עבודה זו נתמך בחלקה על ידי המענק R01DK100237 ועד R.A.W. הלאומי למדע קרן לתואר שני מחקר מלגת לנתיב הימני. DGE-1313583 אל A.N.M. אנו מודים גם המכללה של המדע הקיץ לתואר ראשון מחקר תכנית העמיתים לתמיכה M.U. ברצוננו להודות למרכז לחקר דג זברה-אוניברסיטת נוטרה דאם לטיפול ייעודי שלהם של דג זברה שלנו. כן נרצה להודות במחלקה למדעי הביולוגיה, כמו גם חברי המעבדה שלנו לכולם על התמיכה ועל תובנות בעלות ערך.

להלן כללי התנהגות משתמש מבוגרים דג זברה מתוחזק, המטופלים על ידי המרכז לחקר דג זברה-אוניברסיטת נוטרה דאם. כל שיטות לעבודה עם דג זברה מבוגרים ו עוברי אושרו על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועל שימוש הוועדה.
1. העובר קיבוע
<ol><li>לאסוף את העוברים דג זברה באמצעות השיטות שתוארו39,40. בגיל 24 hpf, להוסיף 500 µL שאינם ספציפיים פרוטאז פתרון תערובת (50 מ"ג/מ"ל) E3 העובר דיש Incubate בטמפרטורת החדר (RT).</li>
	<li>ברגע עוברי מתחיל שבירת chorion, הסר כל נוזל המנה העובר.</li>
	<li>לשטוף את העוברים 2 - 3 פעמים עם E3 טריים על ידי הוספת כ 20 מ של E3, בעדינות מתערבל E3 בצלחת אז decanting הנוזל לתוך קיבול פסולת נוזלית.</li>
	<li>להרדים את העוברים לפני תיקון, להוסיף 2 מ של 0.2% tricaine E3.</li>
	<li>העברת העוברים לתוך בקבוקון זכוכית 5 מ ל באמצעות פיפטה פסטר פלסטיק. להסיר את מרבית הפתרון tricaine/E3 באמצעות פיפטה לאחר העוברים התיישבו לתחתית המבחנה.</li>
	<li>תקן 24 hpf העוברים עם 5 מ של 4% paraformaldehyde (PFA) עבור 2-4 h ב- RT, בלי עצבנות. התראה: PFA רעיל ויש פתרונות PFA לטפל ברדס כימי החוקר הוא לובש הגנה העין, כפפות, מעיל המעבדה. הכנת מקבע כדורגלן מהאבקה PFA מגורען צריכה להתבצע עם טיפול יוצא דופן, כמו כדורגלן מגורען נוטה להתפזר דרך הסטטי. הערה: עוברי יכול לתקן ב 4% מחברים בין לילה ב 4 º C. להכין 4% מחברים על ידי חימום 1 x buffered פוספט תמיסת מלח (PBS) לרתיחה תוך כדי ערבוב ללא הרף את הפתרון להתמוסס לחלוטין את כדורגלן מגורען. ברגע הפתרון הוא מקורר בחזרה לבית RT, ארבעה אחוזים כדורגלן הוא מסנן מחוטא ע י העברתו באמצעות מיקרומטר 0.45 מערכת חד פעמיים ואקום סינון, ואז, aliquoted 15 mL או 50 מ ל חלקים עבור אחסון ב-20 ° C.</li>
	<li>הסר את 4% כדורגלן ו עוברי לשטוף פעמיים עם פוספט X 1 buffered מלוחים עם 0.1% Tween-20 (PBST) ב RT. לרחוץ את העוברים פעם אחת עם 5 מ ל 100% מתנול (MeOH) ב RT. הוסף 5 מ של טרי 100% MeOH על העוברים דגירה ב-20 מעלות צלזיוס למשך 20 דקות לפחות. הערה: עוברי שניתן לאחסן ב 100% MeOH ב-20 ° C עד מוכן להכנה העובר.</li>
</ol>2. העובר והכנה הכלאה
<ol><li>נתרענן העוברים על ידי שטיפה פעם ב 5 מ של 50% MeOH 1 x PBST במשך 5 דקות ב- RT. המשך התייבשות ע י שטיפת העוברים ב 5 מ של 30% MeOH 1 x PBST במשך 5 דקות ב RT. לרחוץ את העוברים ב 5 מ של 1 x PBST פעמיים במשך 5 דקות כל אחד- RT.</li>
	<li>Permeabilize את העוברים על ידי המקננת בהם ב 5 מ ל פתרון של 1:1,000 proteinase K (pK) (10 מ"ג/מ"ל) ב 1 x PBST למשך 2 דקות ב- RT. הערה: עוברי מבוגר יכול להיות מודגרות יותר מאשר 2 דקות ירידה בריכוז pK כאמור לעיל, אולם בריכוז של 5 מ"ג/מ"ל, דגירה time פחות מ 2 דקות הוא הציע עבור עוברי צעיר יותר 24 hpf.</li>
	<li>להסיר pK פתרון לשטוף מיד ב 5 מ של 1 x PBST פעמיים על RT. לתקן את העוברים ב 5 מ של 4% מחברים ב RT למשך 20 דקות לפחות. הערה: עוברי יכול לתקן ב 4% מחברים בין לילה ב 4 º C.</li>
	<li>להסיר PFA לשטוף פעמיים בתוך 5 מ של 1 x PBST-RT.</li>
	<li>העברת העוברים ב 5 מ של 1 x PBST לתוך צינורות microcentrifuge בתחתית שטוח להציב ישר לתוך ארון microcentrifuge ב RT כדי להקל על אינטראקציות בין כל העובר ופתרון עוקבות הכלאה.</li>
	<li>רוחצים את העוברים פעמיים ב- 1.5 מ של הכלאה פתרון (Hyb +)-RT. להוסיף 1.5 מ ל Hyb טריים + את דגירה עוברי-70 מעלות צלזיוס בתנור הכלאה עבור 4-6 שעות.</li>
	<li>החלף mL 1.5 של Hyb + נפח של בדיקה פתרון (10 µL RNA בדיקה/500 µL Hyb +) מספיקות לכיסוי מלא את העוברים. הערה: לסנתז antisense RNA בדיקה באמצעות בעבר תיאר שיטות39.</li>
	<li>Hybridize את המכשיר במשך הלילה בתנור הכלאה ב 70 ° C עם הצדיקים צינורות בודדים ממוקם בארון microcentrifuge, מבלי לרעוד.</li>
</ol>3. חמים שוטף וחסימת
הערה: מנקי חם מבוצעות על ידי לשים את הפתרון המתאים על העוברים ולאחר מכן המקננת בתנור הכלאה ב- 70 מעלות צלזיוס. כדי לשמור את פתרונות כביסה ב 70 ° C, במקום 50 מ ל צינורות של כל פתרון בתנור הכלאה כאשר המכשיר / Hyb + תערובת נוספת.
<ol><li>להסיר את המכשיר. לשטוף את העוברים פעמיים ב 70 ° C ב- 1.5 מ של 50% formamide/2 x תמיסת מלח-נתרן ציטראט (האס) מאגר למשך 20-30 דקות. הערה: החללית יכול להיות מאוחסנים Hyb + ב-20 ° C, בו שימוש חוזר במועד מאוחר יותר.</li>
	<li>לשטוף את העוברים פעם ב 70 ° C ב- 1.5 מ ל 2 x SSC במשך 15 דקות לשטוף את העוברים פעמיים ב 70 ° C ב- 1.5 מ של 0.2 X האס למשך 20-30 דקות. החלף 0.2 x SSC עם 1.5 מ של ריאגנט חסימה דגירה בין לילה ב 4 º C. הערה: זה אפשרי דגירה ריאגנט חסימה ב- RT במשך 4 שעות במקום בן לילה.</li>
</ol>4. נוגדן הדגירה ולאחר חומצה Maleic מאגר שוטף
הערה: לשמור על העוברים מפני אור מקיף.
<ol><li>החלף הכימית חסימה 0.2 מ של אנטי-DIG-POD ב ריאגנט חסימה ביחס של 1:1,000 ואת תקופת דגירה של 3 שעות תחת נייר כסף או אחרת הכיסוי חסימת-אור RT. הערה: לחלופין, הנוגדן ניתן דגירה בין לילה ב 4 º C.</li>
	<li>לאחר 3 שעות, יש לשטוף את העוברים ב- 1.5 מ ל חומצה maleic מאגר 2 - 4 פעמים במשך דקה 10-15 כל-Incubate RT. העוברים בין לילה ב 4 ° C ב- 1.5 מ ל חומצה maleic טריים מאגר. הערה: זה לא הכרחי כדי דגירה במאגר חומצה maleic בן לילה, אבל עושה אז מקטינה בדיקת רקע.</li>
</ol>5. בדיקה באיתור ובהסרה של Peroxidase
הערה: לשמור על העוברים מפני אור מקיף.
<ol><li>להסיר את מאגר חומצה maleic והחלף 1.5 מ ל 1 x PBS. לשטוף עוברי פעמיים ב- 1.5 מ ל 1 x PBS למשך 5 דקות כל-RT. Incubate עוברי ב 0.2 מ"ל של Cy3 פלורסנט מכתים פתרון עבור 60 דקות ב- RT. הערה: זמן הדגירה עשויים להשתנות עבור הגששים שונים.</li>
	<li>לשטוף את העוברים פעם אחת עם 1.5 מיליליטר MeOH אחוז הבאים ב- PBS 1 X 10 דקות ב RT: 30% MeOH, 50% MeOH, 75% MeOH ו- 100% MeOH.</li>
	<li>דגירה העוברים עם 1.5 מ של 1% H2O2 ב- MeOH למשך 30 דקות בשטיפת RT. העוברים פעם אחת עם 1.5 מ ל הפתרונות MeOH הבאים ב- PBS 1 x 10 דקות ב RT: 75% MeOH, 50% MeOH ו- 30% MeOH. לשטוף את העוברים פעמיים במשך 5 דקות ב RT ב- 1.5 מ ל 1 x PBS. הערה: עוברי יכול להיות מאוחסן PBS בן לילה ב 4 º C.</li>
</ol>6. immunofluorescence
הערה: לשמור על העוברים מפני אור מקיף.
<ol><li>לשטוף העוברים ב- 1.5 מ של ddH2O עבור 5 דקות בשטיפת RT. העוברים ב- 1.5 מ של אצטון טרום מקורר (שמרו ב-20 ° C) במשך 7 דקות-RT. לרחוץ העוברים פעם ב- 1.5 מ של ddH2O עבור 5 דקות בשטיפת RT. העוברים פעם ב- 1.5 מ של 1 x PBST עם 1% דימתיל סולפוקסיד (PBDT) עבור 5 דקות ב- RT.</li>
	<li>דגירה העוברים ב- 1.5 מ של PBDT + 10% סרום שור עוברית (FBS) על כיסא נדנדה-RT כבר שעתיים.</li>
	<li>להסיר PBDT + FBS ולהחליף עם 1.5 מ של נוגדנים העיקרי, anti-acetylated טובולין (המופק העכבר) ו- anti-γ-טובולין (המופק ארנב), מדולל יחד בכל 1:400 PBDT + 1% FBS. דגירה העוברים בין לילה ב 4 º C. הערה: הדגירה פעמים עשוי להשתנות בהתאם נוגדן ראשוני. בדיקה של מרווחי זמן שונים, ייתכן שיהיה צורך לייעל את תיוג.</li>
</ol>7. משני נוגדן
הערה: לשמור על העוברים מפני אור מקיף.
<ol><li>כדי להסיר עודפי נוגדנים לא מאוגד העוברים, לרחוץ ב- 1.5 מ של PBDT + 1% FBS + 0.1 M NaCl עבור 1 דקות ב- RT על כיסא נדנדה.</li>
	<li>לשטוף את העוברים 5 פעמים ב 1.5 מ של PBDT + 1% FBS + 0.1 M NaCl למשך 30 דקות כל אחד על כיסא נדנדה-RT. לרחוץ את העוברים ב- 1.5 מ של PBDT + 1% FBS למשך 30 דקות ב- RT על כיסא נדנדה.</li>
	<li>דגירה העוברים בין לילה ב 4 ° C ב- 200 µL של הנוגדנים משני, אלקסה 488 עז אנטי-העכבר IgG ו- 647 אלקסה עז נגד ארנב IgG, מדולל יחד ב- PBDT בשעה שבערך.</li>
</ol>8. דאפי מכתים
הערה: לשמור על העוברים מפני אור מקיף.
<ol><li>לשטוף את העוברים במהירות ב RT ב- 1.5 מ של PBDT פעמיים. להחליף את PBDT עם 1.5 מ של דאפי, מדולל 1:15000 ב 1 X PBST ו דגירה 15 דקות ב RT על כיסא נדנדה.</li>
	<li>לשטוף את העוברים ב- 1.5 מ של PDBT + 1% FBS + 0.1 M NaCl 3 פעמים ב RT למשך 15-20 דקות כל אחד. לאחסן העוברים מ 1.5 ל PBDT ב 4 ° C עד מוכן הר ותמונה.</li>
</ol>9. הרכבה והדמיה עבור דג זברה Pronephros
<ol><li>העובר על פרופיל לרוחב בשקופית זכוכית באמצעי אחסון קטן, כ 10 µL, של PBDT.</li>
	<li>מחצי העובר מאחורי העיניים עם זוג מלקחיים בסדר כדי להסיר את הראש, חלק הכדור חלמון.</li>
	<li>השתמש בסדר המלקחיים בעדינות לגרד משם הכדור חלמון הנותר מהגוף העובר. הסר את החלמון הפומבית ואת נוזלי נוסף השקופית עם רקמה דקה.</li>
	<li>להוסיף טיפה של הרכבה מדיה ועד הזנב הנותרים של העובר והצב אז הזנב מונחת רוחבית. המקום של coverslip מעל הזנב כדי לשטח את המדגם, ומניחים בקופסה לשקופיות מכוסה.</li>
	<li>תמונה כליות cilia בהגדלה X 60 במיקרוסקופ קונפוקלי באמצעות הערוצים הבאים: דאפי בכחול (לייזר ערכת 408.0 ננומטר), FITC בירוק (לייזר ערכת 488.0 ננומטר), Cy3 צבע-באדום (לייזר ערכת 561.0 ננומטר), ו אלקסה 680 בלבן (לייזר ערכת 637.0 ננומטר).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Lieschke, G. J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+human+disease:+zebrafish+swim+into+view.">Animal models of human disease: zebrafish swim into view.</a> Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).</li><li>Goldsmith, J. R., Jobin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Think+small:+zebrafish+as+a+model+system+of+human+pathology.">Think small: zebrafish as a model system of human pathology.</a> J Biomed Biotechnol. 2012, 817341 (2012).</li><li>Howe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+reference+genome+sequence+and+its+relationship+to+the+human+genome.">The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome.</a> Nature. 496, 498-503 (2013).</li><li>Drummond, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+development+and+disease+in+the+zebrafish.">Kidney development and disease in the zebrafish.</a> J Am Soc Nephrol. 16, 299-304 (2005).</li><li>Wingert, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cdx+genes+and+retinoic+acid+control+the+positioning+and+segmentation+of+the+zebrafish+pronephros.">The cdx genes and retinoic acid control the positioning and segmentation of the zebrafish pronephros.</a> PLoS Genet. 3, 1922-1938 (2007).</li><li>Wingert, R. A., Davidson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+pronephros:+a+model+to+study+segmentation.">The zebrafish pronephros: a model to study segmentation.</a> Kindey Int. 73 (10), 1120-1127 (2008).</li><li>Wingert, R. A., Davidson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+nephrogenesis+involves+dynamic+spatiotemporal+expression+changes+in+renal+progenitors+and+essential+signals+from+retinoic+acid+and+irx3b.">Zebrafish nephrogenesis involves dynamic spatiotemporal expression changes in renal progenitors and essential signals from retinoic acid and irx3b.</a> Dev Dyn. 240, 2011-2027 (2011).</li><li>Chambers, B. E., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Renal+progenitors:+roles+in+kidney+disease+and+regeneration.">Renal progenitors: roles in kidney disease and regeneration.</a> World J Stem Cells. 8 (11), 367-375 (2016).</li><li>Drummond, B. E., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insights+into+kidney+stem+cell+development+and+regeneration+using+zebrafish.">Insights into kidney stem cell development and regeneration using zebrafish.</a> World J Stem Cells. 8 (2), 22-31 (2016).</li><li>Poureetezadi, S. J., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Little+fish,+big+catch:+zebrafish+as+a+model+for+kidney+disease.">Little fish, big catch: zebrafish as a model for kidney disease.</a> Kidney Int. 89 (6), 1204-1210 (2016).</li><li>Kramer-Zucker, A. G., Olale, F., Haycraft, C. J., Yoder, B. K., Schier, A. F., Drummond, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilia-driven+fluid+flow+in+the+zebrafish+pronephros,+brain+and+Kupffer's+vesicle+is+required+for+normal+organogenesis.">Cilia-driven fluid flow in the zebrafish pronephros, brain and Kupffer's vesicle is required for normal organogenesis.</a> Development. 132, 1907-1921 (2005).</li><li>Liu, Y., Narendra, P., Kramer-Zucker, A., Drummond, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signaling+controls+the+differentiation+of+transporting+epithlelia+and+multiciliated+cells+in+the+zebrafish+pronephros.">Notch signaling controls the differentiation of transporting epithlelia and multiciliated cells in the zebrafish pronephros.</a> Development. 134, 1111-1122 (2007).</li><li>Ma, M., Jiang, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Jagged2a-Notch+signaling+mediates+cell+fate+choice+in+the+zebrafish+pronephric+duct.">Jagged2a-Notch signaling mediates cell fate choice in the zebrafish pronephric duct.</a> PLoS Genetics. 3, e18 (2007).</li><li>Li, Y., Cheng, C. N., Verdun, V. A., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+nephrogenesis+is+regulated+by+interactions+between+retinoic+acid,+mecom,+and+Notch+signaling.">Zebrafish nephrogenesis is regulated by interactions between retinoic acid, mecom, and Notch signaling.</a> Dev Biol. 386 (1), 111-122 (2014).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=miR-34b+regulates+multiciliogenesis+during+organ+formation+in+zebrafish.">miR-34b regulates multiciliogenesis during organ formation in zebrafish.</a> Development. 140, 2755-2764 (2013).</li><li>Marra, A. N., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+cell+fate+in+the+nephron+tubule+is+mediated+by+the+ETS+transcription+factors+etv5a+and+etv4+during+zebrafish+development.">Epithelial cell fate in the nephron tubule is mediated by the ETS transcription factors etv5a and etv4 during zebrafish development.</a> Dev Biol. 411 (2), 231-245 (2016).</li><li>Marra, A. N., Li, Y., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennas+of+organ+morphogenesis:+the+roles+of+cilia+in+vertebrate+kidney+development.">Antennas of organ morphogenesis: the roles of cilia in vertebrate kidney development.</a> Genesis. 54 (9), 457-469 (2016).</li><li>Duffy, J. L., Suzuki, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ciliated+human+renal+proximal+tubular+cells.+Observations+in+three+cases+of+hypercalcemia.">Ciliated human renal proximal tubular cells. Observations in three cases of hypercalcemia.</a> Am J Pathol. 53, 609-616 (1968).</li><li>Katz, S. M., Morgan, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilia+in+the+human+kidney.">Cilia in the human kidney.</a> Ultrastruct Pathol. 6, 285-294 (1984).</li><li>Hassan, M. O., Subramanyan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ciliated+renal+tubular+cells+in+crescentic+glomerulonephritis.">Ciliated renal tubular cells in crescentic glomerulonephritis.</a> Ultrastruct Pathol. 19, 201-203 (1995).</li><li>Ong, A. C., Wagner, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+proximal+tubular+motile+cilia+in+a+patient+with+renal+sarcoidosis+associated+with+hypercalcemia.">Detection of proximal tubular motile cilia in a patient with renal sarcoidosis associated with hypercalcemia.</a> Am J Kidney Dis. 45, 1096-1099 (2005).</li><li>Worthington, W. C., Cathcart, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ependymal+cilia:+distribution+and+activity+in+the+adult+human+brain.">Ependymal cilia: distribution and activity in the adult human brain.</a> Science. 139, 221-222 (1963).</li><li>Cowan, M. J., Galdwin, M. T., Shelhamer, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disorders+of+ciliary+motility.">Disorders of ciliary motility.</a> Am J Med Sci. 321, 3-10 (2001).</li><li>Jain, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+relationship+between+primary+and+motile+ciliogenesis+in+airway+epithelial+cells.">Temporal relationship between primary and motile ciliogenesis in airway epithelial cells.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 43, 731-739 (2010).</li><li>Stubbs, J. L., Vladar, E. K., Axlerod, J. D., Kitner, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multicilin+promotes+centriole+assembly+and+ciliogenesis+during+multiciliate+cell+differentiation.">Multicilin promotes centriole assembly and ciliogenesis during multiciliate cell differentiation.</a> Nat Cell Biol. 14, 140-147 (2012).</li><li>Tan, F. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myb+promotes+centriole+amplification+and+later+steps+of+the+multiciliogenesis+program.">Myb promotes centriole amplification and later steps of the multiciliogenesis program.</a> Development. 140, 4277-4286 (2013).</li><li>Zhou, F., Narasimhan, V., Shboul, M., Chong, Y. L., Reversade, B., Roy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gmnc+is+a+master+regulator+of+the+multiciliated+cell+differentiation+program.">Gmnc is a master regulator of the multiciliated cell differentiation program.</a> Curr Biol. 25, 3267-3273 (2015).</li><li>Jowett, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Protein+and+gene+expression.">Analysis of Protein and gene expression.</a> Methods Cell Biol. 59, 63-85 (1999).</li><li>Schulte-Merker, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+2:+Looking+at+Embryos.">Chapter 2: Looking at Embryos.</a> Zebrafish: A practical approach. 261, 39-58 (2002).</li><li>Brend, T., Holley, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+whole+mount+high-resolution+double+fluorescent+in+situ+hybridization.">Zebrafish whole mount high-resolution double fluorescent in situ hybridization.</a> J Vis Exp. (25), (2009).</li><li>Lauter, G., Soll, I., Hauptmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-color+fluorescent+in+situ+hybridization+in+the+embryonic+zebrafish+brain+using+differential+detection+systems.">Two-color fluorescent in situ hybridization in the embryonic zebrafish brain using differential detection systems.</a> BMC Dev Biol. 11, (2011).</li><li>Drummond, B. E., Li, Y., Marra, A. N., Cheng, C. N., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tbx2a/b+transcription+factors+direct+pronephros+segmentation+and+corpuscle+of+Stannius+formation+in+zebrafish.">The tbx2a/b transcription factors direct pronephros segmentation and corpuscle of Stannius formation in zebrafish.</a> Dev Biol. 421 (1), 52-66 (2017).</li><li>Jaffe, K. M., Thiberge, S. Y., Bisher, M. E., Burdine, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+cilia+in+zebrafish.">Imaging cilia in zebrafish.</a> Methods Cell Biol. 97, 415-435 (2010).</li><li>Lauter, G., Soll, I., Hauptmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multicolor+fluorescent+in+situ+hybridization+to+define+abutting+and+overlapping+gene+expression+in+the+embryonic+zebrafish+brain.">Multicolor fluorescent in situ hybridization to define abutting and overlapping gene expression in the embryonic zebrafish brain.</a> Neural Dev. 6, (2011).</li><li>Sorrells, S., Toruno, C., Stewart, R. A., Jette, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+apoptosis+in+zebrafish+embryos+by+whole-mount+immunofluorescence+to+detect+activated+caspase+3.">Analysis of apoptosis in zebrafish embryos by whole-mount immunofluorescence to detect activated caspase 3.</a> J Vis Exp. (82), e51060 (2013).</li><li>Schumacher, J. A., Zhao, E. J., Kofron, M. J., Sumanas, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-color+fluorescent+in+situ+hybridization+using+chromogenic+substrates+in+zebrafish.">Two-color fluorescent in situ hybridization using chromogenic substrates in zebrafish.</a> Bio Techniques. 57, 254-256 (2014).</li><li>Julich, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=beamter/deltaC+and+the+role+of+Notch+ligands+in+the+zebrafish+somite+segmentation,+hindbrain+neurogenesis+and+hypochord+differentiation.">beamter/deltaC and the role of Notch ligands in the zebrafish somite segmentation, hindbrain neurogenesis and hypochord differentiation.</a> Dev Biol. 286, 391-404 (2005).</li><li>Gross-Thebing, T., Paksa, A., Raz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+high-resolution+detection+of+multiple+transcripts+combined+with+localization+of+proteins+in+whole-mount+embryos.">Simultaneous high-resolution detection of multiple transcripts combined with localization of proteins in whole-mount embryos.</a> BMC Biology. 12, (2014).</li><li>Cheng, C. N., Li, Y., Marra, A. N., Verdun, V., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flat+Mount+Preparation+for+Observation+and+Analysis+of+Zebrafish+Embryo+Specimens+Stained+by+Whole+Mount+In+situ+Hybridization.">Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization.</a> J Vis Exp. (89), e51604 (2014).</li><li>Poureetezadi, S. J., Donahue, E. K., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Manual+Small+Molecule+Screen+Approaching+High-throughput+Using+Zebrafish+Embryos.">A Manual Small Molecule Screen Approaching High-throughput Using Zebrafish Embryos.</a> J Vis Exp. (93), e52063 (2014).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

פרוטוקול שתוארו לעיל ממוטב תיוג MCCs ב pronephros עם odf3b תעתיקים וα-טובולין ב 24 hpf דג זברה עוברי. לקבלת התוצאות הטובות ביותר, מומלץ להשתמש העוברים טריים קבועים ובלתי מוכן. עוברי קבוע, מאוחסנים או MeOH או Hyb + ב-20 ° C יותר מאשר שבוע אחד יכול לשמש, אך ההסתברות של הרקע הבלתי רצויים מכתים גדל עם הזמן העוברים נשמרים במחסן.
שינויים ופתרון בעיות של טכניקה זו יש צורך להתאים שיטה זו עבור חבילות אחרות של סמני מסוים, למשל אחרים riboprobes antisense, נוגדנים אחרים. שיטות רבות על התאמת הפרמטרים של שלבים בתהליך הר שלמה בחיי עיר הכלאה היו שתועד בעבר על ידי הקבוצה שלנו ועוד31,34,36,38, 39. באופן דומה, כל נוגדן חלבון ותחייב פתרון בעיות כלשהו מבחינת צביעת פעמים ולאחר טווחים משוער של דילולים והשעות הדגירה עבור כל נוגדן ראשוני הכי מוערך על ידי הערכה של תוצאות מתועדים28, 35. עבור עוברי צעיר יותר 24 hpf, pK הטיפול צריך להיות קצר יותר מאשר 2 דקות, שבו עוברי שגילם 24 hpf צריכים להיות מטופלים עם pK יותר מ 2 דקות. בנוסף, העוברים שגילם 24 hpf צריך להיות מולבן של פיגמנט לפני הטיפול pK.
לאחר צביעת עם הפתרון מכתימים פלורסנט, חיוני כדי להסיר כל הנותרים הכתם נוגדן, peroxidases על-ידי ביצוע הסדרה של מנקי מתנול, מימן על-חמצני. מנקי PBS מיד לאחר הכרחיים כדי להסיר מתנול עודפי העוברים. חשוב לציין, לפני שתמשיך עם נוגדנים אם, מצאנו כי אצטון על יונים מים שוטף לעשות את העוברים פחות סביר לדבוק אחד לשני ו/או הצינורות צנטריפוגה. הניסיון שלנו, נוגדנים עבור גורמי שעתוק ספציפיים, גנים אחרים, למרות שהם יפעלו ביעילות אצל לחומה המערבית, לא עובד היטב עבור אם דג זברה. עם זאת, חלבונים שנשמרת מאוד, שופע, כגון טובולין α וβ-catenin, עובד היטב את דג זברה עבור אם16,37.
דג זה אפשר לדמיין RNA תעתיקים של גנים אשר עדיין אין נוגדנים ספציפיים ב- דג זברה. על ידי שילוב של דגים עם אם, כפי שמתואר על ידי פרוטוקול זה, שותף לוקליזציה של תעתיקים RNA וחלבון ניתן לראות ויוו (איור 2). הטבע גמיש של הפרוטוקול מאפשר פתרון מהיר עבור הפריט החזותי של RNA תעתיקים שונים חלבונים ברקמות רבות, נקודות זמן. בשילוב עם התכונות כבר מכובד של דג זברה העוברים, פרוטוקול זה של דגים + אם מספק כלי נוסף כדי לחקור את הביטוי של גנים, חלבונים חשובים את מסלול התפתחותי רגולציה.

בעשורים האחרונים, דג זברה (רזבורה rerio) התפתחה כאורגניזם מודל הממשלה ללמוד ביולוגיה התפתחותית. העוברים לפתח מחוץ האמא, שקוף אופטית. כמו כן, היווצרות של איברים חיוניים כגון עיניים, כליות, ו הקדמי מתרחשת במהירות, עם מבנים הנוצרת על-ידי רק 24 שעות שלאחר ההפריה (hpf). חשוב מאוד כולו הגנום דג זברה עם יונקים1,2,3. בנוסף, דג זברה ואיברים יונקים שיהיה דומה אנטומיה ופיזיולוגיה. הכליה מתחלקים דג זברה, או pronephros, מדגים את הערך של מערכת מודל לבחינת תפקוד הגן במהלך nephrogenesis מוקדם ונחישות הגורל של אוכלוסיות תאים אפיתל שנשמרת נפרון חוליות4, 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10. באופן דומה, העובר דג זברה הפך להיות חשוב יותר ויותר כשבוחנים את ontogeny של MCCs11,12,13,14,15, 16 , 17.
כפי שמרמז שמם, MCCs הם תאים אפיתל מאופיין על ידי צרור של תאי cilia ממוקם על פני שטח הפסגה17. דג זברה, MCCs לתפקד זרימת נוזלים, מופצים ב- "ש" כמו אופנה ברחבי האמצע של כל נפרון של pronephros ע י 24 hpf11,12,13,14, 15 , 16 , 17. למרות שהם רק כבר ציינו בקומץ של כליה אנושית למחלה מקרים18,19,20,21, MCCs נפוצים ברקמות יונקים אחרים כמו המוח, קנה הנשימה22,23,24, אשר מהווה שורה של אתגרים עבור תכנון ניסויים. אלגנטי מחקרים במודלים חוליות שונות, כולל דג זברה הראו שביל ההכפלה של גורל MCC, עם החריץ איתות כמו מעכב MCC פיתוח12,17,25 ,26,27. לכן, pronephros דג זברה מספק מודל נגיש בקלות ללמוד את מנגנונים גנטיים MCC פיתוח ויוו11,12,13,14, 15 , 16 , 17.
שקיפות והן מניפולציה גנטית קלה של דג זברה העוברים הוכיחו להיות תכונות שלא יסולא בפז כשלמדתי המסלולים גנטית ומולקולרית המסדירים גורל, רקמה והתפתחות מוקדמת העובר1,2 ,3. בתור שכזה, טכניקות מסורתיות כדי להמחיש תעתיקים וג'ין, חלבון, כמו הכלאה בחיי עיר ואם הר שלמה, יש כבר חלה על אופטימיזציה עבור דג זברה16,28,29, 30,31,32,33,34,35,36,37,38. על ידי שילוב פרוטוקולים פופולרי עבור דגים ואם, זה אפשרי לשים תווית ולנתח MCCs ויוו16,28,37,38.

<table><tbody><tr><td>non-specific protease mixture solution</td><td>Roche</td><td>11459643001, pronase from Streptomyces griseus</td><td>Dilute in E3 &lt;strong&gt;without&lt;/strong&gt; methylene blue to make 50mg/mL stock solution; store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>E3 solution</td><td></td><td></td><td>Dilute 50X E3 (250 mM NaCl, 8.5 mM KCl, 16.5 mM CaCl2, 16.5 mM MgSO4 in distilled water) in distilled water; add 1 x 10-5 M methylene blue (sigma M9140) to inhibit contamination</td></tr><tr><td>tricaine (ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate)</td><td>Fluka</td><td>A5040-250G</td><td>To make a 0.2% stock solution, dissolve 1 g of tricaine powder in 10 mL Tris, pH 9.5 and distilled water up to 500 mL</td></tr><tr><td>embryo dishes</td><td>VWR</td><td>351029</td><td></td></tr><tr><td>5 mL glass vials</td><td>Wheaton</td><td>225012</td><td></td></tr><tr><td>disposable plastic Pasteur pippettes</td><td>VWR</td><td>414004-004</td><td></td></tr><tr><td>4% paraformaldehyde (PFA) solution</td><td>Electron Microscopy Services</td><td>19210</td><td>Dissolve 4% PFA in 1X PBS and bring to a boil under a fume hood. Cool and aliquot, then store at -20&amp;deg;C. Do not refreeze once thawed for use.</td></tr><tr><td>10X PBS</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB11072</td><td>Dilute in distilled water to make a 1X stock</td></tr><tr><td>Tween-20 stock</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB02038</td><td>Make a 0.1% Tween-20 stock by diluting in distilled water.</td></tr><tr><td>1X phosphate buffered saline with 0.1% Tween 20 (PBST)</td><td>Sigma</td><td>P9416</td><td>0.1% Tween-20 in 1X PBS</td></tr><tr><td>methanol (MeOH)</td><td>Sigma</td><td>34860-4L</td><td></td></tr><tr><td>proteinase K</td><td>Roche</td><td>3115879001</td><td>Dissolve in distilled water to make a 10 mg/mL stock; aliquot and store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>flat bottom microcentrifuge tubes</td><td>VWR</td><td>87003-300; 87003-298</td><td></td></tr><tr><td>formamide</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00600</td><td>store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>hybridization solution (HYB+)</td><td></td><td></td><td>50% formamide, 5X SSC, 0.1% Tween-20, 5 mg/mL yeast torula RNA, 50 &amp;mu;g/&amp;mu;L heparin; store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>hybridization oven</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-247-10Q</td><td></td></tr><tr><td>20X saline-sodium citrate (SSC) buffer solution</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB13156</td><td>dilute in distilled water to make 2X and 0.2X stocks</td></tr><tr><td>blocking reagent solution</td><td>Roche</td><td>11096176001</td><td>dilute in maleic acid buffer to make a 10% stock solution; store at 4&amp;deg;C</td></tr><tr><td>maleic acid buffer solution</td><td>Sigma</td><td>M0375 and S7653</td><td>150mM maleic acid, 100mM NaCl (pH 7.5)</td></tr><tr><td>anti-Digoxigenin-POD, Fab fragments</td><td>Roche</td><td>11207739910</td><td>store at 4&amp;deg;C</td></tr><tr><td>Cy3 fluorescent staining solution</td><td>PerkinElmer, Inc.</td><td>NEL744001KT, TSA Plus Cyanin3 system</td><td>store at 4&amp;deg;C; prepare staining solution fresh by making a 1:50 dilution of TSA reagent (dissolved in 60 uL of DMSO) in the kit buffer</td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide (H2O2)</td><td>Sigma</td><td>H1009-500mL</td><td>store at 4&amp;deg;C</td></tr><tr><td>molecular grade distilled water (ddH2O)</td><td>Mediatech</td><td>25-055-CM</td><td></td></tr><tr><td>acetone</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00636-01000</td><td>store an aliquot at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00435-01000</td><td></td></tr><tr><td>fetal bovine serum (FBS)</td><td>Gibco</td><td>10438-034</td><td>aliquot and store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>monoclonal anti-acetylated tubulin clone 6-11B-1</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6793</td><td>aliquot and store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>anti-&amp;gamma;-tubulin anitbody produced in rabbit</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T5192</td><td>aliquot and store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>odf3b cDNA clone MGC:63985</td><td>OpenBiosystems</td><td>IMAGE:6792478</td><td>store bacterial glycerol stock at -80&amp;deg;C</td></tr><tr><td>NaCL</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB01915-05000</td><td></td></tr><tr><td>Alexa flour 647 goat anti-rabbit IgG</td><td>Life Technologies</td><td>A21245</td><td>store at 4&amp;deg;C; protect from light</td></tr><tr><td>Alexa fluor 488 goat anti-mouse IgG</td><td>Life Technologies</td><td>A11029</td><td>store at 4&amp;deg;C; protect from light</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Life Technologies</td><td>D1306</td><td>aliquot and store at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>glass slide</td><td>Thermo-Fisher</td><td>4445</td><td></td></tr><tr><td>glass coverslip</td><td>Thermo-Fisher</td><td>12-540A</td><td>18 x 18 mm</td></tr><tr><td>fine forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-1050</td><td>Dumont Tweezers Pattern #55</td></tr><tr><td>mounting media</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>18606, Aqua-Poly/Mount</td><td>store at 4&amp;deg;C</td></tr><tr><td>confocal microscope and associated software</td><td></td><td></td><td>We use a Nikon C2plus Confocal Microscope with NIS-elements AR software</td></tr><tr><td>rocker</td><td>Bio-Rad</td><td>1660710EDU</td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing multiciliated cells in the zebrafish through a combined protocol of whole mount fluorescent in situ hybridization and immunofluorescence

בשנים האחרונות התפתחה העובר דג זברה מודל פופולרי ללמוד ביולוגיה התפתחותית בשל תכונות כמו האקסית עם רחם התפתחות העובר ועל שקיפות אופטית. בפרט, העובר דג זברה הפך אורגניזם חשוב ללמוד כליות חוליות organogenesis, כמו גם פיתוח תא multiciliated (MCC). כדי להמחיש MCCs בכליות דג זברה עובריים, אנו פיתחו פרוטוקול משולב כולה-הר פלורסנט בחיי עיר הכלאה (דג), כל הר immunofluorescence (אם) המאפשרת הדמיה ברזולוציה גבוהה. כתב יד זה מתאר את הטכניקה שלנו עבור שיתוף לוקליזציה תעתיקים RNA וחלבון ככלי להבין טוב יותר את התקנון של תוכניות התפתחותיות דרך הביטוי של שושלת היוחסין גורמים שונים.

פראי-סוג דג זברה עוברי תוקנו-24 hpf מיד מוכן כמתואר לעיל. איור 1 מציג זרימת עבודה ניסויית יחד עם שלבים מאויר שנבחרו. זרימת העבודה המתוארות בשלבים 1-8 כוללת תהליכי רכש לדוגמה קיבוע, מניפולציה של רקמות קבוע לתייג תעתיקים אנדוגני עם antisense riboprobes ולאחר מכן immunofluorescence תווית protein(s) עניין. שלב 9 בזרימת העבודה מתייחס את ההרכבה והדמיה טכניקות שתוכננה במיוחד כדי למטב ויזואליזציה של גזע עובריים דג זברה. בציורים המלווים צעד 9, אנו ממחישים את השיטה של מניפולציה כדי למקמם הרקמה על משטח זכוכית. בשלב זה, מוסרים את הכדור הראש ואת החלמון של העובר, עוזב את הזנב למקם רוחבית בין שקופיות זכוכית coverslip. הסרת החלמון הכדור ואת הראש הוא הציע עבור ההדמיה הטובה ביותר של האוכלוסייה MCC תושב pronephros, כמו הכדור חלמון שזוהר אוטומטית מונעת את תהליך ההרכבה.
להחליפן בתמונות שהושג באמצעות מיקרוסקופ קונפוקלי ניתנים איור 2, אשר מראה העובר פראי-סוג זהה בהגדלה X 60 ו- a זום דיגיטלי בהגדלה אותו. הלוחות המובילים לספק תמונות של כל ערוץ בודדים, ואילו הלוחות שני התחתון הכיסוי ללא הפרדות צבע של נתונים הדמיה אלה. התיבה הלבנה (בתמונה בעמודה הימנית) מתאר את האזור בו הוא המוקד של זום דיגיטלי (התמונה בעמודה הימנית). מודגש בחלונית הסופי של זום דיגיטלי, גרעינים הודבקו תוויות של דאפי, MCCs התגלו מבוסס על riboprobe antisense שנועדו לזהות odf3b, כאשר נוגדנים γ-טובולין מציינות הגופים הבזליים וα-טובולין מציין את cilia. זום דיגיטלי הכיסוי ללא הפרדות צבע, למעגל מקווקו צהוב מציינת להיקף פוקסי, אשר זוהה בשל הבעלות של odf3b תעתיקים, מספר הגופים הבזליים cilia. בתא מונו-ciliated הסמוך, עם עיגול צהוב מנוקד, תוויות מזוהה בהתבסס על פנוטיפ של אחזקת גוף בזאלי אחד, עם ריסי יחיד.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56261/56261fig1.jpg"> איור 1: סכימטי של זרימה ניסיוני. זה תרשים זרימה מראה זרימת עבודה ניסויית, בליווי איורים של השלבים הקריטיים שבהם פתית השלג מציין הדגירה קר, שלושת הקווים מעוקל מייצגים החום ומייצג השעון דגירה ארוך פעמים. זרימת העבודה יכולה להתבצע במינימום של 6 ימים (ראה מספר יום בפינה הימנית העליונה של כל שלב בתהליך), אך ניתן לבצע כמה צעדים במשך פרקי זמן ארוכים יותר, כאמור בפרוטוקול. תיאור מפורט של תהליך הרכבה מצויר, הממחיש את הזנב הסופי רכוב העובר בין שקופיות זכוכית coverslip. שתיבה מקווקוות שחור מתווה את האזור בו נמצא עם תמונה בהגדלה X 60. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56261/56261fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56261/56261fig2.jpg"> איור 2: נציג תוצאות להמחשת MCCs של pronephros דג זברה. השלכות תמונה מרבי של העובר פראי-סוג דג זברה hpf 24 60 X הגדלה, כמו גם a זום דיגיטלי-קונפוקלי בהגדלה X 60 של העובר אותו. בתיבות לבן מצביעים על אזור ממוקד עבור מרחק מתצוגה. כתמים בודדים של דאפי (גרעינים), odf3b (חשמליים Mcc), וγ-טובולין (basal גופות) וα-טובולין (cilia) שכותרתו, ואז התמזגה יחד הפאנלים התחתון שני. ב זום דיגיטלי, אנו מספקים הערכות של המיקומים תא כדלקמן: MCC תחומה על-ידי העיגול הצהוב מקווקו, ומתאר למעגל צהוב מנוקד תא מונו-ciliated. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56261/56261fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence at JoVE.c

Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

פיתוח cilia חיוני organogenesis נכונה. פרוטוקול זה מתאר שיטת אופטימיזציה תווית, דמיינו תאים ciliated של דג זברה.

להמחיש Multiciliated בתאים דג זברה באמצעות פרוטוקול משולב של פלורסנט הר שלמה בחיי עיר הכלאה, Immunofluorescence

In recent years, the zebrafish embryo has emerged as a popular model to study developmental biology due to traits such as ex utero embryo development and ...

visualizing-multiciliated-cells-zebrafish-through-combined-protocol

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

8.1K Views.  University of Notre Dame. פיתוח cilia חיוני organogenesis נכונה. פרוטוקול זה מתאר שיטת אופטימיזציה תווית, דמיינו תאים ciliated של דג זברה.

Video: Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish embryos, injection of plasmid DNA results in mosaic expression, allowing for the visualization of single cells or small clusters of cells 1 . We describe how injection of plasmid DNA encoding membrane-targeted Green Fluorescent Protein (mGFP) under the control of a ubiquitous promoter can be used for imaging cells undergoing neurulation. Central to this protocol is the methodology for imaging labeled cells at high resolution in sections and also in real time. This protocol entails the injection of mGFP DNA into young zebrafish embryos. Embryos are then processed for vibratome sectioning, antibody labeling and imaging with a confocal microscope. Alternatively, live embryos expressing mGFP can be imaged using time-lapse confocal microscopy. We have previously used this straightforward approach to analyze the cellular behaviors that drive neural tube formation in the hindbrain region of zebrafish embryos 2. The fixed preparations allowed for unprecedented visualization of cell shapes and organization in the neural tube while live imaging complemented this approach enabling a better understanding of the cellular dynamics that take place during neurulation.

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early embryo is the ability to image cells at high resolution. We describe here a technique for labeling single cells or small clusters of cells in whole zebrafish embryos with membrane-targeted Green Fluorescent Protein.

סימון תאים הדמיה למוח האחורי של דג הזברה

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish ...

Neuroscience

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

הדמית מבני subcellular בעובר דג הזברה החייה

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Immunostaining Phospho-epitopes in Ciliated Organs of Whole Mount Zebrafish Embryos

The rapid proliferation of cells, the tissue-specific expression of genes and the emergence of signaling networks characterize early embryonic development of all vertebrates. The kinetics and location of signals - even within single cells - in the developing embryo complements the identification of important developmental genes. Immunostaining techniques are described that have been shown to define the kinetics of intracellular and whole animal signals in structures as small as primary cilia. The techniques for fixing, imaging and processing images using a laser-scanning confocal compound microscope can be completed in as few as 36 hr.
Zebrafish (Danio rerio) is a desirable organism for investigators who seek to conduct studies in a vertebrate species that is affordable and relevant to human disease. Genetic knockouts or knockdowns must be confirmed by the loss of the actual protein product. Such confirmation of protein loss can be achieved using the techniques described here. Clues into signaling pathways can also be deciphered by using antibodies that are reactive with proteins that have been post-translationally modified by phosphorylation. Preserving and optimizing the phosphorylated state of an epitope is therefore critical to this determination and is accomplished by this protocol.
This study describes techniques to fix embryos during the first 72 hr of development and co-localize a variety of relevant epitopes with cilia in the Kupffer&#39;s Vesicle (KV), the kidney and the inner ear. These techniques are straightforward, do not require dissection and can be completed in a relatively short period of time. Projecting confocal image stacks into a single image is a useful means of presenting these data.

Techniques are described to immunostain phospho-epitopes in whole zebrafish embryos and then conduct two-color fluorescent confocal localization in cellular structures as small as primary cilia. The techniques for fixing and imaging can define the location and kinetics of the appearance or activation of specific proteins.

Phospho-אפיטופים Immunostaining באיברים ריסי של עוברי דג הזברה שלמים הר

The rapid proliferation of cells, the tissue-specific expression of genes and the emergence of signaling networks characterize early embryonic development ...

Chemistry

Visualizing the Interrenal Steroidogenic Tissue and Its Vascular Microenvironment in Zebrafish

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying differentiated steroidogenic tissues through chromogenic histochemical staining of 3-&#946;-Hydroxysteroid dehydrogenase /&#916;5-4 isomerase (3&#946;-Hsd) activity-positive cells is critical for monitoring the morphology and differentiation of adrenocortical and interrenal tissues in mammals and teleosts, respectively. In the zebrafish model, the optical transparency and tissue permeability of the developing embryos and larvae allow for whole-mount staining of 3&#946;-Hsd activity. This staining protocol, as performed on transgenic fluorescent reporter lines marking the developing pronephric and endothelial cells, enables the detection of the steroidogenic interrenal tissue in addition to the kidney and neighboring vasculature. In combination with vibratome sectioning, immunohistochemistry, and confocal microscopy, we can visualize and assay the vascular microenvironment of interrenal steroidogenic tissues. The 3&#946;-Hsd activity assay is essential for studying the cell biology of the zebrafish interrenal gland because to date, no suitable antibody is available for labeling zebrafish steroidogenic cells. Furthermore, this assay is rapid and simple, thus providing a powerful tool for mutant screens targeting adrenal (interrenal) genetic disorders as well as for determining disruption effects of chemicals on steroidogenesis in pharmaceutical or toxicological studies.

The interrenal gland in zebrafish is the teleostean counterpart of the mammalian adrenal gland. This protocol introduces how to perform the 3-&#946;-hydroxysteroid dehydrogenase (&#916;5-4 isomerase; 3&#946;-Hsd) enzymatic activity assay, which detects differentiated steroidogenic cells in the developing zebrafish.

לדמיין את רקמות Interrenal Steroidogenic ו microenvironment הדם שלה דג הזברה

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying ...

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

דג הזברה שלמים הר ברזולוציה גבוהה פעמיים פלורסנט באתרו הכלאה

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

Biology

Visualization of Cellular Electrical Activity in Zebrafish Early Embryos and Tumors

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling processes of excitable neuronal and muscular cells and many other biological processes, such as embryonic developmental patterning. However, there is a need for in vivo electrical activity monitoring in vertebrate embryogenesis. The advances of genetically encoded fluorescent voltage indicators (GEVIs) have made it possible to provide a solution for this challenge. Here, we describe how to create a transgenic voltage indicator zebrafish using the established voltage indicator, ASAP1 (Accelerated Sensor of Action Potentials 1), as an example. The Tol2 kit and a ubiquitous zebrafish promoter, ubi, were chosen in this study. We also explain&#160;the processes of Gateway site-specific cloning, Tol2 transposon-based zebrafish transgenesis, and the imaging process for early-stage fish embryos and fish tumors using regular epifluorescent microscopes. Using this fish line, we found that there are cellular electric voltage changes during zebrafish embryogenesis, and fish larval movement. Furthermore, it was observed that in a few zebrafish malignant peripheral nerve sheath tumors, the tumor cells were generally polarized compared to the surrounding normal tissues.

Here, we show the process of creating a cellular electric voltage reporter zebrafish line to visualize embryonic development, movement, and fish tumor cells in vivo.

ויזואליזציה של הפעילות החשמלית הסלולר עוברי מוקדם דג זברה, גידולים

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling ...

Live Imaging of Cell Motility and Actin Cytoskeleton of Individual Neurons and Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos

The zebrafish is an ideal model for imaging cell behaviors during development in vivo. Zebrafish embryos are externally fertilized and thus easily accessible at all stages of development. Moreover, their optical clarity allows high resolution imaging of cell and molecular dynamics in the natural environment of the intact embryo. We are using a live imaging approach to analyze cell behaviors during neural crest cell migration and the outgrowth and guidance of neuronal axons.
Live imaging is particularly useful for understanding mechanisms that regulate cell motility processes. To visualize details of cell motility, such as protrusive activity and molecular dynamics, it is advantageous to label individual cells. In zebrafish, plasmid DNA injection yields a transient mosaic expression pattern and offers distinct benefits over other cell labeling methods. For example, transgenic lines often label entire cell populations and thus may obscure visualization of the fine protrusions (or changes in molecular distribution) in a single cell. In addition, injection of DNA at the one-cell stage is less invasive and more precise than dye injections at later stages.
Here we describe a method for labeling individual developing neurons or neural crest cells and imaging their behavior in vivo. We inject plasmid DNA into 1-cell stage embryos, which results in mosaic transgene expression. The vectors contain cell-specific promoters that drive expression of a gene of interest in a subset of sensory neurons or neural crest cells. We provide examples of cells labeled with membrane targeted GFP or with a biosensor probe that allows visualization of F-actin in living cells1.
Erica Andersen, Namrata Asuri, and Matthew Clay contributed equally to this work.

This protocol describes imaging of individual neurons or neural crest cells in living zebrafish embryos. This method is used to examine cellular behaviors and actin localization using fluorescence confocal time-lapse microscopy.

הדמיה חיה של תנועתיות התא ואת cytoskeleton אקטין של נוירונים בודדים לבין תאים קרסט עצבית בעוברים דג הזברה

The zebrafish is an ideal model for imaging cell behaviors during development in vivo. Zebrafish embryos are externally fertilized and thus easily ...

Whole Mount Immunohistochemistry in Zebrafish Embryos and Larvae

Immunohistochemistry is a widely used technique to explore protein expression and localization during both normal developmental and disease states. Although many immunohistochemistry protocols have been optimized for mammalian tissue and tissue sections, these protocols often require modification and optimization for non-mammalian model organisms. Zebrafish are increasingly used as a model system in basic, biomedical, and translational research to investigate the molecular, genetic, and cell biological mechanisms of developmental processes. Zebrafish offer many advantages as a model system but also require modified techniques for optimal protein detection. Here, we provide our protocol for whole-mount fluorescence immunohistochemistry in zebrafish embryos and larvae. This protocol additionally describes several different mounting strategies that can be employed and an overview of the advantages and disadvantages each strategy provides. We also describe modifications to this protocol to allow detection of chromogenic substrates in whole mount tissue and fluorescence detection in sectioned larval tissue. This protocol is broadly applicable to the study of many developmental stages and embryonic structures.

Here, we present a protocol for fluorescent antibody-mediated detection of proteins in whole preparations of zebrafish embryos and larvae.

כל הר אימונוהיסטוכימיה בזיבפיש עוברים וזחלים

Immunohistochemistry is a widely used technique to explore protein expression and localization during both normal developmental and disease states. ...

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model congenital abnormalities. During the first day of life, the zebrafish embryo progresses through many developmental stages including fertilization, cleavage, gastrulation, segmentation, and the organogenesis of structures such as the kidney, heart, and central nervous system. The anatomy of a young zebrafish embryo presents several challenges for the visualization and analysis of the tissues involved in many of these events because the embryo develops in association with a round yolk mass. Thus, for accurate analysis and imaging of experimental phenotypes in fixed embryonic specimens between the tailbud and 20 somite stage (10 and 19 hours post fertilization (hpf), respectively), such as those stained using whole mount in situ hybridization (WISH), it is often desirable to remove the embryo from the yolk ball and to position it flat on a glass slide. However, performing a flat mount procedure can be tedious. Therefore, successful and efficient flat mount preparation is greatly facilitated through the visual demonstration of the dissection technique, and also helped by using reagents that assist in optimal tissue handling. Here, we provide our WISH protocol for one or two-color detection of gene expression in the zebrafish embryo, and demonstrate how the flat mounting procedure can be performed on this example of a stained fixed specimen. This flat mounting protocol is broadly applicable to the study of many embryonic structures that emerge during early zebrafish development, and can be implemented in conjunction with other staining methods performed on fixed embryo samples.

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is an excellent model for developmental biology research. During embryogenesis, zebrafish develop with a yolk mass, which presents three-dimensional challenges for sample observation and analysis. This protocol describes how to create two-dimensional flat mount preparations of whole mount in situ (WISH) stained zebrafish embryo specimens.

הר הכנה שטוחה לתצפית וניתוח של עובר דג הזברה דוגמאות ויטראז בהר שלם<em&gt; באתרו</em&gt; הכלאה

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model ...

In Situ Hybridization Combined with Immunohistochemistry in Cryosectioned Zebrafish Embryos

As a vertebrate, the zebrafish has been widely used in biological studies. Zebrafish and humans share high genetic homology, which allows its use as a model for human diseases. Gene function study is based on the detection of gene expression patterns. Although immunohistochemistry offers a powerful way to assay protein expression, the limited number of commercially available antibodies in zebrafish restricts the application of costaining. In situ hybridization is widely used in zebrafish embryos to detect mRNA expression. This protocol describes how to obtain images by combining in situ hybridization and immunohistochemistry for zebrafish embryo sections. In situ hybridization was performed prior to cryosectioning, followed by antibody staining. Immunohistochemistry and the imaging of a single cryosection were performed after in situ hybridization. The protocol is helpful to unravel the expression pattern of two genes, first by in situ transcript detection and then by immunohistochemistry against a protein in the same section.

In Situ Hybridization Combined with Immunohistochemistry in Cryosectioned Zebrafish Embryos

This protocol describes how to obtain images by combining in situ hybridization and immunohistochemistry of zebrafish embryonic sections. In situ hybridization was performed prior to cryosectioning, followed by antibody staining. It is useful to detect the expression patterns of two genes in zebrafish if there is a paucity of antibodies.

ב Situ הכלאה בשילוב עם אימונוהיסטוכימיה בעוברי דגי זברה Cryosectioned

As a vertebrate, the zebrafish has been widely used in biological studies. Zebrafish and humans share high genetic homology, which allows its use as a ...