Imaging fluorescente combinata vicino infrarosso e la tomografia micro-computerizzata per Direttamente Visualizzazione cerebrale tromboembolie

Riepilogo

Questo protocollo descrive l'applicazione della tomografia combinata a fluorescenza nel vicino infrarosso (NIRF) imaging e micro-computerizzata (microCT) per la visualizzazione tromboembolie cerebrale. Questa tecnica consente la quantificazione del carico trombotico ed evoluzione. La tecnica di imaging NIRF visualizza fluorescente trombo nel cervello asportato, mentre la tecnica microCT visualizza trombo all'interno gli animali viventi utilizzando oro-nanoparticelle.

Abstract

l'imaging diretto trombo visualizza la causa principale di infarto tromboembolica. Essere in grado di immagine trombo permette direttamente di gran lunga migliore ricerca di ictus che basarsi su misure indirette, e sarà uno strumento potente e robusto ricerca vascolare. Usiamo un approccio di imaging ottico che etichetta trombi con un pennarello l'imaging molecolare trombo - una sonda fluorescente Cy5.5 vicino infrarosso (NIRF) che è legata covalentemente ai filamenti di fibrina del trombo dall'azione enzimatica fibrina reticolazione di attivazione fattore della coagulazione XIIIa durante il processo di maturazione coagulo. Un micro-tomografia computerizzata (microCT) approccio basata su utilizza nanoparticelle di oro trombo-seeking (AuNPs) funzionalizzati di indirizzare il componente principale del coagulo: fibrina. Questo documento descrive un protocollo dettagliato per la combinata in vivo microCT e ex vivo l'imaging NIRF di tromboembolie in un modello murino di ictus embolico. Abbiamo dimostrato che in vivo </ em> microCT e AuNPs glicole-chitosano fibrina mirati (FIB-GC-AuNPs) può essere utilizzato per la visualizzazione sia in situ trombi e cerebrale trombi embolico. Descriviamo anche l'uso di imaging in vivo trombo diretta microCT-based per monitorare serialmente gli effetti terapeutici del plasminogeno tissutale trombolisi attivatore-mediata. Dopo l'ultima sessione di imaging, dimostriamo da ex vivo NIRF imaging la portata e la distribuzione di tromboembolie residua nel cervello. Infine, si descrive l'immagine di analisi quantitative e microCT NIRF dati di imaging. La tecnica combinata di immagini dirette trombo permette due metodi indipendenti di visualizzazione trombo da confrontare: l'area del segnale fluorescente trombi correlati a ex vivo NIRF l'imaging rispetto al volume di iperdensa microCT trombi in vivo.

Introduzione

Uno in 6 persone avranno un ictus a un certo punto nella loro vita. Ictus ischemico è di gran lunga il tipo di tratto più comune, e rappresenta circa il 80 per cento di tutti i casi di ictus. Perché tromboembolie causano la maggior parte di questi ictus ischemico, vi è un crescente interesse per l'imaging diretto trombo.

E 'stato stimato che circa 2 milioni di cellule cerebrali muoiono durante ogni minuto di cerebrale media occlusione dell'arteria ^1, che porta lo slogan "Il tempo è cervello". La tomografia computerizzata (CT) studi può essere fatto rapidamente, e sono ampiamente disponibili; Per questo motivo, CT rimane il imaging di scelta per la diagnosi e il trattamento di ictus ischemico iperacuto iniziale. CT è particolarmente utile per informare le prime decisioni critiche: la somministrazione di attivatore tissutale del plasminogeno (tPA) per trombolisi e / o triaging a endovascolare coagulo-recupero ^2. Attuale CT-based Imaging trombo, tuttavia, non può in serie monitorare cerebral tromboembolie in vivo, perché utilizza metodi indiretti per dimostrare trombi: dopo opacizzazione della pozza di sangue da parte di contrasto iodati, il trombi sono dimostrati come difetti di riempimento nei vasi. Ci sono limiti di dose ei rischi associati con la somministrazione ripetuta di contrasto iodato, che precludono ripetono l'imaging di trombi in questo modo.

Pertanto, vi è una necessità critica per una metodologia di imaging diretto trombi cerebrale nei pazienti con ictus, per consentire più veloce e migliori decisioni di trattamento da effettuare. Noi proponiamo di ottenere questo risultato, migliorando il valore del CT, la modalità di imaging prima linea attualmente utilizzata per il colpo, con l'uso di un agente di imaging molecolare nanoparticular trombo-seeking.

Abbiamo dimostrato l'uso di questo agente utilizzando micro-tomografia computerizzata (microCT), ad alta risoluzione ex vivo o in vivo (piccoli animali) la versione per immagini della TC che permette l'acquisizione rapida di dati ^{3,4. Anche con il relativamente scarso contrasto dei tessuti molli a disposizione per le piccole microCT animali (molto peggio di quanto disponibili da scanner umani imprese), l'agente di imaging è stato in grado di cercare e contrassegnare trombi facendoli iperdensa alla TC, un 'segno nave densa' arricchito da molecolare imaging.}

A complemento della tecnica CT, il nostro gruppo ha già messo a punto una tecnica di imaging trombo diretta ottica utilizzando la sonda fluorescente Cy5.5 nel vicino infrarosso (NIRF) di visualizzare cerebrale trombo onere ^5. Questa è una tecnica ex vivo sul cervello post mortem, ma è molto sensibile, e serve a confermare dati in vivo nella cornice di ricerca.

Avendo entrambi TC e NIRF basano tecniche di imaging trombo-seeking ci permette di confrontare e contrapporre queste tecniche per ottenere i dati altamente informativi sul ruolo di trombi e di imaging trombo nel processo di sviluppo ictus ischemico.

Here, descriviamo un protocollo dettagliato di una tecnica combinata di microCT in vivo e ex vivo l'imaging NIRF di visualizzare direttamente tromboembolie in un modello murino di ictus embolico. Questi metodi semplici e robusti sono utili per migliorare la nostra comprensione delle malattie trombotiche consentendo l'accurata nella valutazione vivo di trombi carico / distribuzione e caratterizzazione dell'evoluzione trombo dinamica in modo rapido e quantitativa in vivo durante la terapia, seguita da ex vivo dati che serve come controllo e standard di riferimento per la conferma dei risultati di imaging in vivo.

Protocollo

Tutte le procedure sugli animali hanno dimostrato in questo protocollo sono stati esaminati e approvati dal Comitato di cura e l'uso di animali Ilsan Hospital Dongguk University e condotto in conformità con i principi e le procedure descritte nella Guida NIH per la cura e l'uso di animali.

1. Preparazione di esogena coagulo formato etichetta con la fluorescenza Marker (Figura 1)

1. Anestetizzare un topo in una camera di induzione utilizzando 3% isoflurano miscelato con il 30% di ossigeno (1,5 L / min 100% di ossigeno). Assicurare un'adeguata profondità dell'anestesia osservando tono muscolare e confermando l'assenza del riflesso punta pinch.
2. Posto l'animale su un telo sterile in posizione prona, e tenerlo in anestesia utilizzando una maschera inalazione e 2% isoflurano miscelato con il 30% di ossigeno. Eseguire le seguenti procedure utilizzando tecniche asettiche e sterili abiti / maschere / guanti / strumenti. Mantenere condizioni sterili per la pulizia e la sanificazione dell'area sperimentale con il 70% di alcol prima di unnd dopo le procedure.
3. Prelevare il sangue di circa 300 ~ 1000 ml arteriosa dopo puntura cardiaca ^6. Mescolare 70 ml di sangue intero con 30 microlitri sonda C15 ⁵ (20 micromol / L concentrazione), una sonda fluorescente Cy5.5 sensibili all'attività di fibrina-reticolazione del fattore attivato XIII (FXIIIa) coagulazione enzimatica, in occasione fluorescente il coagulo (Figura 1A ). Iniettare il sangue misto utilizzando una siringa da 3 ml (23 gauge) in un tubo di polietilene lungo 20 cm (PE-50, ID 0,58 millimetri). tubi PE deve essere sterilizzato (o certificato sterili dal produttore) e la formazione di coaguli deve essere preparato asetticamente in una cappa di coltura di tessuti.
4. Verificare morte dell'animale osservando la mancanza di respiro e pulsazioni cardiache.
5. Lasciare il tubo di sangue caricati a temperatura ambiente per 2 ore, quindi a 4 ° C per 22 ore, ed eseguire le procedure seguenti, come riportato in precedenza ^7.
6. Tagliare il tubo trombo contenenti in pezzi di 1,5 cm di lunghezza. Usando una siringa da 3 ml riempito con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS), espellere trombo su una piastra da 6 pozzetti PBS contenente iniettando delicatamente PBS in ogni pezzo di tubo. Lavare i trombi tre volte con PBS (Figura 1B).
7. Caricare la porzione di estremità distale di un cm lungo PE-10 tubo 15 (ID 0,28 millimetri) con 1,5 cm lungo trombo disegnando attentamente il trombo lavato, evitando bolle d'aria, utilizzando una siringa da 1 ml di soluzione salina-riempita con 30 gauge che viene inserito nell'estremità prossimale del tubo.
8. Collegare il PE-10 tubo trombo-caricato con una lunghezza di 3 cm PE-50 tubo (ID 0,58 millimetri) modificato per avere una estremità rastremata (ID 200 micron), che sarà collocato sull'arteria cerebrale media (MCA) - cerebrale anteriore Area arteria (ACA) biforcazione della carotide interna (ICA) in un modello murino di ictus embolico (Figura 1C).

2. Modellazione un modello murino di ictus tromboembolico (Figura 2)

1. AnesthetizEA mouse diverso da accarezzò come precedentemente riportato ⁷ in una camera di induzione utilizzando 3% isoflurano miscelato con il 30% di ossigeno (1,5 L / min). Iniettare Meloxicam (5 mg / kg) per via sottocutanea per alleviare il dolore post-operatorio. Assicurare un'adeguata profondità dell'anestesia osservando tono muscolare e confermando l'assenza del riflesso punta pinch.
2. Applicare una piccola quantità di pomata veterinaria per ciascun occhio per prevenire la secchezza durante l'anestesia. Eseguire le seguenti procedure chirurgiche utilizzando tecniche asettiche e sterili abiti / maschere / guanti / strumenti. Mantenere condizioni sterili per la pulizia e la sanificazione della zona chirurgica con 70% alcol prima, durante e dopo l'intervento chirurgico.
3. Muovi il mouse per un tavolo operatorio. Posto l'animale su un telino sterile in posizione prona, e tenerlo in anestesia utilizzando una maschera inalazione e 2% isoflurano. Quindi, serrare la temperatura corporea a 36,5 ° C utilizzando una coperta omeotermi con retroazione da un termometro rettale.
4. dopo Surgical preparazione con Betadine e il 70% di alcol, fare una incisione verticale 1 centimetro utilizzando un bisturi sul cuoio capelluto tra l'orecchio sinistro e l'occhio. Colla l'estremità distale della fibra ottica di un flussimetro laser Doppler sulla superficie dell'osso temporale sinistro esposta (1 mm e 4 mm sinistra sotto dal bregma). Quindi, avviare il monitoraggio del flusso Doppler (Figura 2A).
5. Stendere l'animale. Raddrizzare collo tirando dente anteriore superiore con un filo attaccato ad un perno e radere la zona del collo. Poi, fare un 3 cm linea mediana verticale un'incisione, diffonderla aperta, ed esporre l'area bulbo carotideo data da sezionare tessuti molli peri-vascolare. Fare attenzione a non danneggiare il nervo vago.
6. Legare l'arteria sinistra prossimale carotide comune (CCA) utilizzando una sterile 6-0 nero di sutura di seta, e legare l'ICA a sinistra e l'arteria pterigopalatino sinistra (PPA) con sterili 7-0 punti di sutura di seta nera.
7. Cauterizzare la tiroidea superiore sinistro, che è un ramo della esterna usi carotide sinistrang una cauterizzazione elettrica monopolare, e legare il prossimale dell'arteria carotide esterna sinistra (ECA) liberamente e il sito più distale strettamente con sterili 7-0 punti di sutura di seta nera.
8. Utilizzo di un micro-forbice, fare un piccolo foro (circa 0,2 ~ 0,25 micron di diametro) tra i siti legatura della CCE.
9. Inserire il catetere trombo contenente nel foro della Corte dei conti, mentre allentando la prossimale legatura ECA. Serrare nuovamente il prossimale legatura ECA dopo aver avanzato il catetere nella CCA per cinch il catetere in posizione.
10. Cauterize tagliare la parte distale ECA, che è distale al sito legatura distale, e ruotare la libera prossimale ECA senso orario per allinearlo alla direzione dell'ACI mentre si ritira il catetere dal CCA. Poi, far avanzare il catetere di circa 9 mm nella MCA - zona biforcazione ACA del distale ICA subito dopo aver allentato la legatura ICA. Quindi, serrare la legatura ICA.
11. Posizionare il trombo nella zona biforcazione delicatamentepremendo la siringa 1 ml per iniettare il trombo. Controllare la diminuzione di Doppler flusso sanguigno cerebrale (CBF), che dovrebbe essere abbassata del 30% o inferiore rispetto al basale, se il trombo occlude successo recipiente (Figura 2B).
12. Rimuovere il catetere, e legare immediatamente e saldamente il sito prossimale ECA. Inoltre, unligate il CCA e il PPA.
13. Chiudere il sito di incisione con 6-0 punti di sutura in seta. Interrompere l'anestesia dopo aver continuato il monitoraggio Doppler in un arco di tempo desiderato (qui, per 30 minuti dopo l'iniezione di trombi). Ritorno il mouse in una gabbia vuota, e tenere in caldo con una lampada riscaldante. Non lasciare il mouse senza sorveglianza fino a quando non ha acquisito la coscienza sufficiente a mantenere decubito sternale.

3. In Vivo microCT Imaging di Cerebral trombo (Figura 3)

1. Re-anestetizzare il mouse con 2% isoflurano come descritto nel passaggio 2.1 in un time-point prestabilito (qui, 1 hr) dopo l'iniziodi ictus embolico grazie al collocamento di trombi nell'arteria cerebrale. Assicurare un'adeguata profondità dell'anestesia confermando l'assenza del riflesso punta pinch. Applicare una piccola quantità di pomata veterinaria per ciascun occhio per prevenire la secchezza durante l'anestesia.
2. Risospendere nanoparticelle di oro fibrina targeting (FIB-GC-AUNP ⁴⁾ ad una concentrazione di 10 mg / ml in Au 10 mM PBS, e sonicare l'agente di imaging trombo per 30 minuti per garantire dissoluzione e dispersione delle nanoparticelle. Iniettare 300 microlitri FIB-GC-AUNP (10 mg / ml) nella vena del pene.
3. Posto l'animale sul letto di una macchina microCT, e raddrizzare collo tirando il dente anteriore superiore con un filo attaccato ad un perno per ridurre artefatti da movimento.
4. A 5 minuti dopo l'iniezione di fib-GC-AUNP, cominciano a ottenere immagini microCT del cervello. Per gli esperimenti descritti qui, utilizzare i seguenti parametri di imaging: 65 kVp, 60 μA, 26,7 x 26,7 x 27,9 millimetri ³ campo di vista, 0,053 x 0,053 x 0,054 millimetri ³ dimensioni voxel, 100 millisecondi per fotogramma, 1 media, a 360, 512 x 512 matrice di ricostruzione, 600 fette, 64 sec tempo di scansione.
5. Ritorno il mouse in una gabbia vuota, e tenere in caldo con una lampada riscaldante. Non lasciare il mouse senza sorveglianza fino a quando non ha acquisito la coscienza sufficiente a mantenere decubito sternale.
6. Trasformare i dati grezzi in immagini Digital Imaging e delle comunicazioni in formato Medicina (DICOM) tramite il comando 'Start' del pannello 'ricostruzione' in un pacchetto software installato sullo scanner microCT.
7. Per le analisi quantitative delle immagini (al punto 6), di trasformare i dati DICOM in formato TIFF utilizzando un pacchetto software disponibile in commercio in base alle istruzioni del produttore.
8. Per le analisi qualitative e quantitative di analisi in modo più semplice e più rapida, utilizzare il pacchetto software e l'originale 0.054 mm di spessore immagini in formato DICOM per la generazione di una nuova serie diimmagini assiali e coronali resi avere 1 o 2 mm (qui, 2 mm) di spessore, come segue.
   1. Selezionare la cartella DICOM su un albero del 'Data Source', fare clic sul pulsante destro del mouse, e importare la cartella di 'MasterDB' o 'PrivateDB'.
   2. Fare clic sul 'MasterDB' o 'PrivateDB' nella struttura del 'origine dati', e selezionare la cartella importata. Dopo aver fatto clic sulla scheda '3D' sul pannello di sinistra, quando finestra 'Opzioni' di caricamento si apre, premere 'OK' per importare una sequenza di immagini nella cartella come una pila.
   3. Modificare la rappresentazione di immagini in formato di proiezione massima intensità (MIP) facendo clic sulla parola 'MRP' nel assiale e finestre delle immagini coronali e scegliendo 'MIP' nel menu a comparsa. Quindi, cambiare lo spessore dell'immagine a 2 mm dopo aver cliccato 'TH: 0 [mm]' nelle stesse finestre.
   4. Utilizzando il 2 mm Larghezza 3D nabar vigator che permette di esplorare una serie di immagini e affettare in un angolo e la posizione del caso, preparare un'immagine sezione di spessore assiale a 2 mm con una copertura completa del circolo di Willis (COW), che ospita trombi. Fare clic sul pulsante di acquisizione (icona della fotocamera) sul pannello 'Output'. Salvare l'immagine in formato TIFF.
9. Poi, preparare cinque spessore di 2 mm sezione immagini coronali che coprono contiguo dal lobo frontale al cervelletto.
   1. In primo luogo, preparare la seconda fetta allineando con attenzione la barra di navigazione sull'immagine assiale in modo che l'immagine coronale può meglio visualizzare la MCA - trombi ACA.
   2. Quindi, preparare gli altri quattro fette in modo contiguo. Fare clic sul pulsante di acquisizione (icona della fotocamera) sul pannello 'Output'. Salvare le immagini in formato TIFF.

4. trombolisi e in vivo microCT Imaging di Cerebral trombo (Figura 3)

1. Preparare lunga 100 centimetri PE-10 tubo con un ago da 30 gauge su un'estremità e una siringa da 1 ml sull'altra estremità. Riempire il tubo con soluzione salina (600 ml) o tPA (qui, 24 mg / kg, 600 microlitri) evitando bolle d'aria.
2. Re-anestetizzare il mouse come descritto nel passaggio 2.1. Inserire la punta dell'ago all'interno della vena del pene dell'animale. Posto l'animale con cura sul letto della macchina microCT. Poi, immobilizzare e stabilizzare la parte iniettata per via endovenosa del sistema catetere taping al letto.
3. Eseguire una sessione di imaging di follow-up come base di riferimento pre-trattamento. Poi, iniettare o 60 microlitri di soluzione salina normale o tPA premendo lo stantuffo della siringa nel sistema catetere. Dopo l'iniezione in bolo, comincerà a infondere la soluzione rimanente (540 ml) per un periodo di tempo (qui, 30 min).
4. Ottenere immagini microCT utilizzando gli stessi parametri nella fase 3.4 in punti temporali pre-specificati: qui, alle 3 e 24 ore dopo l'iniezione in bolo. Per eseguire il seguente ex vivo NIRF ThromImaging bus del cervello, eutanasia l'animale in anestesia per dislocazione cervicale.

5. Ex Vivo NIRF trombo Imaging e trifeniltetrazolo cloruro (TTC) colorazione del tessuto cerebrale (Figura 4)

1. Dopo la decapitazione, rimuovere il cuoio capelluto e tagliare il cranio con le forbici del foro occipitale verso il sutura sagittale. Rimuovere la volta cranica elevando accuratamente i bordi del cranio incisa con le forbici, evitando lesioni al cervello sottostante, quindi mettendo a nudo gli emisferi.
2. Tagliare i nervi ottici nella base del cervello più vicino possibile alla superficie del cervello, perché potrebbero sovrapporsi con il cerchio di arterie Willis che devono essere visualizzati su imaging NIRF. Quindi, al fine di visualizzare chiaramente la forma a Y 'MCA / ACA / ICA distale' per imaging NIRF trombo, tagliare il distale ICA, per quanto possibile alla superficie del cervello dopo la compressione delicatamente la base del cervelletto per esporre °punti di taglio e (Figura 4a).
3. Eseguire l'imaging NIRF (eccitazione / emissione, 675/690 nm; 1 esposizione sec) del tessuto cerebrale rimosso con la base rivolta verso l'alto (figura 4B, C), che visualizza il tromboembolie fluorescente nelle arterie della vacca (Figura 4D) . Quindi, eseguire ulteriori immagini con il vertice del cervello rivolta verso l'alto, che visualizza tromboembolie corticali. Evitare l'essiccazione del cervello mettendo alcune gocce di soluzione salina sul tessuto.
4. Utilizzando un dispositivo matrice cerebrale secondo le istruzioni del produttore, preparare rapidamente 2 mm di spessore fette di cervello coronale: 6 pezzi di 2 mm fette spesse (2.3, 0.3, -1.7, -3.7, -5.7 mm dal bregma). Evitare asciugatura delle fette di cervello utilizzando gocce saline, ed eseguire NIRF imaging sia la parte anteriore e la superficie posteriore delle sezioni.
5. Mettere le fette di cervello in soluzione al 2% di cloruro trifeniltetrazolo (TTC) per 20 minuti, evitando l'esposizione al light. Quindi spostare le fette in soluzione di formaldeide 4% a 4 ° C, evitando l'esposizione alla luce.

6. Quantificazione del trombo Area Uso delle immagini MicroCT e ImageJ (1.49d) Software (Figura 5)

1. Immagini aperte (Figura 5a).
   1. Aprire i file di sequenze di immagini per creare un file di stack scegliendo 'File> Importa> Immagine Sequenza' o 'File> Apri'. Convertire le immagini a 8-bit in scala di grigi utilizzando 'Immagine> Tipo> 8-bit'.
2. Convertire l'unità da pollici a millimetri (Figura 5A).
   1. Quando un pixel dei file di immagini CT corrisponde a 0,053 mm, usare 'Analisi> Imposta scala' per inserire '1', '0,053', e 'mm' per 'distanza in pixel', 'distanza nota', e 'Unità di lunghezza 'rispettivamente.
   2. Quando (solo) una barra di scala è disponibile,utilizzando lo strumento 'Linea Retta' disegnare una linea con la sua lunghezza uguale a quella della barra di scala. Quindi, utilizzare 'Analisi> Imposta scala' per inserire la lunghezza della barra di scala in millimetri.
3. Sottrazione del fondo (Figura 5B)
   1. Con posto con 'Modifica> Selezione> Specifica' una regione circolare o rettangolare di interesse (ROI) in una zona del parenchima cerebrale, senza trombo o regioni iperdense ossee legate. Poiché il ROI specificato vale per ogni fetta della pila, controllare per essere sicuri, se non si sovrappone con le regioni iperdense in ogni fetta.
   2. Scegliere 'Plugin> ROI> BG sottrazione dal ROI' e immettere 2,0 per il 'Numero di stdev dalla media'.
4. Segmentazione di tromboembolie legate iperdensa lesioni (Figura 5C)
   1. Scegliere 'Immagine> Regola> Soglia', e inserire i valori di 'Lower Livello soglia 'e' Livello soglia superiore 'come, rispettivamente, 22 e 255,. Seleziona 'Over / Under' per visualizzare pixel al di sotto del valore di soglia inferiore in blu, pixel thresholded in scala di grigi, e pixel al di sopra del valore di soglia superiore in verde.
   2. Utilizzare la 'Selezione a mano libera Tool' per disegnare ROI che circondano lesioni iperdense tromboembolie legate senza includere zone ossee. Durante il disegno, tenere premuto uno dei due [shift] o [Alt] per aggiungere o rimuovere una regione, rispettivamente.
      Nota: Se le lesioni tromboemboliche iperdense sono distanti da strutture ossee, al posto della 'Selezione a mano libera Tool', 'bacchetta' può essere tranquillamente utilizzato senza cambiare il suo livello di 'tolleranza'.
5. La quantificazione delle lesioni segmentati (Figura 5D)
   1. Utilizzare 'Analisi> Imposta Misure' da scegliere 'Area', 'medio grigio Valore', e 'densità integrata (Area X Media)9 ;. Controllare le seguenti opzioni: 'Limite di Soglia' e 'Display Etichetta'. Utilizzare 'Analizza> Measure' per ottenere i dati quantificati. Poi, salvare i risultati in un file ".xls".
   2. Salvare il file di stack in formato TIFF. Inoltre, usare 'Analizza> Strumenti> ROI manager' per salvare le ROI.

Risultati

Immagini Baseline microCT, ottenuti in vivo dopo somministrazione FIB-GC-AUNP (10 mg / ml, 300 ml) in 1 ora dopo ictus embolico, chiaramente visualizzato trombo cerebrale nel MCA - ACA zona biforcazione distale dell'arteria carotide interna (Figura 6 ). Follow-up di immagini microCT non ha mostrato alcun cambiamento nel trombo mucca con trattamento salino. Tuttavia, il trattamento con tPA mostrato una graduale dissoluzione del trombo COW (frecce blu in

Discussione

Abbiamo dimostrato l'uso di due complementari molecolari tecniche di imaging per l'imaging trombo diretta in modelli sperimentali di ictus embolico: un fibrina mirata nanoparticelle d'oro (FIB-GC-AUNP) per l'imaging microCT-based in vivo, e un FXIIIa mirato sonda di imaging ottico per ex vivo per immagini a fluorescenza.

Dopo somministrazione endovenosa di fib-GC-AuNPs, trombi divenne visibile alla TC come strutture dense, causata dalle particelle diventando...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Machines
microCT	NanoFocusRay, JeonJu, Korea	NFR Polaris-G90
NIRF imaging system	Roper-scientific,Tucson, AZ	coolsnap-Ez
Laser Doppler flowmeter	Perimed, Stockholm, Sweden	PeriFlux System 5000
Surgical microscope	Leica Microsystems, Seoul, Korea	EZ4HD
Inhalation anesthesia machine	PerkinElmer, Massachusetts, USA	XGI-8
Software
NFR control	NanoFocusRay, JeonJu, Korea	NFR Polaris-G90	microCT control software
Lucion	Infinitt, Seoul, Korea	Lucion	3D render imaging software
Lab chart 7	ADInstruments, Colorado, USA	Lab chart 7	rCBF
ImageJ software	Wanye Rasband, NIH, USA	1.49d	imaging analysis
Devices/Instruments
Infusion pump	Harvard, Massachusetts, USA	pump 22(55-2226)
Homeothermic blanket	Panlab, Barcelona, Spain	HB101
Pocket cautery	Daejong, Seoul, Korea	DJE-39
Brain matrice	Ted pella, CA, USA	15003	coronal section
PE-50 tubing	Natsume, Tokyo, Japan	SP-45(PE-50)	I.D. 0.58 mm O.D. 0.96 mm
PE-10 tubing	Natsume, Tokyo, Japan	SP-10(PE-10)	I.D. 0.28 mm O.D. 0.61 mm
30 gauge needle	sungshim-medical, Seoul, Korea
Syringe	CPL-medical, Ansan, Korea		1 & 3 cc
Gauze	Panamedic, Cheonan, Korea
Tape	Scotch, Seoul, Korea	3M-810
Micro forceps	Fine Science Tools, Vancouver, Canada	11253-27	Dumont #L5
Micro scissor	Fine Science Tools, Vancouver, Canada	15000-03	Vannas spring
Scissor	Fine Science Tools, Vancouver, Canada	14084-08	8.5 cm
Black silk suture	Ailee, Busan, Korea	SK6071, SK728	6-0 and 7-0
Reagents
meloxicam	Yuhan, Seoul, Korea
vet ointment	Novartis, Basel, Swiss
10% Povidone-iodine (betadine)	Firson, Cheon-an, Korea
FeCl3	Sigma, Missouri, United States	157740-5G
TTC	Amresco, Ohio, USA	0765-100g
Isoflurane	Hana-Pham, Gyeonggi, Korea	Ifran	100 ml
PBS	Welgene, Daegu, Korea	LB001-02	500 ml
Gold nanoparticles			Synthesis
C15 optical agent			Synthesis
Tissue plasminogen activator	Boehringer Ingelheim, Biberach, Germany	rtPA(actilyse)	20 mg
Normal saline	Daihan Pham, Seoul, Korea	48N3AF3	20 ml