JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает применение комбинированных ближней инфракрасной области спектра флуоресцентные (NIRF) изображений и микро-компьютерная томография (microCT) для визуализации церебральной тромбоэмболию. Этот метод позволяет количественно оценить бремя тромба и эволюции. Метод визуализации NIRF визуализирует флуоресцентно меченных тромб в вырезанной головного мозга, в то время как метод microCT визуализирует тромбы внутри живых животных с использованием золотосодержащих наночастиц.

Аннотация

Прямая визуализация тромба визуализирует основную причину тромбоэмболических миокарда. Будучи в состоянии тромба изображения непосредственно позволяет намного лучше исследовать инсульта, чем полагаться на косвенные измерения, и будет мощным и надежным инструментом исследования сосудистой системы. Мы используем подход оптического изображения, что метки тромбы с молекулярной визуализации тромба маркером - Cy5.5 ближней инфракрасной области флуоресцентный (NIRF) зонд, который ковалентно связан с нитями фибрина тромба фибрином-сшивающий ферментное действие активированного фактора свертывания крови XIIIa во время процесса созревания сгустка. Микро-компьютерная томография (microCT) основе подход использует наночастицы золота тромба ищущим (AuNPs) функционализированные целевой основной компонент сгустка: фибрина. В данной статье описывается подробный протокол для комбинированной в естественных условиях microCT и экс естественных условиях NIRF визуализации тромбоэмболию в модели мыши эмболии инсульта. Покажем , что в естественных условиях </ EM> microCT и фибрина таргетингом гликоль-хитозан AuNPs (FIB-GC-AuNPs) может быть использован для визуализации как в месте тромбов и церебральной эмболии тромбов. Мы также описывают применение в естественных условиях microCT на основе прямой визуализации тромбов , чтобы последовательно контролировать терапевтический эффект тканевого активатора плазминогена-опосредованной тромболизиса. После последней сессии изображений, мы демонстрируем экс естественных условиях NIRF визуализации степень и распределение остаточного тромбоэмболию в головном мозге. Наконец, мы опишем количественный анализ изображения данных изображений microCT и NIRF. Комбинированная методика прямого тромба визуализации позволяет использовать два независимых метода визуализации тромба для сравнения: площадь тромба , связанных с флуоресцентного сигнала на ех естественных условиях NIRF формирования изображения по сравнению с объемом сверхплотный microCT тромбов в естественных условиях.

Введение

Один из 6 человек будет иметь инсульт в какой-то момент в их жизни. Ишемический инсульт является на сегодняшний день наиболее распространенный тип инсульта, на долю которого приходится около 80 процентов всех случаев инсульта. Поскольку тромбоэмболию вызывают большинство этих ишемических инсультов, существует растущий интерес к прямым тромба визуализации.

Было подсчитано , что около 2 миллионов клеток мозга умирают в течение каждой минуты окклюзии средней мозговой артерии 1, что приводит к лозунгу «Время мозга». Компьютерная томография (КТ) исследования может быть сделано быстро и широко доступны; по этой причине, КТ остается визуализация выбора для начальной диагностики и лечения гиперострой ишемического инсульта. КТ является особенно ценным для информирования критических ранних решений: введение активатора тканевого плазминогена (ТАП) для тромболизиса и / или сортировкой к эндоваскулярной сгустка-поиска 2. Текущие КТ на основе тромб формирования изображения, однако, не может последовательно отслеживать Cerebraл тромбоэмболию в естественных условиях, так как он использует косвенные методы для демонстрации тромбы: после того, как помутнение пула крови по йодированного Напротив, тромбы демонстрируются , как дефекты наполнения в сосудах. Есть предельно допустимые дозы облучения и риски, связанные с повторным введением йодированного контраста, которые исключают возможность повторных визуализации тромбов таким образом.

Таким образом, существует острая необходимость в прямой методики визуализации для мозгового тромбов у пациентов, перенесших инсульт, чтобы быстрее и лучше решения в отношении лечения должны быть сделаны. Мы предлагаем для достижения этой цели путем повышения значения трансформатора тока, используемого в настоящее время фронтовой методом визуализации инсульта, с использованием тромба ищущим nanoparticular агента молекулярной визуализации.

Мы продемонстрировали использование этого агента с помощью микро-компьютерной томографии (microCT), с высокой разрешающей способностью ех естественных условиях или в естественных условиях (мелких животных) версии изображений КТ , что позволяет получать быстрые данные 3,4. Даже при относительно плохой контраст мягких тканей, доступных для мелких животных microCT (намного хуже, чем доступно от сканеров человека размера), агент визуализации смог найти и пометить тромбы, сделав их гиперплотной на КТ, а 'плотном знак сосуда "усиливается молекулярно изображений.

Дополняя технику КТ, наша группа ранее разработала оптический прямой метод тромб изображений с использованием Cy5.5 ближней инфракрасной области спектра флуоресцентные (NIRF) зонд для визуализации церебральной тромба нагрузку 5. Это бывший естественных условиях техника на посмертном мозге, но очень чувствителен, и служит для подтверждения в данных естественных условиях в условиях исследования.

Имея как КТ и NIRF на основе тромба ищущим методов визуализации позволяет сравнить и сопоставить эти методы, чтобы достигнуть высоко информативные данные о роли тромба и визуализации тромба в процессе развития ишемического инсульта.

ЧАСERE, мы описываем подробный протокол комбинированной методики microCT в естественных условиях и бывших естественных NIRF визуализации непосредственно визуализировать тромбоэмболию в модели мыши эмболии инсульта. Эти простые и надежные методы полезны для улучшения нашего понимания тромботических заболеваний, позволяя точный в естественных условиях оценки тромба бремени / распределения и характеристики эволюции динамической тромба в быстрое и количественном выражении в естественных условиях во время терапии, после чего экс естественных данных , который служит в качестве контроля и эталона для подтверждения результатов визуализации в естественных условиях.

протокол

Все процедуры на животных продемонстрировали в этом протоколе были рассмотрены и одобрены Ilsan животных больницы по уходу и использованию комитета Тонгук Университетской и проводится в соответствии с принципами и процедурами, изложенными в Руководстве NIH по уходу и использованию животных.

1. Получение экзогенно Сформированный Сгусток Маркированный с флуоресцентной Marker (Рисунок 1)

  1. Обезболить мышь в индукционной камере с использованием 3% изофлуран смешивают с 30% кислорода (1,5 л / мин 100% кислорода). Обеспечить достаточную глубину анестезии, наблюдая мышечного тонуса и подтверждая отсутствие пальца щепоткой рефлекса.
  2. Поместите животное на стерильной драпировки в положении лежа, и держать его под анестезией с использованием маски для ингаляции и 2% изофлуран, смешанный с 30% кислорода. Выполните следующие процедуры с использованием асептических методов и стерильные халаты / маски / перчатки / инструменты. Поддержание стерильных условий путем очистки и дезинфекции экспериментальную зону с 70% -ным спиртом до того,й после процедур.
  3. Собрать около 300 ~ 1000 мкл артериальной крови после пункции сердца 6. Смешайте 70 мкл цельной крови с 30 мкл C15 зонда 5 (20 мкмоль / л) концентрации, в Cy5.5 флуоресцентного зонда , чувствительного к фибрин-сшивающий активности активированного фактора XIII (FXIIIa) коагуляция фермента, чтобы флуоресцентно отметить сгустка (рис 1A ). Внедрить смешанную кровь с помощью 3 мл шприц (23 калибр иглы) в 20 см длиной полиэтиленовой трубы (ПЭ-50, ID 0,58 мм). ПЭ труб должны быть стерилизованы (сертифицирован или стерильным производителем) и сгустки должны быть подготовлены асептически в капюшоне культуры ткани.
  4. Проверьте смерть животного, наблюдая отсутствие дыхания и сердечного пульса.
  5. Оставьте кровь загруженным ампуле при комнатной температуре в течение 2 ч, а затем при температуре 4 ° С в течение 22 ч, и выполняют следующие процедуры, как сообщалось ранее 7.
  6. Обрежьте тромба содержащих трубку в 1,5 см-длинные куски, С помощью 3 мл шприц, заполненный фосфатно-солевым буфером (PBS), выталкивать тромб на ФБФР-содержащей пластину 6-луночный, осторожно инъекционного PBS в каждую часть трубки. Промыть тромбов три раза PBS (Фиг.1В).
  7. Нагрузка дистальный концевой участок 15 см длиной ПЭ-10 трубки (ID 0,28 мм) с 1,5 см длиной тромба путем тщательно выводили промытый тромб, избегая при этом пузырьки воздуха, используя заполненные физиологическим раствором 1 мл шприц с 30 датчик иглы, которая вставляется в проксимальный конец трубки.
  8. Подключение тромба загруженным ПЭ-10 трубки с длиной 3 см трубки ПЭ-50 (ID 0,58 мм) модифицированной таким образом, имеют конусный конец (ID 200 мкм), которые будут размещены на средней мозговой артерии (MCA) - передняя мозговая артерии (ПМА) бифуркация площадь внутренней сонной артерии (ВСА) в модели мыши эмболии инсульта (Рисунок 1С).

2. Моделирование мышиной модели тромбоэмболических Stroke (Рисунок 2)

  1. AnesthetizЭА мышиные гладить , как сообщалось ранее 7 в индукционной камере с использованием 3% изофлуран смешивают с 30% кислорода (1,5 л / мин). Вводят мелоксикам (5 мг / кг) подкожно, чтобы облегчить послеоперационную боль. Обеспечить достаточную глубину анестезии, наблюдая мышечного тонуса и подтверждая отсутствие пальца щепоткой рефлекса.
  2. Нанесите небольшое количество мази в ветеринарии для каждого глаза, чтобы предотвратить сухость во время анестезии. Выполните следующие хирургические процедуры с использованием асептических методов и стерильные халаты / маски / перчатки / инструменты. Поддержание стерильных условий путем очистки и перед дезинфицирующим хирургическую область с 70% алкоголя, во время и после операции.
  3. Перемещение мыши на операционном столе. Поместите животное на стерильной драпировки в положении лежа, и держать его под анестезией с использованием маски для ингаляции и 2% изофлуран. Затем зажать температуру тела при 36,5 ° С, используя теплокровных одеяло с обратной связью от ректального термометра.
  4. После того, как Surgiкал Prep бетадин и 70% спирта, делают вертикальный разрез длиной 1 см с помощью скальпель на кожу головы между левым ухом и глазом. Клей дистальный конец оптического волокна лазерного доплеровского расходомера на открытую левой височной кости поверхности (1 мм слева и 4 мм ниже от темени). Затем начать мониторинг потока Доплера (рис 2A).
  5. Лягте животное. Выпрямите шею, потянув за верхний передний зуб со строкой, прикрепленной к булавкой и брить область шеи. Затем, сделайте 3 см по вертикали срединный разрез, распространение ее открытой, и выставить область лампы левой сонной рассечением пери-сосудистых мягких тканей. Будьте осторожны, чтобы не повредить блуждающий нерв.
  6. Перевязывать левую проксимальных общей сонной артерии (CCA) с помощью стерильного 6-0 черный шелковый шов, и лигируют левой ВСА и левой крылонебной артерии (PPA), используя стерильные 7-0 черные шелковые швы.
  7. Cauterize левой верхней щитовидной артерии, которая является ветвью USI левой наружной сонной артериинг однополярного электрического прижигание, и перевязывать левую проксимального наружную сонную артерию (ECA) свободно и более дистальный участок плотно, используя стерильные 7-0 черные шелковые швы.
  8. Использование микро-ножницы, сделать небольшое отверстие (около 0,2 ~ 0,25 мкм в диаметре) между лигировали участков ЭКА.
  9. Вставьте тромба содержащего катетер в отверстие в ЕСА при ослаблении проксимального ECA перевязку. Затянуть проксимального ECA перевязки снова после продвижения катетера в ОСА, чтобы CINCH катетер на месте.
  10. Cauterize сократить дистальной части ECA, которая дистально по отношению к дистальному сайта лигирования, и повернуть свободный проксимальный ECA по часовой стрелке, чтобы привести его в направлении МКА при выводе катетера из CCA. Затем продвигать катетер около 9 мм в MCA - бифуркационной области ACA дистального ВСА сразу после того, как рыхление перевязку ICA. Затем затяните лигирование ICA.
  11. Поместите тромб в области бифуркации, осторожнонажав шприца 1 мл для введения тромб. Проверьте снижение Доплера мозгового кровотока (CBF), которая должна быть снижена на 30% или ниже по сравнению с исходным уровнем, если тромб успешно окклюзия сосуда (рис 2B).
  12. Удалите катетер, и немедленно и плотно перевязывать проксимального сайт ECA. Кроме того, unligate ОАС и PPA.
  13. Закройте место разреза, используя 6-0 шелковыми швами. Прекратить анестезию после продолжения доплеровское в течение необходимого промежутка времени (здесь, в течение 30 мин после инъекции тромба). Возвращает мышь в пустую клетку, и держать его теплым с нагревательным лампой. Не оставляйте мышь без присмотра, пока он не получил достаточного сознания для поддержания грудины лежачее.

3. В Vivo MicroCT визуализации церебральной тромб (Рисунок 3)

  1. Повторно анестезию мыши с 2% изофлуран, как описано на стадии 2.1 в заранее заданный временной точке (здесь, 1 час) после началаэмболических инсульта из-за расположения тромба в артерии головного мозга. Обеспечить достаточную глубину анестезии, подтвердив отсутствие пальца щепоткой рефлекса. Нанесите небольшое количество мази в ветеринарии для каждого глаза, чтобы предотвратить сухость во время анестезии.
  2. Ресуспендируют фибрин ориентированные на наночастицы золота (FIB-GC-AuNP 4) при концентрации 10 мг Au / мл в 10 мМ PBS, и разрушать ультразвуком агент тромб формирования изображения в течение 30 мин , чтобы обеспечить растворение и дисперсию наночастиц. Вводят 300 мкл Фибо-GC-AuNP (10 мг / мл) в половом члене вены.
  3. Место животное на кровати в microCT машины и выпрямить шею, потянув за верхний передний зуб со строкой, прикрепленной к булавку, чтобы уменьшить артефакты движения.
  4. В 5 мин после инъекции Фибо-GC-AuNP, начинают получать microCT изображения головного мозга. Для экспериментов , описанных здесь, используют следующие параметры изображения: 65 КВП, 60 мкА, 26,7 х 26,7 х 27,9 мм 3 поля зрения, 0,053 х 0,053 х 0,054 мм 3 размер воксела, 100 миллисекунд на кадр, 1 усреднения, 360 просмотров, 512 х 512 матрица реконструкции, 600 ломтиков, 64 сек Время сканирования.
  5. Возвращает мышь в пустую клетку, и держать его теплым с нагревательным лампой. Не оставляйте мышь без присмотра, пока он не получил достаточного сознания для поддержания грудины лежачее.
  6. Преобразование исходных данных изображения в цифровой обработки изображений и коммуникации в формате DICOM (Medicine) с помощью команды "Пуск" на панели "Реконструкция" в пакете программного обеспечения , установленного на сканере microCT.
  7. Для количественного анализа изображений (на этапе 6), преобразование данных в формат DICOM TIFF с использованием коммерчески доступного пакета программного обеспечения в соответствии с инструкциями изготовителя.
  8. Для качественного анализа, а также количественный анализ в более простой и быстрый способ, с помощью пакета программного обеспечения и оригинальные 0,054 мм толщиной изображения в формате DICOM для создания нового набораосевые и корональной изображения, оказанные иметь 1 или 2 мм (здесь, 2 мм) толщиной, следующим образом.
    1. Выберите папку DICOM на дереве "Источник данных", щелкните правой кнопкой мыши, а затем импортировать папку 'MasterDB' или 'PrivateDB'.
    2. Нажмите 'MasterDB' или '' PrivateDB в дереве "Источник данных" и выберите импортируемый папку. После нажатия на вкладку "3D" на крайней левой панели , когда окно "Загрузка Параметры" всплывает, нажмите "OK" , чтобы импортировать последовательность изображений в папке в виде стека.
    3. Измените представление изображения в формате проекция максимальной интенсивности (MIP), нажав на слово "MRP" в осевой и корональных окна изображения и выбирая "MIP" на всплывающем меню. Затем измените толщину изображения до 2 мм после нажатия 'TH: 0 [мм]' в тех же окнах.
    4. Используя 2 мм Ширина 3D наvigator бар, что позволяет исследовать стек изображения и разделки его под соответствующим углом и местоположению, подготовить 2 мм толщиной осевое сечение изображение с полным охватом круга Уиллиса (КПС), которая укрывает тромбы. Нажмите кнопку съемки (значок камеры) на панели "Output". Сохранить изображение в формате TIFF.
  9. Затем готовят пять толщиной 2 мм корональные разделе изображений, которые покрывают смежно от лобной доли мозжечка.
    1. Во-первых, подготовить второй кусочек, тщательно выравнивая планку навигатор от осевого изображения таким образом, что корональные изображение может наилучшим образом визуализировать MCA - тромбы ACA.
    2. Далее, подготовить остальные четыре ломтика в непрерывном пути. Нажмите кнопку съемки (значок камеры) на панели "Output". Сохранение изображений в формате TIFF.

4. тромболизиса и в естественных условиях MicroCT визуализации церебральной тромб (Рисунок 3)

  1. Готовят в длину 100 см PE-10 трубка с иглой калибра 30 на одном конце и 1 мл шприца, на другом конце. Заполните пробирку либо физиологическим раствором (600 мкл), или ТАП (здесь, 24 мг / кг, 600 мкл), избегая при этом пузырьки воздуха.
  2. Re-обезболить мышь, как описано на стадии 2.1. Вставьте кончик иглы в пределах пенильной вену животного. Поместите животное осторожно на ложе microCT машины. Затем, иммобилизации и стабилизировать внутривенно часть системы катетера пластырем его к кровати.
  3. Выполните последующую сессию формирования изображения в качестве предварительной обработки исходных условий. Затем вводят либо 60 мкл физиологического раствора или ТАП путем нажатия на поршень шприца в систему катетера. После болюсной инъекции, начинают вливать оставшийся раствор (540 мкл) в течение периода времени (здесь, 30 мин).
  4. Получить microCT изображения, используя те же параметры, что и в шаге 3.4 на заранее определенные моменты времени: здесь, на 3 и 24 ч после болюсной инъекции. Для того, чтобы выполнить следующие действия ех естественных NIRF тромбофлебитШина томография головного мозга, эвтаназии животных под анестезией путем цервикальной дислокации.

5. Ex Vivo NIRF Тромб визуализации и трифенил тетразолия Хлорид (TTC) Окрашивание ткани головного мозга (Рисунок 4)

  1. После того, как обезглавливание, снимите кожу головы и вырезать через череп с ножницами из затылочного отверстия вверх в сторону сагиттального шва. Удалите черепной коробки, осторожно поднимая края вырезанной черепа с помощью ножниц, избегая травм к нижележащему мозга, тем самым обнажая полушарий.
  2. Вырежьте зрительных нервов в мозге базы как можно ближе к поверхности мозга, так как они могут частично совпадать с кругом Willis артерий, которые должны быть визуализированы на визуализации NIRF. Затем, для того, чтобы четко визуализировать Y-образную форму 'MCA / АСА / дистальный ICA' для визуализации NIRF тромба, вырезали дистальную ОцИК, насколько это возможно, к поверхности мозга после того, как нежно сжимая мозжечковая основание разоблачить-йе точки резания (рис. 4А)
  3. Выполните NIRF томографию (возбуждение / излучение, 675/690 нм; 1 сек экспозиции) удаляемого ткани мозга с его основание направлен вверх (рис 4B, C), который визуализирует флуоресцентно меченого тромбоэмболию в артериях КПС (рис 4D) , Затем выполнить дополнительные визуализации с вершиной мозга направлен вверх, который визуализирует корковых тромбоэмболию. Избегайте сушки мозга, поставив несколько капель физиологического раствора на ткани.
  4. Используя матрицу мозга устройства в соответствии с инструкциями изготовителя, быстро подготовить толщиной 2 мм срезах мозга коронковой: 6 кусков толщиной 2 мм ломтиков (2,3, 0,3, -1,7, -3,7, -5,7 мм от темени). Избегайте высыхания срезах мозга с помощью солевых капель, а также выполнять NIRF визуализацию на передней и задней поверхности секций.
  5. Помещенный срезах мозга в 2% растворе хлорида трифенил тетразолия (TTC) в течение 20 мин, в то время как избежать контакта LIGHт. Затем переместите ломтиков в 4% -ный раствор формальдегида при 4 ° С, в то время как избежать воздействия света.

6. Количественное тромба района с использованием MicroCT изображений и ImageJ (1.49d) Программное обеспечение (рисунок 5)

  1. Открыть изображения (рис. 5А)
    1. Открытые файлы последовательности изображений для создания файла стека, выбрав "Файл> Импорт> последовательность изображений" или "Файл> Открыть". Преобразование изображения в 8-битные оттенки серого с помощью 'Image> Type> 8 бит'.
  2. Преобразовать блок от дюйма до миллиметрового (рис 5А).
    1. Когда один пиксель файлов CT изображения соответствует 0,053 мм, используйте 'Анализировать> Set Scale »для входа в ' 1 ',' 0,053 ', и' мм 'для' Расстояние в пикселях ',' Известное расстояние 'и' единица длины 'соответственно.
    2. Когда (только) шкала бар доступен,с помощью инструмента «прямой линии» нарисовать линию с его длиной, равную масштабной линейки. Затем используйте "Анализ> Установить масштаб" , чтобы ввести длину шкалы бара в миллиметр.
  3. Вычитание фона (рис 5B)
    1. С помощью "Edit> Selection> Укажите 'место круглую или прямоугольную область интереса (ROI) на площади паренхимы мозга без тромба или связанных с костями регионов гиперплотной. Поскольку указанный ROI относится к каждому ломтиком стека, проверьте, чтобы быть уверенным, если он не перекрывается с гиперплотной областей в каждом срезе.
    2. Выберите 'Plugin> ROI> BG вычитания из ROI "и введите 2.0 для' Количество СТАНДОТКЛОН от среднего значения '.
  4. Сегментация тромбоэмболию связанных с гиперплотной поражениями (Рисунок 5C)
    1. Выберите 'Image> Adjust> Threshold' и введите значения 'LoWER Level Порог "и" Верхний уровень Порог ", как 22 и 255, соответственно. Выберите 'Over / Under " , чтобы отобразить пиксели ниже нижнего порогового значения в синем, порогами пикселей в оттенках серого, а пиксели выше верхнего порогового значения в зеленый цвет.
    2. Используйте 'Freehand Selection Tool ", чтобы нарисовать трансформирования, которые окружают тромбоэмболию, связанных с гиперплотной поражений, не включая костные участки. Во время розыгрыша, продолжайте нажимать либо [Shift] или [Alt], чтобы добавить или удалить область, соответственно.
      Примечание: Если гиперплотной тромбоэмболические поражения удаленных от костных структур, вместо 'Freehand Selection Tool "," Wand Tool "можно безопасно использовать без изменения его уровня" толерантности ".
  5. Количественное сегментированного поражениями (рис 5D)
    1. Используйте 'Анализ> Установить Измерения " , чтобы выбрать« Район »,« Среднее значение серого "и" интегральная плотность (площадь X среднее)9 ;. Проверьте следующие параметры: 'Limit пороговому' и 'Display ярлык'. Используйте 'Анализ> Измерение' , чтобы получить количественные данные. Затем сохраните результаты в виде файла ".xls".
    2. Сохраните файл стека в формате TIFF. Кроме того, использование "Анализ> Инструменты> менеджер ROI" , чтобы сохранить трансформирования.

Результаты

Базовые microCT изображения, полученные в естественных условиях после введения FIB-GC-AuNP (10 мг / мл, 300 мкл) на 1 ч после эмболии инсульта, четко визуализируются церебральный тромбоз в MCA - ACA область раздвоению дистального отдела внутренней сонной артерии (рисунок 6

Обсуждение

Мы продемонстрировали использование двух дополнительных методов молекулярной визуализации для прямого тромба визуализации в экспериментальных моделях эмболических инсульта: фибрин целевых наночастиц золота (FIB-GC-AuNP) для визуализации microCT основе в естественных условиях, и FXIIIa ц?...

Раскрытие информации

DE.K., JY.K, Ch.A и KK являются патентодержатели фибрина, ориентированных наночастиц золота (10-1474063-0000, Корейский ведомство интеллектуальной собственности). Остальные авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Корея Healthcare Technology R & D проекта, Министерство здравоохранения и социального обеспечения (HI12C1847, HI12C0066), Программа Bio & Medical Technology Development (2010-0019862) и Global Research Lab (ОСТ) программы (СРН-2015K1A1A2028228) из Национальный исследовательский фонд, финансируемый правительством Кореи.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Machines
microCTNanoFocusRay, JeonJu, KoreaNFR Polaris-G90
NIRF imaging systemRoper-scientific,Tucson, AZcoolsnap-Ez
Laser Doppler flowmeterPerimed, Stockholm, SwedenPeriFlux System 5000
Surgical microscopeLeica Microsystems, Seoul, KoreaEZ4HD
Inhalation anesthesia machinePerkinElmer, Massachusetts, USAXGI-8
Software
NFR controlNanoFocusRay, JeonJu, KoreaNFR Polaris-G90microCT control software
LucionInfinitt, Seoul, KoreaLucion3D render imaging software
Lab chart 7ADInstruments, Colorado, USALab chart 7rCBF
ImageJ softwareWanye Rasband, NIH, USA1.49dimaging analysis
Devices/Instruments
Infusion pumpHarvard, Massachusetts, USApump 22(55-2226)
Homeothermic blanketPanlab, Barcelona, SpainHB101
Pocket cauteryDaejong, Seoul, KoreaDJE-39
Brain matriceTed pella, CA, USA15003coronal section
PE-50 tubingNatsume, Tokyo, JapanSP-45(PE-50)I.D. 0.58 mm O.D. 0.96 mm
PE-10 tubingNatsume, Tokyo, JapanSP-10(PE-10)I.D. 0.28 mm O.D. 0.61 mm
30 gauge needlesungshim-medical, Seoul, Korea
SyringeCPL-medical, Ansan, Korea1 & 3 cc
GauzePanamedic, Cheonan, Korea
TapeScotch, Seoul, Korea3M-810
Micro forcepsFine Science Tools, Vancouver, Canada 11253-27Dumont #L5
Micro scissorFine Science Tools, Vancouver, Canada15000-03Vannas spring
ScissorFine Science Tools, Vancouver, Canada14084-088.5 cm
Black silk sutureAilee, Busan, KoreaSK6071, SK7286-0 and 7-0
Reagents
meloxicamYuhan, Seoul, Korea
vet ointmentNovartis, Basel, Swiss
10% Povidone-iodine (betadine)Firson, Cheon-an, Korea
FeCl3Sigma, Missouri, United States157740-5G
TTCAmresco, Ohio, USA0765-100g
IsofluraneHana-Pham, Gyeonggi, KoreaIfran100 ml
PBSWelgene, Daegu, KoreaLB001-02500 ml
Gold nanoparticlesSynthesis
C15 optical agentSynthesis
Tissue plasminogen activatorBoehringer Ingelheim, Biberach, GermanyrtPA(actilyse)20 mg
Normal salineDaihan Pham, Seoul, Korea48N3AF320 ml

Ссылки

  1. Saver, J. L. Time is brain--quantified. Stroke. 37 (1), 263-266 (2006).
  2. Latchaw, R. E., et al. Recommendations for imaging of acute ischemic stroke: a scientific statement from the American Heart Association. Stroke. 40 (11), 3646-3678 (2009).
  3. Kim, D. E., et al. Hyperacute direct thrombus imaging using computed tomography and gold nanoparticles. Ann Neurol. 73 (5), 617-625 (2013).
  4. Kim, J. Y., et al. Direct Imaging of Cerebral Thromboemboli Using Computed Tomography and Fibrin-targeted Gold Nanoparticles. Theranostics. 5 (10), 1098-1114 (2015).
  5. Kim, D. E., et al. Direct thrombus imaging as a means to control the variability of mouse embolic infarct models: the role of optical molecular imaging. Stroke. 42 (12), 3566-3573 (2011).
  6. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
  7. Durukan, A., Tatlisumak, T., Fisher, M. Animal models of ischemic stroke. Handbook of clinical neurology: Stroke Part 1: Basic and epidemiological aspects.Volume 92. 92, 43-66 (2009).
  8. Overoye-Chan, K., et al. EP-2104R: a fibrin-specific gadolinium-Based MRI contrast agent for detection of thrombus. J Am Chem Soc. 130 (18), 6025-6039 (2008).
  9. Kim, D. E., Schellingerhout, D., Jaffer, F. A., Weissleder, R., Tung, C. H. Near-infrared fluorescent imaging of cerebral thrombi and blood-brain barrier disruption in a mouse model of cerebral venous sinus thrombosis. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 226-233 (2005).
  10. Tung, C. H., et al. Novel factor XIII probes for blood coagulation imaging. Chembiochem. 4 (9), 897-899 (2003).
  11. Robinson, B. R., Houng, A. K., Reed, G. L. Catalytic life of activated factor XIII in thrombi. Implications for fibrinolytic resistance and thrombus aging. Circulation. 102 (10), 1151-1157 (2000).
  12. Reed, G. L., Houng, A. K. The contribution of activated factor XIII to fibrinolytic resistance in experimental pulmonary embolism. Circulation. 99 (2), 299-304 (1999).
  13. Sun, I. C., et al. Biocompatible glycol chitosan-coated gold nanoparticles for tumor-targeting CT imaging. Pharm Res. 31 (6), 1418-1425 (2014).
  14. Celi, A., et al. Thrombus formation: direct real-time observation and digital analysis of thrombus assembly in a living mouse by confocal and widefield intravital microscopy. J Thromb Haemost. 1 (1), 60-68 (2003).
  15. Chen, I. Y., Wu, J. C. Cardiovascular molecular imaging: focus on clinical translation. Circulation. 123 (4), 425-443 (2011).
  16. Wintermark, M., et al. Imaging recommendations for acute stroke and transient ischemic attack patients: a joint statement by the American Society of Neuroradiology, the American College of Radiology and the Society of NeuroInterventional Surgery. J Am Coll Radiol. 10 (11), 828-832 (2013).
  17. Weissleder, R., Tung, C. H., Mahmood, U., Bogdanov, A. In vivo imaging of tumors with protease-activated near-infrared fluorescent probes. Nat Biotechnol. 17 (4), 375-378 (1999).
  18. Narayanan, S., et al. Biocompatible magnetite/gold nanohybrid contrast agents via green chemistry for MRI and CT bioimaging. ACS Appl Mater Interfaces. 4 (1), 251-260 (2012).
  19. Amendola, V., et al. Magneto-plasmonic Au-Fe alloy nanoparticles designed for multimodal SERS-MRI-CT imaging. Small. 10 (12), 2476-2486 (2014).
  20. Zhu, J., et al. Synthesis of Au-Fe3O4 heterostructured nanoparticles for in vivo computed tomography and magnetic resonance dual model imaging. Nanoscale. 6 (1), 199-202 (2014).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

115microCT

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены