Figura 3B). Gravar sob uma lente objetiva 50X. NOTA: A cutícula tricoide resistente necessita de inserir o eletrodo de gravação na base sensilar, cuja área mais ampla fornece um alvo maior que reduz a probabilidade de o eletrodo ser desviado ( Figura 3B , inserção). </li><li> Antes de aplicar estímulos de odor ao sensilum, observe os seguintes critérios de seleção; Qualquer trichoide que não atinja esses padrões deve ser rejeitado e outro sensilum escolhido em vez disso. <ol><li> Observe uma alta relação sinal-ruído (veja a Figura 3C para um exemplo). </li><li> Observe os picos identificáveis ​​dos neurônios at4A e at4C ( Figura 3C ). NOTA: De notar, a amplitude de espiga at4B parece muito semelhante a at4A 10 e não pode ser facilmente identificada sem estimulação de odor. </li><li> Observe que a taxa de disparo basal dos neurônios at4A éEm torno ou abaixo de 20 Hz. NOTA: Este critério é específico para at4A porque a taxa de disparo basal para o neurônio é maior que a das ORN básicas 2 . Um disparo basal muito maior indica que os neurônios podem ter sido danificados durante a inserção do eletrodo. </li></ol></li><li> Conecte o cartucho ao tubo de entrega de odorantes. Comece com o controle do solvente e depois os odorantes, de baixas a altas concentrações. Use o micromanipulador para manobrar o cartucho em direção à preparação, ao mesmo tempo que apontar o cartucho diretamente na cabeça da preparação. Confirme visualmente que o cartucho é apontado diretamente para a antena ( Figura 4 ) a partir de alguns milímetros de distância. NOTA: O objetivo é orientar a abertura do cartucho diretamente na antena e posicioná-lo próximo ao tecido alvo. </li><li> Certifique-se de que o cartucho odorante esteja separado do eletrodo de gravação à direita por 1 - 2 mm e do pré da moscaP desliza abaixo por aproximadamente 1 mm. NOTA: Na instalação descrita aqui, o cartucho odorante está estreitamente alinhado pelo eletrodo de gravação, o eletrodo de referência e o slide de preparação de moscas ( Figura 4 ). NOTA: Preste atenção na distância entre o cartucho e os eletrodos de gravação / referência. Recomenda-se uma distância de cerca de 4 mm 1 . O contato involuntário pode terminar o sinal e quebrar a ponta do eletrodo de gravação, danificando o neurônio atual e complicando outras gravações. NOTA: Considere a distância que separa o cartucho e o slide de preparação da mosca. Tocar a lamínula também pode desalojar o eletrodo de gravação para interromper a gravação. </li><li> Pressione &quot;Gravar&quot; no software de aquisição de dados para iniciar a gravação. NOTA: Para cada gravação de 10 s, um único pulso de odor de 500 ms é entregue diretamente à antena, conforme descrito no passo 1.9. </li><li> Após aplicação odorante,Retire cuidadosamente o cartucho antes de substituí-lo por um cartucho da próxima concentração mais alta. Continue até que toda a gama de dosagem seja obtida. NOTA: Recomenda-se que apenas um Or47b ORN seja gravado de cada mosca para evitar possíveis efeitos de adaptação. </li><li> Enxaguar completamente o eletrodo de gravação com água destilada depois de terminar a gravação durante o dia. </li><li> Analise e trate os dados usando o software de análise off-line comercialmente disponível. </li></ol>

<ol>
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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complementary+function+and+integrated+wiring+of+the+evolutionarily+distinct+Drosophila+olfactory+subsystems.">Complementary function and integrated wiring of the evolutionarily distinct Drosophila olfactory subsystems.</a> J Neurosci. 31 (38), 13357-13375 (2011).</li><li>Min, S., Ai, M., Shin, S. A., Suh, G. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dedicated+olfactory+neurons+mediating+attraction+behavior+to+ammonia+and+amines+in+Drosophila.">Dedicated olfactory neurons mediating attraction behavior to ammonia and amines in Drosophila.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 110, 1321-1329 (2013).</li><li>Kurtovic, A., Widmer, A., Dickson, B. 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I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+processing+and+behavior+downstream+from+highly+selective+receptor+neurons.">Olfactory processing and behavior downstream from highly selective receptor neurons.</a> Nat Neurosci. 10 (5), 623-630 (2007).</li><li>Laughlin, J. D., Ha, T. S., Jones, D. N. M., Smith, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Pheromone-sensitive+neurons+is+mediated+by+conformational+activation+of+pheromone-binding+protein.">Activation of Pheromone-sensitive neurons is mediated by conformational activation of pheromone-binding protein.</a> Cell. 133 (7), 1255-1265 (2008).</li><li>Gomez-Diaz, C., Reina, J. H., Cambillau, C., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligands+for+pheromone-sensing+neurons+are+not+conformationally+activated+odorant+binding+proteins.">Ligands for pheromone-sensing neurons are not conformationally activated odorant binding proteins.</a> PLoS Biol. 11 (4), e1001546 (2013).</li><li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromones+mediating+copulation+and+attraction+in+Drosophila.">Pheromones mediating copulation and attraction in Drosophila.</a> Proc Nat Acad USA. 112, 2829-2835 (2015).</li><li>Cappa, C. D., Lovejoy, E. R., Ravishankara, A. 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I., Sato, C., Yamamoto, K., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+the+back+or+front:+the+courtship+position+is+a+matter+of+smell+and+sight+in+Drosophila+melanogaster+males.">From the back or front: the courtship position is a matter of smell and sight in Drosophila melanogaster males.</a> J Neurogenet. 29 (1), 18-22 (2015).</li><li>Grosjean, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+olfactory+receptor+for+food-derived+odours+promotes+male+courtship+in+Drosophila.">An olfactory receptor for food-derived odours promotes male courtship in Drosophila.</a> Nature. 478 (7368), 236-240 (2011).</li><li>Wang, J. W., Wong, A. M., Flores, J., Vosshall, L. B., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+calcium+imaging+reveals+an+odor-evoked+map+of+activity+in+the+fly+brain.">Two-photon calcium imaging reveals an odor-evoked map of activity in the fly brain.</a> Cell. 112 (2), 271-282 (2003).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1-e5 (2010).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Aqui, descrevemos um procedimento pelo qual as respostas de Or47b ORNs ao ácido palmitoleico podem ser induzidas e registradas de forma robusta. Modificamos um método convencional de entrega de odor de longa distância 2 , 7 , 10 para solucionar o problema da entrega insuficiente de odorantes de feromonas. Abordamos a questão da baixa volatilidade odorante através da entrega do composto através de cartuchos odorantes, cuja...

<html> As ORN de Drosophila respondem a um grande número de odorantes, com extensões de cadeia de carbono amplamente variadas e uma variedade de grupos funcionais, incluindo ésteres, álcoois, cetonas, lactonas, aldeídos, terpenos, ácidos orgânicos, aminas, compostos de enxofre, heterocíclicos e aromáticos 2 , 3 . Os odorantes variados em suas características físico-químicas podem ter volatilidades marcadamente diferentes, indicadas pela pressão de vapor do composto. Notavelmente, os odorantes biologicamente relevantes para Drosophila melanogaster diferem enormemente em sua volatilidade. Por exemplo, as ORN Ir92a respondem à amônia 4 , que é altamente volátil, com uma pressão de vapor de 6,432 mmHg a 20 ° C. Em contraste, Or67d ORN responde a um feromônio masculino, cis- acetato de vccencenilo ( c VA) 5 , 6 , cuja pressão de vapor é de 43 mmHg a 20 ° C. Ove_content &quot;&gt; Estudar a resposta olfativa a odorantes de baixa volatilidade é particularmente desafiador com os métodos convencionais de entrega de odor, nos quais os odorantes são entregues através de um fluxo de ar transportador sobre uma distância relativamente longa ( ou seja, vários centímetros). Como tal, as respostas olfativas relatadas Para um determinado odorante de baixa volatilidade pode variar muito, dependendo do design do sistema de entrega de odor. Por exemplo, a resposta relatada de Or67d ORNs a uma dose elevada de c VA varia de ~ 40 7 -&gt; 200 picos / s 6 Além disso, a entrega ineficaz de c VA com métodos de entrega convencionais provavelmente é atribuída a resultados falso-negativos, levando à interpretação de que c VA por si só não é suficiente para ativar Or67d ORNs 8. Essa interpretação foi posteriormente desafiada por outro estudo usando um odor método de entrega de curto alcance 9. é, por conseguinte, imperaPara desenvolver um sistema robusto de entrega de odor para a apresentação efetiva de odorantes de baixa volatilidade. Recentemente, identificamos vários ácidos graxos cuticulares de cadeia longa como ligandos para Or47b ORNs. Eles estão alojados no tipo 4 Antennal Trichoid Sensillum (at4). Entre os odorantes de ácidos graxos de cadeia longa, descobrimos que o ácido palmitoleico funciona como um feromônio afrodisíaco que promove o namoro masculino ativando Or47b ORNs 1 . No entanto, em outro estudo usando um método de entrega de odor convencional, o laurate de metilo mostrou provocar respostas de Or47b ORNs, enquanto que o ácido palmitoleico não provocou resposta quando apresentado a partir da mesma distância 10 . Em comparação com c VA, os ácidos gordurosos de cadeia longa são ainda menos voláteis, com pressões de vapor inferiores a 0,001 mmHg a 25 ° C 11 . A baixa volatilidade intrínseca de odorantes de ácidos graxos de cadeia longa, que impede a apresentação eficiente à antena viaSistemas convencionais de entrega de odor, provavelmente representaram os resultados falso-negativos 10 . Esta inconsistência destaca a inadequação dos sistemas convencionais de entrega de odor na apresentação de odorantes de baixa volatilidade. Foi anteriormente demonstrado que a entrega efetiva de odores cuticulares de mosca requer proximidade próxima entre a fonte de odor e o tecido alvo 6 . Assim, para caracterizar completamente os efeitos das feromonas biologicamente ativas, imitando a distância a partir da qual provavelmente são encontradas pelas moscas da fruta na natureza 12 , 13 , concordamos que a distância mínima deve ser dada prioridade em nosso procedimento. Nosso método possui outras vantagens, incluindo a compatibilidade com plataformas e técnicas de eletrofisiologia padrão. Configurações de plataforma pré-existentes requerem modificações mínimas para acomodar este protocolo, e a maioria das etapas de SSR requerem apenas pequenos ajustes. esteTorna nossa técnica prontamente acessível para pesquisadores experientes em SSR. Além disso, nossa técnica permite a apresentação de odorantes de baixa volatilidade com início e deslocamento nítidos, correlacionando o estímulo com a resposta neuronal. Finalmente, o layout de hardware facilita trocas rápidas entre cartuchos odorantes, agilizando a coleta de dados em uma faixa de dosagem desejada. Começamos por revisar a preparação de eletrodos de referência e de gravação, solução de Hemolinflamadinha Adulto (AHL), cartuchos de entrega de odorantes e o correspondente olfatômetro. Em seguida, discutimos a preparação das soluções de odorantes com ácido palmitoleico, seguido da preparação da mosca para gravação. Continuamos a considerar os critérios para a seleção de um sensil trichoid para registrar e examinar mais de perto o posicionamento do cartucho odorante antes de apresentar dados representativos adquiridos usando este método. Finalmente, concluimos explorando aplicações úteis desta técnicaAlguns problemas encontrados e suas soluções.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Prep Setup &#38; Miscellaneous Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette Puller Instrument&#160;</td>
			<td>Sutter Instruments 
			Novato CA USA</td>
			<td>P97</td>
			<td>Pipette Puller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments 
			Sarasota FL USA</td>
			<td>1B100F-4</td>
			<td>to make holding rods</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminosilicate Glass Capillaries&#160;</td>
			<td>Sutter Instruments 
			Novato CA USA</td>
			<td>AF100-64-10</td>
			<td>to make electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific 
			Pittsburgh PA USA</td>
			<td>12-550-143</td>
			<td>for fly-prep station</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permanent Double Sided Tape</td>
			<td>Scotch 
			St. Paul MN USA</td>
			<td>NA</td>
			<td>for fly-prep station</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright microscope</td>
			<td>Olympus 
			Shinjuku Tokyo Japan</td>
			<td>BX51</td>
			<td>for recording rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastalina modeling clay</td>
			<td>Van Aken 
			North Charleston SC USA</td>
			<td>B0019QZMQQ</td>
			<td>for prep station and to stablize the holding rod</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Unit with SFCA Membrane, 0.45 mm</td>
			<td>Nalgene 
			Rochester NY USA</td>
			<td>#156-4045</td>
			<td>to sterilize AHL solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cartridge Materials</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 &#181;L pipette tip&#160;</td>
			<td>VWR 
			Radnor PA USA</td>
			<td>53508-810</td>
			<td>to make odor cartridges and fly prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper</td>
			<td>Whatman 
			Maidstone Kent UK</td>
			<td>740-E</td>
			<td>to make odor cartridges&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Desiccator&#160;</td>
			<td>Cole-Parmer 
			Vernon Hills IL USA</td>
			<td>VX-06514-30</td>
			<td>to vaporize ethanol solvent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odorant Materials</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cis-palmitoleic acid</td>
			<td>Cayman Chemical 
			Ann Arbor MI USA</td>
			<td>#10009871 (CAS # 373-49-9)</td>
			<td>Or47b odorant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trans-palmitoleic acid</td>
			<td>Cayman Chemical 
			Ann Arbor MI USA</td>
			<td>#9001798 (CAS # 10030-73-6)</td>
			<td>Or47b odorant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Spectrum Chemical MFG.&#160; 
			New Brunswick NJ USA</td>
			<td>E1028-500MLGL</td>
			<td>to dilute palmitoleic acid&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rig Setup Materials</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odorant Cartridge Micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou 
			Grants Pass OR USA</td>
			<td>MX130R</td>
			<td>to position the olfactometer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow Vision software&#160;</td>
			<td>Alicat 
			Tuscon AZ USA</td>
			<td>FLOWVISIONSC</td>
			<td>software to control flow rate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mass Controller</td>
			<td>Alicat 
			Tuscon AZ USA</td>
			<td>MC-2SLPM-D</td>
			<td>to control the flow rate for humidified air</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mass Controller</td>
			<td>Alicat 
			Tuscon AZ USA</td>
			<td>MC-500SCCM-D</td>
			<td>to control the flow rate for odor stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clampex</td>
			<td>Molecular Devices 
			Sunnyvale CA USA</td>
			<td>Ver. 10.4</td>
			<td>Data acquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air delivery tube</td>
			<td>Ace Glass 
			Vineland NJ USA</td>
			<td>8802-936&#160;</td>
			<td>to deliver humidified air</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50x objective lens&#160;</td>
			<td>Olympus 
			Shinjuku Tokyo Japan</td>
			<td>LMPLFL50X</td>
			<td>recording rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clampfit 10</td>
			<td>Molecular Devices 
			Sunnyvale CA USA</td>
			<td>Ver. 10.4</td>
			<td>software for spike analysis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro 6</td>
			<td>WaveMetrics 
			Lake Oswego OR USA</td>
			<td>Ver. 6.37</td>
			<td>software for data analysis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Audio Monitor</td>
			<td>ALA Scientific Instruments 
			Farmingdale NY USA</td>
			<td>NPIEXB-AUDIS-08B</td>
			<td>Aurally reports individual spikes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extracellular Amplifier</td>
			<td>ALA Scientific Instruments 
			Farmingdale NY USA</td>
			<td>NPIEXT-02F</td>
			<td>to increase the amplitude of electrical signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Valve Controller</td>
			<td>Warner Instruments&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>VC-8</td>
			<td>to control the opening of the valve for odor stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording Electrode Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments 
			Novato CA USA</td>
			<td>MP-285</td>
			<td>to position recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headstage Amplifier</td>
			<td>ALA Scientific Instruments 
			Farmingdale NY USA</td>
			<td>EQ-16.0008</td>
			<td>to increase the amplitude of electrical signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Tektronix 
			Beaverton OR USA</td>
			<td>TDS2000C</td>
			<td>Visual report of individual spikes</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility

Os insetos dependem do seu odor do sono para orientar uma ampla gama de comportamentos que são críticos para sua sobrevivência, como busca de alimentos, evasão de predadores, oviposição e acasalamento. Muitos produtos químicos de volatilidades variáveis ​​foram identificados como odorantes naturais que ativam os neurônios de receptores olfatórios de insetos (ORNs). No entanto, o estudo das respostas olfativas a odorantes de baixa volatilidade foi dificultado pela incapacidade de apresentar efetivamente tais estímulos usando métodos convencionais de entrega de odor. Aqui, descrevemos um procedimento que permite a apresentação efetiva de odorantes de baixa volatilidade para a Gravação Single-Sensillum in vivo (SSR). Ao minimizar a distância entre a fonte de odor e o tecido alvo, este método permite a aplicação de odorantes biologicamente salientes, mas até então inacessíveis, incluindo o ácido palmitoleico, um feromônio estimulante com efeito demonstrado sobre ORN envolvidos no namoro e comportamento de acasalamento 1 .Nosso procedimento permite, assim, uma nova via para ensaiar uma série de odorantes de baixa volatilidade para o estudo da olfação de insetos e da comunicação de feromonas.

Nossa técnica foi aplicada com sucesso para determinar a eficácia relativa dos isómeros trans ( Figura 5A ) versus cis ( Figura 5B ) do ácido palmitoleico. Nossos dados representativos demonstram que o ácido trans -palmitoleico é um ligando mais efetivo para Or47b ORNs quando comparado à isoforma cis ( Figura 5C ). Um único neurônio foi registrado de cada...

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Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

O objetivo geral deste protocolo é demonstrar como apresentar odorantes de baixa volatilidade para a gravação de sensibilidade única a partir de neurônios receptores olfativos de Drosophila que respondem a feromonas cuticulares de cadeia longa.

Gravação eletrofisiológica de<em&gt; Drosophila</em&gt; Sensilla Tricoide em resposta aos odorantes de baixa volatilidade

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-trichoid-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

8.8K visualizações.  University of California San Diego.  O objetivo geral deste protocolo é demonstrar como apresentar odorantes de baixa volatilidade para a gravação de sensibilidade única a partir de neurônios receptores olfativos de Drosophila que respondem a feromonas cuticulares de cadeia longa. 

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Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying atividade locomotora para estudar ritmos circadianos e sono Parâmetros em Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Neurociência

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

De gravação simultânea de sinais de cálcio dos neurônios identificados e comportamento alimentar de Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Prosencéfalo gravação eletrofisiológico em larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Vertical T-maze Choice Assay for Arthropod Response to Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, various technologies are being developed as control tools. A subset of these tools focuses on modifying the behavior of arthropods by attraction or repulsion. Therefore, arthropods are often the focus of behavioral investigations. Various tools have been developed to measure arthropod behavior, including wind tunnels, flight mills, servospheres, and various types of olfactometers. The purpose of these tools is to measure insect or arachnid response to visual or more often olfactory cues. The vertical T-maze oflactometer described here measures choices performed by insects in response to attractants or repellents. It is a high throughput assay device that takes advantage of the positive phototaxis (attraction to light) and negative geotaxis (tendency to walk or fly upward) exhibited by many arthropods. The olfactometer consists of a 30 cm glass tube that is divided in half with a Teflon strip forming a T-maze. Each half serves as an arm of the olfactometer enabling the test subjects to make a choice between two potential odor fields in assays involving attractants. In assays involving repellents, lack of normal response to known attractants can also be measured as a third variable.

A vertical, T-maze olfactometer is described for assaying the behavioral response of arthropods. The olfactometer allows the experimenter to measure choices performed by test subjects when subjected to two potential odor fields. Both attraction to and repulsion from odorants can be measured with this device.

Ensaio Escolha Vertical labirinto em T para a resposta de Artrópodes para odores

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Simultânea de pré e pós-sináptica gravação eletrofisiológico de<em&gt; Xenopus</em&gt; Nervo músculo-Co-culturas

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Gravação eletrofisiológica no cérebro de Intacta Zebrafish Adulto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Eletrofisiológica Gravação De<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Prove sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Gravação simultânea eletrofisiológica e micro-injeções de agentes inibidores no cérebro do roedor

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Método eletrofisiológico para respostas gravação intracelular de tensão<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores e Interneurônios à luz Estímulos<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.