Combinada Near-infrared imagens fluorescentes e tomografia Micro-computado para Diretamente Visualizando Cerebral tromboêmbolos

Resumo

Este protocolo descreve a aplicação de tomografia combinada fluorescente no infravermelho próximo (NIRF) e imagiologia de micro-computadorizada (microCT) para visualizar tromboêmbolos cerebral. Esta técnica permite a quantificação da carga de trombo e evolução. A técnica de imagem NIRF visualiza fluorescente etiquetado trombo no cérebro extirpado, enquanto que a técnica microCT visualiza trombo no interior de animais vivos usando ouro-nanopartículas.

Resumo

imaging trombo direta visualiza a causa raiz de infarto tromboembólica. Ser capaz de trombo imagem permite diretamente muito melhor investigação de acidente vascular cerebral do que depender de medições indiretas, e será uma ferramenta de pesquisa vascular potente e robusto. Nós usamos uma abordagem de imagem óptico que rotula trombos com um marcador trombo imagiologia molecular - um Cy5.5 fluorescente no infravermelho próximo (NIRF) sonda que está ligado de forma covalente às cadeias de fibrina do trombo pela acção enzimática-reticulação de fibrina de activado factor de coagulação XIII, durante o processo de maturação coágulo. Uma abordagem baseada tomografia computadorizada-micro (microCT) utiliza nanopartículas de ouro de procura de trombo (AuNPs) funcionalizados para atingir o principal componente do coágulo: fibrina. Este documento descreve um protocolo detalhado para o combinado in vivo microCT e ex vivo NIRF imagem de tromboembolismo em um rato modelo de acidente vascular cerebral embólico. Mostra-se que in vivo </ em> microCT e AuNPs glicol-quitosana-alvejado fibrina (FIB-GC-AuNPs) pode ser usado para visualizar tanto em trombos situ e trombos embolia cerebral. Nós também descrevem a utilização de imagiologia de trombos in vivo directa baseada microCT para monitorizar os efeitos terapêuticos em série de plasminogénio de tecido mediada por activador de trombólise. Após a última sessão de imagens, demonstramos por ex vivo NIRF imagem da extensão e a distribuição de tromboembolismo residual no cérebro. Finalmente, descrevemos imagem análises quantitativas de dados de imagem microCT e NIRF. A técnica de imagiologia de trombos combinado directa permite dois métodos independentes de visualização de trombo a ser comparados: a área de sinal fluorescente relacionadas com o trombo em ex vivo NIRF de imagem em relação ao volume de trombos hiperdenso microCT in vivo.

Introdução

Uma em cada 6 pessoas vão ter um acidente vascular cerebral em algum momento de sua vida. acidente vascular cerebral isquêmico é de longe o tipo de acidente vascular cerebral mais comum, e é responsável por cerca de 80 por cento de todos os casos de AVC. Porque tromboêmbolos fazer com que a maioria destes acidentes vasculares cerebrais isquêmicos, existe um interesse crescente em imagem direta do trombo.

Estima-se que cerca de 2 milhões de células cerebrais morrem durante cada minuto de oclusão da artéria cerebral média ^1, levando ao slogan "Tempo é cérebro". A tomografia computadorizada (TC) estudos pode ser feito rapidamente, e estão amplamente disponíveis; por esta razão, CT continua a ser a imagem de escolha para o diagnóstico e tratamento de acidente vascular cerebral isquêmico hyperacute inicial. CT é particularmente valioso para informar as decisões iniciais críticos: a administração de ativador do plasminogênio tecidual (tPA) para trombólise e / ou triagem para endovascular coágulo de recuperação de ^2. De corrente baseado CT imagiologia de trombos, no entanto, não é possível controlar em série cerebral tromboêmbolos in vivo, porque ele usa métodos indiretos para demonstrar trombos: após opacificação da poça de sangue por contraste iodado, os trombos são demonstrados como preenchimento de defeitos nos vasos. Há limites de dose e riscos associados com a administração repetida de contraste iodado, que impedem repetidas imagens de trombos desta maneira.

Assim, há uma necessidade crítica para uma metodologia de imagem directa para trombo cerebral em pacientes com AVC, para permitir melhores decisões de tratamento mais rápido e a ser feita. Propomos para alcançar este através do aumento do valor de TC, a modalidade de imagem de primeira linha actualmente utilizado para acidente vascular cerebral, com a utilização de um agente de imagiologia molecular nanoparticular de procura de trombo.

Demonstrámos a utilização deste agente por meio de tomografia computadorizada de micro (microCT), um de alta resolução ex vivo ou in vivo (animal pequeno) versão imagiologia de CT que permite a aquisição de dados rápida ^{3,4. Mesmo com a relativamente pobre contraste tecido mole disponível para pequena microCT animais (muito pior do que disponível a partir de scanners de tamanho humano), o agente de imagem foi capaz de procurar e marcar trombos, tornando-os hiperdensa na CT, um "sinal navio densa" reforçada pela molecular imagiologia.}

Complementando a técnica de CT, o nosso grupo previamente desenvolveu uma técnica de imagem trombo óptico directo usando sonda Cy5.5 fluorescente no infravermelho próximo (NIRF) para visualizar fardo trombo cerebral ^5. Esta é uma técnica ex vivo em post mortem cérebros, mas é altamente sensível, e serve para confirmar dados in vivo no ambiente de pesquisa.

Tendo CT e NIRF base técnicas de imagem em busca de trombo nos permite comparar e contrastar estas técnicas para obtenção de dados altamente informativos sobre o papel do trombo e imagem trombo no processo de desenvolvimento de acidente vascular cerebral isquêmico.

Here, nós descrevemos um protocolo detalhado de uma técnica combinada de microCT in vivo e ex vivo NIRF imagiologia para visualizar diretamente tromboêmbolos num modelo de rato de acidente vascular cerebral embólico. Estes métodos simples e robustas são úteis para fazer avançar nossa compreensão de doenças trombóticas, permitindo que o precisas na avaliação in vivo de trombo carga / distribuição e caracterização da evolução trombo dinâmica de uma forma rápida e quantitativa in vivo durante a terapia, seguido de dados ex vivo que serve como um controle e padrão de referência para a confirmação da in vivo achados de imagem.

Protocolo

Todos os procedimentos com animais demonstraram neste protocolo ter sido analisado e aprovado pelo Comitê de Cuidado e Uso da Universidade Dongguk Ilsan Hospital Animal e conduzida de acordo com os princípios e procedimentos descritos no Guia do NIH para o Cuidado e Uso de Animais.

1. Preparação do coágulo formado exogenamente etiquetado com fluorescência do marcador (Figura 1)

1. Anestesiar um rato numa câmara de indução, utilizando 3% de isoflurano misturado com 30% de oxigénio (1,5 L / min de 100% de oxigénio). Assegurar profundidade de anestesia adequada, observando tónus muscular e confirmando a ausência do reflexo do pé pitada.
2. Colocar o animal em uma cortina estéril em decúbito ventral, e mantê-lo sob anestesia utilizando uma máscara de inalação e 2% de isoflurano misturado com 30% de oxigênio. Execute os seguintes procedimentos utilizando técnicas assépticas e vestidos / máscaras / luvas / instrumentos esterilizados. Manter condições estéreis por limpeza e desinfecção da área experimental com álcool 70% antes de umaND após os procedimentos.
3. Recolha de sangue cerca de 300 ~ 1.000 l arterial após punção cardíaca ^6. Misturar 70 ul de sangue total com 30 ul de sonda de C15 ⁵ (20 umol / L de concentração), uma sonda fluorescente sensível a Cy5.5 a actividade de reticulação de fibrina do factor XIII activado (FXIIIa) da enzima de coagulação, para marcar por fluorescência do coágulo (Figura 1A ). Injectar a mistura de sangue utilizando uma seringa de 3 ml (agulha de calibre 23) para um tubo de polietileno de 20 cm de comprimento (PE-50, ID de 0,58 milímetros). tubos PE devem ser esterilizados (ou certificado estéril pelo fabricante) e os coágulos deve ser preparada assepticamente em uma capa de cultura de tecidos.
4. Verifique a morte do animal, observando a falta de respiração e pulsação cardíaca.
5. Deixar o tubo carregado de sangue à temperatura ambiente durante 2 h, em seguida a 4 ° C durante 22 h, e executar os seguintes procedimentos, como descrito anteriormente ^7.
6. Cortar o tubo contendo trombo em pedaços de 1,5 cm de comprimento. Utilizando uma seringa de 3 ml cheio com solução salina tamponada com fosfato (PBS), para expelir o trombo uma placa de 6 poços contendo PBS por injecção delicadamente com fosfato em cada pedaço de tubo. Lavar os trombos três vezes com PBS (Figura 1B).
7. Carregar a porção de extremidade distai de um PE-10 cm de comprimento de tubo de 15 (ID de 0,28 milimetro) com um 1,5 cm de comprimento trombo desenhando cuidadosamente o trombo lavada, evitando ao mesmo tempo as bolhas de ar, utilizando uma seringa de 1 ml de solução salina com um 30 agulha de calibre que é inserida dentro da extremidade proximal do tubo.
8. Ligar o tubo de PE-10 carregadas com trombo com um PE-50 tubo 3 cm de comprimento (ID 0,58 milímetros) modificado para ter uma extremidade cónica (ID 200 uM), que será colocada na artéria cerebral média (MCA) - anterior cerebral área da artéria (ACA) bifurcação da artéria carótida interna (ICA) num modelo de rato de acidente vascular cerebral embólico (Figura 1C).

2. Modelando um modelo do rato do curso tromboembólica (Figura 2)

1. AnesthetizEA rato diferente a ser riscada como previamente relatado ⁷ em uma câmara de indução, utilizando 3% de isoflurano misturado com 30% de oxigénio (1,5 L / min). Injectar de meloxicam (5 mg / kg) por via subcutânea para aliviar a dor pós-cirúrgica. Assegurar profundidade de anestesia adequada, observando tónus muscular e confirmando a ausência do reflexo do pé pitada.
2. Aplique uma pequena quantidade de pomada veterinária para cada olho para evitar a secura durante a anestesia. Execute os seguintes procedimentos cirúrgicos utilizando técnicas assépticas e vestidos / máscaras / luvas / instrumentos esterilizados. Manter condições estéreis por limpeza e desinfecção da área cirúrgica com 70% de álcool antes, durante e após a cirurgia.
3. Mova o rato para uma mesa de operação. Colocar o animal em uma cortina estéril em decúbito ventral, e mantê-lo sob anestesia utilizando uma máscara de inalação e 2% de isoflurano. Em seguida, fixar a temperatura do corpo a 36,5 ° C utilizando um cobertor homeotérmico com feedback de um termómetro rectal.
4. após SurgiCAL prep com Betadine e álcool a 70%, fazer uma incisão vertical 1 centímetro usando um bisturi no couro cabeludo entre a orelha esquerda e o olho. Cole a extremidade distai da fibra óptica de um medidor de fluxo de laser Doppler para a superfície exposta do osso temporal esquerdo (1 mm esquerda e 4 mm abaixo do bregma). Em seguida, iniciar o monitoramento do fluxo Doppler (Figura 2A).
5. Consagram o animal. Endireitar o pescoço, puxando o dente frontal superior com uma corda presa a um pino de barbear e a área do pescoço. Em seguida, fazer uma 3 cm verticais incisão mediana, espalhá-lo aberto, e expor a área lâmpada carótida esquerda dissecando tecidos moles peri-vasculares. Tenha cuidado para não lesar o nervo vago.
6. Ligar a artéria esquerda proximal carótida comum (ACC), utilizando um 6-0 seda preta estéril, e ligar o ACI esquerda ea artéria pterigopalatina esquerda (PPA) usando estéreis 7-0 suturas de seda preta.
7. Cauterizar a artéria tireóide superior esquerda, que é um ramo da USI artéria carótida externa esquerdang um cautério elétrico monopolar e ligar a artéria esquerda proximal externa carótida (ECA) frouxamente eo local mais distal firmemente usando estéreis 7-0 suturas de seda preta.
8. Usando um micro-tesoura, faça um pequeno furo (cerca de 0,2 ~ 0,25 mm de diâmetro) entre os sites ligados da ECA.
9. Insira o cateter contendo trombo dentro do buraco no ECA, enquanto soltando a ligadura ECA proximal. Aperte a ligadura ECA proximal novamente depois de fazer avançar o cateter no CCA, a fim de apertar o cateter no lugar.
10. Cauterizar para cortar a parte distal ECA, que é distal ao local ligadura distal, e gire o proximal ECA livre no sentido horário para alinhá-lo para a direção do ICA ao retirar o cateter da CCA. Em seguida, avançar o cateter cerca de 9 mm no MCA - área de bifurcação ACA da ACI distal imediatamente depois de solta a ligação ICA. Em seguida, aperte a ligação ICA.
11. Colocar o trombo na área de bifurcação por suavementepressionar a seringa de 1 ml para injectar o trombo. Verifique a diminuição de Doppler do fluxo sanguíneo cerebral (CBF), que deve ser reduzido em 30%, ou inferior em comparação com o valor basal, se o trombo ocluso com sucesso do vaso (Figura 2B).
12. Remover o cateter, e ligar o sítio proximal ECA imediatamente e firmemente. Além disso, unligate o CCA ea PPA.
13. Feche o local da incisão usando 6-0 seda. Pare de anestesia depois de continuar o acompanhamento Doppler ao longo de um período de tempo necessário (aqui, por 30 minutos após a injeção de trombo). Devolver o rato em uma gaiola vazia, e mantê-lo aquecido com uma lâmpada de aquecimento. Não deixe o mouse sem vigilância até que ele ganhou consciência suficiente para manter decúbito esternal.

3. In Vivo MicroCT Imagiologia Cerebral de trombo (Figura 3)

1. Re-anestesiar o rato com 2% de isoflurano, conforme descrito na etapa 2.1 em um ponto de tempo pré-especificado (aqui, 1 h) após o iníciode acidente vascular cerebral embólico, devido à colocação de trombo na artéria cerebral. Assegurar profundidade de anestesia adequada, confirmando a ausência do reflexo do pé pitada. Aplique uma pequena quantidade de pomada veterinária para cada olho para evitar a secura durante a anestesia.
2. Ressuspender alvo para a fibrina nanopartículas de ouro (FIB-GC-AUNP ⁴⁾ a uma concentração de 10 mg Au / ml em PBS 10 mM, e sonicar o agente de imagiologia de trombos durante 30 minutos para assegurar a dissolução e a dispersão de nanopartículas. Injectar 300 ul FIB-GC-AUNP (10 mg / ml) para dentro da veia peniana.
3. Colocar o animal na cama de uma máquina microCT e endireitar o pescoço, puxando o dente frontal superior com uma corda presa a um pino para reduzir artefatos de movimento.
4. Em 5 minutos após a injecção de FIB-GC-AUNP, começam a obtenção de imagens do cérebro microCT. Para os experimentos aqui descritos, use os seguintes parâmetros de imagem: 65 kVp, 60 mA, 26,7 x 26,7 x 27,9 ^mm3 campo de visão, 0,053 x 0,053 x 0,054 ^mm3 tamanho do voxel, 100 milissegundos por quadro, uma média, de 360, 512 x 512 matriz de reconstrução, 600 fatias, 64 seg tempo de varredura.
5. Devolver o rato em uma gaiola vazia, e mantê-lo aquecido com uma lâmpada de aquecimento. Não deixe o mouse sem vigilância até que ele ganhou consciência suficiente para manter decúbito esternal.
6. Transformar os dados de imagem brutos em Digital Imaging e Comunicações em formato de Medicina (DICOM), utilizando o comando 'Start' no painel da "reconstrução" em um pacote de software instalado no scanner microCT.
7. Para as análises quantitativas de imagens (no passo 6), transforma os dados para o formato TIFF DICOM usando um pacote de software disponível comercialmente de acordo com as instruções do fabricante.
8. Para análises qualitativas, bem como análises quantitativas de uma forma mais simples e mais rápido, usar o pacote de software e os originais 0.054 mm imagens grossas em formato DICOM para gerar um novo conjunto deimagens axial e coronal fundidas para ter uma espessura de 1 ou 2 mm (aqui, 2 mm), como se segue.
   1. Selecione a pasta DICOM na árvore o "Fonte de Dados", clique no botão direito do rato, e importar a pasta para 'MasterDB' ou 'PrivateDB'.
   2. Clique no botão 'MasterDB' ou 'PrivateDB' em árvore a "Fonte de Dados", e selecione a pasta importada. Depois de clicar na guia '3D' no painel de mais à esquerda, quando a janela dos Carregando Opções 'aparece, pressione "OK" para importar uma sequência de imagens na pasta como uma pilha.
   3. Alterar a representação da imagem para o formato projeção de intensidade máxima (MIP), clicando na palavra "MRP 'na axial e janelas de imagem coronal e escolhendo" MIP "no menu pop-up. Em seguida, alterar a espessura para 2 mm após o clique "TH: 0 [mm] 'nas mesmas janelas.
   4. Usando a 2 mm Largura 3D nabar vigator que permite explorar uma pilha de imagens e cortando-o em um ângulo e local apropriado, prepare a imagem da seção de um axial de espessura 2 mm, com cobertura total do círculo de Willis (COW), que abriga trombos. Clique no botão de captura (ícone da câmera) no painel 'saída'. Salvar a imagem no formato TIFF.
9. Então, prepare cinco 2 mm de espessura imagens corte coronal que cobrem de forma contígua do lobo frontal para o cerebelo.
   1. Em primeiro lugar, preparar a segunda fatia, alinhando com cuidado a barra de navegação na imagem axial para que a imagem coronal pode melhor visualizar o MCA - trombos ACA.
   2. Em seguida, preparar os outros quatro fatias de uma forma contígua. Clique no botão de captura (ícone da câmera) no painel 'saída'. Salvar as imagens no formato TIFF.

4. A trombólise e In Vivo MicroCT Imagiologia Cerebral de trombo (Figura 3)

1. Preparar um comprimento de 100 cm-1 PE0 tubo com uma agulha de calibre 30 numa extremidade e uma seringa de 1 mL, na outra extremidade. Encher o tubo com solução salina (600 ul) ou tPA (aqui, 24 mg / kg, 600 ul), evitando bolhas de ar.
2. Re-anestesiar o rato, tal como descrito na etapa 2.1. Inserir a ponta da agulha dentro da veia peniana do animal. Colocar o animal cuidadosamente sobre a cama da máquina microCT. Então, imobilizar e estabilizar a parte injetada por via intravenosa do sistema de cateter gravando-o para a cama.
3. Realizar uma sessão de imagem de seguimento como linha de base pré-tratamento. Em seguida, injectar quer 60 ul de solução salina normal ou tPA, pressionando o êmbolo da seringa para o sistema de cateter. Após a injecção de bolus, começam a infundir a solução restante (540 mL) ao longo de um período de tempo (aqui, 30 min).
4. Obtenção de imagens microCT utilizando os mesmos parâmetros que no passo 3.4 a pré-especificado pontos de tempo: aqui, a 3 e 24 h após a injecção de bolus. Para executar o seguinte ex vivo NIRF Thromimaging autocarro do cérebro, sacrificar o animal sob anestesia por deslocamento cervical.

5. Ex Vivo NIRF Trombo Imagem e cloreto de trifenil tetrazólio (TTC) de coloração do tecido cerebral (Figura 4)

1. Após a decapitação, retire o couro cabeludo e cortar através do crânio com uma tesoura do forame magno-se em direção à sutura sagital. Remova a calota craniana, elevando cuidadosamente as bordas do crânio incisão com uma tesoura, evitando lesão no cérebro subjacente, assim, pôr a nu os hemisférios.
2. Cortar os nervos ópticos na base do cérebro tão perto quanto possível da superfície do cérebro, porque eles poderiam se sobrepõem com o círculo de Willis artérias que devem ser visualizados na imagem NIRF. Em seguida, a fim de visualizar claramente o em forma de Y 'MCA / ACA / ACI distal' para a imagiologia de trombos NIRF, cortar o ICAs distal tanto quanto possível à superfície do cérebro depois de comprimir suavemente a base para expor cerebelar the pontos de corte (Figura 4A).
3. Execute NIRF imagem (excitação / emissão, 675/690 nm; 1 a exposição seg) do tecido cerebral removido com a sua base apontando para cima (Figura 4B, C), que visualiza a tromboêmbolos fluorescente etiquetado nas artérias da vaca (Figura 4D) . Em seguida, realizar imagem adicional com o vértice do cérebro apontando para cima, que visualiza tromboêmbolos corticais. Evitar a secagem do cérebro, colocando algumas gotas de solução salina no tecido.
4. Utilizando um dispositivo de matriz de cérebro de acordo com as instruções do fabricante, preparar rapidamente 2 mm de espessura fatias de cérebro coronalmente: 6 partes de 2 mm de espessura (2,3, 0,3, -1,7, -3,7, -5,7 mm do bregma). Evitar a secagem das fatias de cérebro usando gotas salinas, e executar NIRF imagiologia de tanto a frente e para trás da superfície das secções.
5. Coloque as fatias de cérebro em solução a 2% de cloreto de trifenil tetrazólio (TTC) durante 20 min, evitando ao mesmo tempo a exposição a light. Em seguida, mover as fatias em solução de formaldeído a 4% a 4 ° C, evitando a exposição à luz.

6. Quantificação de trombo área usando microCT Imagens e ImageJ (1.49d) Software (Figura 5)

1. Imagens abertos (Figura 5A).
   1. Abrir arquivos de sequência de imagem para criar um arquivo de pilha, escolhendo 'Arquivo> Importar> Sequência de Imagens "ou" File> Open ". Converter as imagens para 8 bits em tons de cinza usando 'Imagem> Tipo> 8-bit'.
2. Converter a Unidade de polegada a milímetros (Figura 5A).
   1. Quando um pixel de arquivos de imagem CT corresponde a 0,053 mm, use "Analisar> Definir Escala 'para entrar' 1 ',' 0,053", e "mm" para "Distância em pixels ',' distância conhecida" e "Unidade de comprimento ', respectivamente.
   2. Quando (apenas) uma barra de escala está disponível,utilizando a ferramenta 'Linha Reta "desenhar uma linha com o seu comprimento igual ao da barra de escala. Em seguida, use "Analisar> Definir Escala 'para entrar o comprimento da barra de escala em milímetros.
3. Subtracção de fundo (Figura 5B)
   1. Ao usar "Editar> Seleção> Especifique" lugar uma região circular ou retangular de interesse (ROI) em uma área do parênquima cerebral, sem regiões hiperdensas relacionadas com os ossos trombo ou. Porque o ROI especificado se aplica a cada fatia de pilha, verifique se se não for sobreposto com regiões hiperdensas em cada fatia.
   2. Escolha 'Plugin> ROI> BG subtração de ROI "e entre 2,0 para o" Número de stdev da média ".
4. Segmentação de lesões hiperdensas relacionadas com o tromboembolismo (Figura 5C)
   1. Escolha 'Image> Adjust> Threshold ", e digite os valores de' Lower Nível de limite "e" Nível de limite 'superior como 22 e 255, respectivamente. Selecione 'Over / Under' para exibir pixels abaixo do valor limiar inferior em azul, pixels limiarizadas em tons de cinza e pixels acima do valor limiar superior em verde.
   2. Utilizar a 'Ferramenta de seleção à mão livre' para desenhar ROIs que cercam lesões hiperdensas relacionados com tromboêmbolos sem incluir áreas ósseas. Durante o desenho, mantenha pressionando [turno] ou [alt] para adicionar ou remover uma região, respectivamente.
      Nota: Se as lesões tromboembólicos hiperdensas estão distantes de estruturas ósseas, em vez do 'ferramenta de seleção Freehand "," Wand ferramenta "pode ​​ser utilizada com segurança, sem alterar seu nível de' Tolerância '.
5. Quantificação de lesões segmentadas (Figura 5D)
   1. Use "Analisar> Definir Medidas 'para escolher' Area ',' Média Cinza Valor" e "Densidade Integrada (Área X Média)9 ;. Verifique as seguintes opções: 'Limit to Threshold "e" Rótulo de Exibição ". Use "Analisar> Medida 'para obter os dados quantificados. Em seguida, salvar os resultados como um arquivo ".xls".
   2. Salve o arquivo de pilha no formato TIFF. Além disso, use "Analisar> Ferramentas> Gerenciador ROI 'para guardar as ROIs.

Resultados

Imagens da linha de base microCT, obtido in vivo após a administração de FIB-GC-AUNP (10 mg / ml, 300 ul) à 1 h após acidente vascular cerebral embólico, claramente visualizada trombo cerebral no MCA - área de bifurcação ACA da artéria carótida interna distai (Figura 6 ). imagiologia de seguimento microCT não mostrou nenhuma mudança no trombo COW com o tratamento salino. No entanto, o tratamento com tPA mostrou uma dissolução gradual do trombo COW...

Discussão

Nós demonstramos o uso de duas técnicas de imagem molecular complementares para a imagem latente trombo direta em modelos experimentais de acidente vascular cerebral embólico: a fibrina alvo de nanopartículas de ouro (FIB-GC-AUNP) para imagens com base em microCT in vivo, e uma FXIIIa alvo sonda de imagem óptico para ex vivo de imagens fluorescentes.

Após a administração intravenosa de FIB-GC-AuNPs, trombos tornou-se visível a CT como estruturas densas, causado pel...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Machines
microCT	NanoFocusRay, JeonJu, Korea	NFR Polaris-G90
NIRF imaging system	Roper-scientific,Tucson, AZ	coolsnap-Ez
Laser Doppler flowmeter	Perimed, Stockholm, Sweden	PeriFlux System 5000
Surgical microscope	Leica Microsystems, Seoul, Korea	EZ4HD
Inhalation anesthesia machine	PerkinElmer, Massachusetts, USA	XGI-8
Software
NFR control	NanoFocusRay, JeonJu, Korea	NFR Polaris-G90	microCT control software
Lucion	Infinitt, Seoul, Korea	Lucion	3D render imaging software
Lab chart 7	ADInstruments, Colorado, USA	Lab chart 7	rCBF
ImageJ software	Wanye Rasband, NIH, USA	1.49d	imaging analysis
Devices/Instruments
Infusion pump	Harvard, Massachusetts, USA	pump 22(55-2226)
Homeothermic blanket	Panlab, Barcelona, Spain	HB101
Pocket cautery	Daejong, Seoul, Korea	DJE-39
Brain matrice	Ted pella, CA, USA	15003	coronal section
PE-50 tubing	Natsume, Tokyo, Japan	SP-45(PE-50)	I.D. 0.58 mm O.D. 0.96 mm
PE-10 tubing	Natsume, Tokyo, Japan	SP-10(PE-10)	I.D. 0.28 mm O.D. 0.61 mm
30 gauge needle	sungshim-medical, Seoul, Korea
Syringe	CPL-medical, Ansan, Korea		1 & 3 cc
Gauze	Panamedic, Cheonan, Korea
Tape	Scotch, Seoul, Korea	3M-810
Micro forceps	Fine Science Tools, Vancouver, Canada	11253-27	Dumont #L5
Micro scissor	Fine Science Tools, Vancouver, Canada	15000-03	Vannas spring
Scissor	Fine Science Tools, Vancouver, Canada	14084-08	8.5 cm
Black silk suture	Ailee, Busan, Korea	SK6071, SK728	6-0 and 7-0
Reagents
meloxicam	Yuhan, Seoul, Korea
vet ointment	Novartis, Basel, Swiss
10% Povidone-iodine (betadine)	Firson, Cheon-an, Korea
FeCl3	Sigma, Missouri, United States	157740-5G
TTC	Amresco, Ohio, USA	0765-100g
Isoflurane	Hana-Pham, Gyeonggi, Korea	Ifran	100 ml
PBS	Welgene, Daegu, Korea	LB001-02	500 ml
Gold nanoparticles			Synthesis
C15 optical agent			Synthesis
Tissue plasminogen activator	Boehringer Ingelheim, Biberach, Germany	rtPA(actilyse)	20 mg
Normal saline	Daihan Pham, Seoul, Korea	48N3AF3	20 ml