Adattamento 3' amplificazione veloce di CDNA finisce per mappare le trascrizioni in cancro

Riepilogo

I due diversi 3' amplificazione veloce delle estremità del cDNA (3' gara) protocolli descritto qui fanno uso di due diversi DNA polimerasi per mappare sequenze che includono un segmento dell'open reading frame (ORF), il codone di arresto e l'intero regione 3' UTR di una trascrizione usando RNA ottenute da linee cellulari tumorali differenti.

Abstract

Maturazione degli mRNA eucariotico coinvolge 3' fine formazione, che prevede l'aggiunta di una coda di poli (a). Al fine di mappare il 3' estremità di un gene, il tradizionale metodo di scelta è 3' amplificazione veloce delle estremità del cDNA (3' gara). Protocolli per 3' gara richiedono l'attenta progettazione e selezione degli iniettori annidati all'interno di regione 3' non tradotta (3' UTR) del gene target di interesse. Tuttavia, con alcune modifiche il protocollo può essere utilizzato per includere l'intera regione 3' UTR e sequenze all'interno l'open reading frame (ORF), fornendo un quadro più completo del rapporto tra l'ORF e 3' UTR. Ciò è oltre alla identificazione del segnale poliadenilazione (PAS), così come il sito di clivaggio e poliadenilazione fornito dai convenzionali 3' gara. Espanso 3' gara in grado di rilevare insolito 3' UTR, tra cui fusioni del gene all'interno di 3' UTR, e le informazioni di sequenza possono essere utilizzate per prevedere i potenziali siti di legame di miRNA così come AU ricca destabilizzare gli elementi che possono influenzare la stabilità della trascrizione.

Introduzione

La formazione dell'estremità 3' è un passo fondamentale nella maturazione di mRNA che comprende il clivaggio del pre-mRNA a valle di un PAS seguita dall'aggiunta di ~ 250 tipo adenine, che compongono la coda di poli (a)^1,2. La proteina legante il poli (a) (PABP) si lega alla coda di poli (a), e questo protegge la trascrizione di mRNA da degradazione e facilita la traduzione¹.

Le stime attuali suggeriscono che il 70% dei geni umani hanno passaggio multiplo e quindi sono sottoposti ad poliadenilazione alternativa, con conseguente più 3' estremità³. Pertanto, è importante identificare dove la coda di poli (a) si attacca al resto del 3' UTR, nonché a identificare il PAS utilizzato da qualsiasi trascrizione dato. L'avvento di sequenziatori di ultima generazione ha provocato l'identificazione simultanea del 3' UTR e il passaggio di migliaia di geni. Questo aumento della capacità di sequenziamento ha richiesto lo sviluppo di algoritmi bioinformatici per analizzare i dati che coinvolgono poliadenilazione alternativa dell'estremità 3'. Per l'individuazione del de novo o la convalida della PAS e quindi mapping dell'estremità 3' dei singoli geni da dati di sequenziamento su larga scala, 3' gara rimane il metodo di scelta^4,5. Le sequenze incluse nei prodotti di cDNA di 3' gara normalmente includono solo una parte del 3' UTR che contiene la coda di poli (a), il luogo di fenditura, la PAS e le sequenze a Monte della PAS. A differenza di PCR, che richiede la progettazione e la scelta del gene specifico primer forward e reverse, 3' gara richiede solo due primers gene nidificati specifici in avanti. Quindi, la PCR richiede una conoscenza più dettagliata della sequenza del nucleotide di una grande regione del gene di essere amplificato^4,6. Dato che 3' gara utilizza lo stesso reverse primer che obiettivi il poli (a) di coda per tutte le trascrizioni di poliadenilazione RNA, solo i primer in avanti devono essere gene specifico, così, solo che richiedono la conoscenza di una regione significativamente più piccola del mRNA. In questo modo l'amplificazione delle regioni in cui le sequenze non sono completamente caratterizzato^4,7. Questo ha permesso 3' gara per essere utilizzato non solo per determinare l'estremità 3' del gene, ma a anche determinare e caratterizzare grandi regioni a Monte della PAS che formano una parte significativa del 3' UTR. Combinando 5' corsa con modificate 3' gara che comprende porzioni più grandi di 3' UTR e regioni fiancheggianti, è possibile completamente di sequenza o clonare un'intero trascrizione di mRNA dall'estremità 5' alla sua 3' estremità⁸.

Un esempio di questa applicazione di modificate 3' gara è la recente identificazione di un romanzo di trascrizione del gene CCND1-MRCK fusione da linee cellulari di linfoma a cellule mantellari e malati di cancro. 3' UTR ha consistito di sequenze di geni MRCK sia il CCND1 ed era ricalcitrante a miRNA regolamento⁹. I due nidificati CCND1 avanti primers specifici erano complementari alla regione immediatamente adiacente e a valle del codone di arresto di CCND1 . Anche se l'intero trascrittoma sequenziazione insieme strumenti bioinformatici specifico può essere utilizzato per rilevare le fusioni del gene entro i 3' UTR¹⁰, molti laboratori potrebbero mancare le risorse finanziarie o perizia di bioinformatica per fare uso di questa tecnologia. Quindi, 3' gara è un'alternativa per de novo identificazione e validazione di geni di fusione romanzo che coinvolge il regione 3' UTR. Considerando il drastico aumento del numero di geni di fusione segnalati nonché a leggere attraverso le trascrizioni, 3' gara è diventata un potente strumento nella caratterizzazione genica sequenze^11,12. Inoltre, recenti studi hanno dimostrato che diverse sequenze all'interno di 3' UTR, nonché la lunghezza del 3' UTR può influenzare la stabilità di trascrizione mRNA, la localizzazione, la traducibilità e funzione¹³. Dovuto in parte a un crescente interesse nella mappatura del transcriptome, c'è stato un aumento del numero di differenti polimerasi del DNA in fase di sviluppo per l'utilizzo in laboratorio. È importante determinare quali tipi di modifiche possono essere reso a 3' protocollo di gara in ordine di utilizzare il repertorio disponibile di polimerasi del DNA.

Questo lavoro rapporti adattandosi 3' gara per mappare l'intero regione 3' UTR, la PAS e il sito di clivaggio estremità 3' della trascrizione ANKHD1 utilizzando nidificati Primer all'interno della sezione di ANKHD1 della trascrizione e due diversi DNA polimerasi.

Protocollo

Indossare un camice da laboratorio, guanti e occhiali di sicurezza in ogni momento durante l'esecuzione di tutte le procedure in questo protocollo. Assicurarsi che i contenitori/provette contenenti il reagente di fenolo e guanidina isotiocianato sono aperti solo in un cappuccio certificata e smaltire i rifiuti di fenolo in un contenitore designato. Utilizzare i reagenti, i suggerimenti e privo di DNasi e RNasi provette sterili.

1. coltura cellulare

1. Crescere la linea delle cellule HeLa e due sospensioni mantello cella linee cellulari di linfoma, Granta-519 e Jeko-1, in DMEM contenente 10% FBS e 100 U/mL di penicillina/streptomicina in un incubatore con 5% CO₂ a 37 ° C. Diluire le celle 01:10 e contare utilizzando un contatore di particelle¹⁴.
2. Per l'estrazione di RNA, piastra 500.000 cellule/pozzetto in un piatto ben 6 (media di 2 mL per pozzetto). Dopo incubazione per 24 h, raccogliere RNA dalle cellule.

2. estrazione del RNA

1. Raccolta delle cellule
   Nota: Fatta eccezione per la fase di centrifugazione, eseguire tutti i passaggi elencati in una cappa di coltura del tessuto per mantenere la sterilità.
   1. Per cellule in sospensione (Jeko-1 e Granta-519):
      1. Trasferire le cellule (insieme con 2 mL di terreno) in una provetta da 15 mL e centrifugare a 1.725 x g per 5 min, aspirato i media e lasciare il pellet cellulare nella parte inferiore del tubo.
      2. Risospendere il pellet cellulare in 50 µ l di tampone fosfato salino (PBS): 1x. Aggiungere 500 µ l di reagente di isotiocianato di fenolo e guanidina monofasica a ciascun campione nel tubo per microcentrifuga da 1,5 mL. Mescolare bene e lasciare a temperatura ambiente (TA) per 5 min mentre invertendo il tubo del microcentrifuge ogni 1 min.
   2. Per le celle aderenti (HeLa):
      1. Aspirare il terreno di coltura delle cellule da ciascun pozzetto. Aggiungere 1 mL di PBS in ciascun pozzetto per lavare via i detriti.
      2. Rimuovere il PBS e aggiungere 500 µ l di reagente di isotiocianato di fenolo e guanidina monofasica ad ogni pozzetto.
      3. Incubare per 5 minuti con dolce dondolo a RT. Trasferire in una provetta di microcentrifuga da 1,5 mL.
2. Lisi delle cellule
   1. Congelare il fenolo e guanidina isotiocianato miscela di cella a-20 ° C per 1 h.
      Nota: Il mix può essere lasciato a-20 ° C durante la notte o fino a quando necessario.
   2. Scongelare il fenolo e guanidina isotiocianato miscela di cella sul ghiaccio. Aggiungere 100 µ l di cloroformio al tubo del microcentrifuge in una cappa PCR. Vortexare il campione per 10-15 s fino a quando la miscela è rosa e opaco. Incubare il campione in ghiaccio (a 4 ° C) per 15 minuti.
   3. Centrifugare il campione per 15 min a 20.800 x g e a 4 ° C. Rimuovere con cautela la fase acquosa incolore superiore (~ 200 µ l) e il trasferimento ad un nuovo tubo per microcentrifuga da 1,5 mL.
3. Precipitazione di RNA
   1. Aggiungere un volume equivalente di isopropanolo per ogni campione. Aggiungere 1 µ l di coprecipitant (vedere Tabella materiali) per ogni campione per agire come un elemento portante per il RNA e aiutano a visualizzare il RNA nei passaggi successivi. Incubare il campione a-80 ° C per almeno 4 ore. Per risultati ottimali, incubare per una notte a-80 ° C.
   2. Trasferire il campione ad una centrifuga refrigerata. Centrifuga per 35 min a 20.800 x g / 4 ° C; il RNA apparirà come un puntino blu sulla parte inferiore del tubo. Rimuovere con cautela l'isopropanolo dal campione. Aggiungere 500 µ l di etanolo di 80% e risospendere il pellet brevemente nel Vortex per 3 s.
   3. Centrifugare il campione a 20.800 x g a RT per 5 min. rimuovere tutto l'etanolo dall'esempio. Lasciate che il campione asciugare all'aria per circa 10 min. Risospendere il campione in 35 µ l di acqua RNAsi-libera. Posto su un blocco di calore (65 ° C) per 5 min garantire che il RNA è completamente in soluzione e collocare immediatamente il tubo sul ghiaccio.
   4. Determinare la concentrazione di RNA totale usando uno spettrofotometro come precedentemente descritto, tranne usare 1,5 µ l del campione di RNA invece di 1 µ l¹⁵. Facoltativamente, eseguire 1 µ g di RNA totale su un gel di agarosio all'1% per determinare l'integrità del RNA.

3. trattamento dnasi

1. Dopo la quantificazione del RNA, eseguire dnasi trattamento sul RNA totale di degradare qualsiasi DNA genomic. Per ogni campione, è necessario aggiungere i seguenti reagenti dal kit di dnasi RNAsi-libera per fare una reazione totale di 20 µ l della miscela in una provetta da microcentrifuga separati:
   1. Mescolare 2 µ l di dnasi 10 X tampone di reazione con 4,4 µ g di RNA totale. Portare ad un totale di 14 µ l con acqua.
   2. Aggiungere 2 µ l di dnasi RNAsi-libera. Incubare a 37 ° C per 30 min in presenza di 2 µ l di inibitore di RNAsi (dal Kit di trascrizione inversa).
   3. Aggiungere 2 µ l di soluzione bloccante e calore su un blocco di calore per 10 min a 70 ° C per inattivare l'enzima dnasi.
      Nota: Trattamento della dnasi è facoltativo.

4. sintesi del cDNA

Per un volume di reazione finale di 50 µ l:

1. Per un volume di reazione finale di 50 µ l: trasferimento 22 µ l della dnasi trattati RNA in un nuovo tubo, o trasferimento 4 µ g di RNA totale con aggiunta di acqua ad un volume totale di 22 µ l in una nuova provetta. Aggiungere 2 µ l di primer T7 oligo dT₂₅ da 10 µM primer soluzione. La sequenza per il primer di T7 oligo dT₂₅ è 5'-GCCGGTAATACGACTCACTATAGTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTT-3'.
2. Dal kit di trascrizione inversa aggiungere 2 µ l dell'inibitore di RNAsi (20 U / µ l), 8 µ l di tampone di reazione di 5x, 4 µ l di 10 mM dNTPs e 2 µ l della trascrittasi inversa (200 U / µ l).
   Nota: Impostare una reazione senza trascrittasi inversa ad agire come controllo negativo.
3. Incubare a 42 ° C per 1 h. trasferimento direttamente al ghiaccio. Riscaldare il tubo a 75 ° C per 5 min e posizionare il tubo sul ghiaccio.

5. ricerca primer per la trascrizione del Gene di fusione

1. Disegno dell'iniettore
   1. Scarica la sequenza del cDNA dal browser genoma Ensemble (ENST00000360839.6/NM_017747) e identificare una regione all'interno del ORF della trascrizione destinazione (ANKHD1) a Monte del codone di arresto. Copiare e incollare l'intera regione (fino a 700 nucleotidi) che contengono le sequenze a Monte del codone di stop nella regione voce sequenza del software di progettazione primer (< https://www.idtdna.com/Primerquest/Home/Index>).
   2. Selezionare l'opzione di design personalizzato Visualizza e selezionare 10 per il numero degli iniettori che il sistema deve generare (risultati da restituire) e lasciare tutti gli altri parametri impostati di default.
   3. Scegliere cinque primer in avanti e due iniettori d'inversione che non si sovrappongono. Ordine di primer e ricostituire con RNAsi/dnasi-libera di acqua ad una concentrazione finale di 10 µM. Maggiori dettagli circa il disegno di primer universali per la PCR sono trattate altrove¹⁶.
2. PCR per identificare potenziali primer per l'utilizzo in successive 3' gara
   Nota: Per determinare i primer forward finali da utilizzare nella reazione, test i primer progettati impostando combinazioni diverse di forward e reverse primer per PCR regolari in una cappa PCR.
   1. Trasferire il cDNA (2 µ l) in una provetta PCR fresca 0,5 mL. Aggiungere 1 µ l di primer in avanti e 1 µ l di primer inverso (da una soluzione di primer 10 mM). Fai fino a 12,5 µ l aggiungendo 8,5 µ l di acqua priva di nucleasi. Aggiungere 12,5 µ l di 2x Gel di PCR Master Mix.
   2. Utilizzare le seguenti condizioni di ciclismo termiche PCR: 95 ° C per 2 min seguita da 29 cicli di 95 ° C per 30 s, 60 ° C per 30 s e 72 ° C per 1 min. impostare il ciclo finale a 68 ° C per 7 min.
   3. Dopo la PCR, è necessario eseguire i prodotti su un gel di agarosio 1% colorato con bromuro di etidio. Dettagli dell'elettroforesi sono come precedentemente descritto con poche modifiche¹⁷.
      1. Sciogliere 1 g di agarosio in 100 mL di tampone Tris-acetato (TAE) in un pallone da 250 mL. Fate bollire in un forno a microonde.
      2. Lasciare raffreddare per 1 min e aggiungere 7,5 µ l di soluzione di bromuro di etidio (10 mg/mL di brodo) in una cappa aspirante. Miscelare bene agitando la beuta e versare in un apparato di gel orizzontale. Lasciare la RT nella cappa fumi per almeno 30 minuti consentire il gel a solidificare.
      3. Coprire il gel con 1 tampone di x TAE e caricare 10 µ l di prodotto PCR su gel di agarosio insieme a 3-5 µ l della scala di peso molecolare di DNA. Eseguire a 175 V per 10 min. visualizzare i prodotti che utilizzano un dispositivo di imaging e se è necessaria una ulteriore separazione di prodotti, eseguire il gel per altri 5-10 min.
3. Selezione degli iniettori annidati per 3' gara
   1. Analizzare i risultati del gel dell'agarosi PCR per selezionare gli iniettori che hanno una banda PCR distinta, forte e unica. Utilizzare il primer 5'-la maggior parte (ANKHD15'-CCTTCCCAGCGAGTTTCTAC-3') insieme con il primer di₂₅ T7 oligodT nella PCR prima eseguire.
   2. Selezionare il primer nidificato che si trova a valle del primo iniettore (ANKHD1 5'-CGTTGGACACAGTGGAATCT-3') e utilizzarlo con il primer di T7 (5'-GGCCTAATACGACTCACTATAG-3') nel secondo set di reazioni di PCR.

6. ottimizzazione del 3' gara per mappare il regione 3' UTR utilizzando due diversi enzimi

Nota: C'è stato un aumento nella diversità delle polimerasi del DNA usato per la PCR; Pertanto, abbiamo voluto determinare condizioni standard che possono essere applicate anche quando si utilizzano diversi enzimi per 3' reazioni di PCR di gara. Iniettori d'inversione per qualsiasi trascrizione vengono mantenuti costanti; le uniche modifiche sono nei primer forward nidificati che sono specifici per la trascrizione di destinazione.

1. Protocollo 1:3 ' gara utilizzando una DNA polimerasi modificata da Pyrococcus furiosus (Pfu)
   1. Prima PCR
      1. Trasferire 1 µ l di cDNA in una provetta PCR e aggiungere 5 µ l di tampone di reazione Pfu x 10. Aggiungere 1 µ l di primo iniettore avanti nidificato, 1 µ l di primer T7 oligodT₂₅ e 1 µ l di dNTP (da una soluzione di 10 mM).
      2. Fai fino a 49 µ l di volume totale aggiungendo 40 µ l di acqua. Aggiungere 1 µ l di Pfu DNA polimerasi e mescolare bene. Eseguire la PCR utilizzando il profilo PCR nella tabella 1.
   2. Seconda PCR
      1. Trasferire 2 µ l dei prodotti di PCR prima ad un nuovo tubo PCR e mescolare con 5 µ l di tampone di reazione di Ultra II di Pfux 10. Aggiungere 1 µ l di primer PCR annidato secondo, 1 µ l di primer T7 e 1 µ l di dNTP (soluzione di 10 mM).
      2. Fai fino a 49 µ l di reazione totale aggiungendo 39 µ l di acqua. Aggiungere 1 µ l di Pfu DNA polimerasi. Eseguire la PCR utilizzando lo stesso profilo PCR come la prima installazione PCR (tabella 1).
2. Protocollo 2:3 ' gara utilizzando una DNA polimerasi chimerica costituito da un dominio di legame del DNA fuso a un Pyrococcus-come correzione di bozze mix master di polimerasi PCR
   1. Prima PCR
      1. Trasferire 1 µ l di cDNA in una provetta PCR. Aggiungere 1 µ l di primo iniettore nidificato in avanti e 1 µ l di primer T7 oligodT₂₅ . Fai fino a 25 µ l aggiungendo 22 µ l di acqua.
      2. Aggiungere 25 µ l di Master Mix PCR: 2x e mescolare bene. Utilizzare la PCR ciclismo condizioni descritte nella tabella 2.
   2. Seconda PCR
      1. Trasferire 2 µ l dei prodotti di PCR prima ad un nuovo tubo PCR. Aggiungere 1 µ l di primer PCR nidificati secondo insieme con 1 µ l di primer reverse T7.
      2. Fai fino a 25 µ l aggiungendo 22 µ l di acqua. Aggiungere 25 µ l di 2x PCR Master Mix. Eseguire la PCR utilizzando lo stesso profilo PCR come la prima installazione PCR (tabella 2).

7. verificare il secondo prodotto PCR di 3' gara.

1. Prendere 5-10 µ l di prodotto di PCR secondo (come prodotto dal primo turno di PCRs se la trascrizione è abbondantemente espresso) ed eseguire su un gel di agarosio. Impostare il gel ed eseguire l'elettroforesi come descritto in precedenza (passaggi 5.2.3.1 a 5.2.3.3). Visualizzare i risultati su un dispositivo di imaging.

8. sequenziamento e purificazione del prodotto

1. Purificare i prodotti PCR di gel dalla seconda PCR usando il Gel e sistema di Clean-Up di PCR frammento del DNA secondo il protocollo del produttore.
2. Eseguire Sanger sequenziamento (in alternativa, inviare il gel purificata campioni di prodotto PCR e primer di sequenziamento appropriato ad un laboratorio di sequenziamento). Analizzare i dati di sequenziamento dopo Sanger sequenziamento.
3. Scarica il software di analisi di sequenza (Vedi Tabella materiali) e importare i file di traccia nel software. Utilizzare il QVs individuali di Base pura (valori di qualità) per ottenere la Base chiamata informazioni¹⁸. Scarica il cromatogramma con tracce di alta qualità per la visualizzazione.
   Facoltativo: Il gel prodotto purificato può essere clonato utilizzando un apposito kit di clonazione e i cloni isolati inviati per Sanger sequenziamento.

Risultati

Ricerca nidificata Forward Primer:

Il gel di agarosio da La figura 1 Mostra due distinti prodotti di gel PCR (corsie 1 e 2) che utilizzano lo stesso forward primer ma diversi iniettori d'inversione. Lane 3 ha un prodotto PCR distinto e ha un distinto primer forward e reverse. I primer ideali da utilizzare per la reazione di PCR di base sono quelli che danno un prodotto di PCR distinto ...

Discussione

Nonostante l'avvento delle tecnologie di sequenziamento massivo parallelo, su una base di gene di gene, 3' gara rimane ancora il metodo più facile ed economico per identificare la PAS e nucleotidi adiacenti per la coda di poli (a). L'adattamento qui descritto si espande con 3' gara per amplificare sia mappa sequenze che includono una parte di ORF, il codone di arresto e l'intero regione 3' UTR della trascrizione del mRNA di ANKHD1 . Dei principali vantaggi di 3' gara è che con pochi piccoli adattamenti, prodot...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
HeLa cells	ATCC	CCL-2	Cervical cancer cell line.
Jeko-1 cells	ATCC	CRL-3006	Mantle cell lymphoma cell line.
Granta-519 cells	DSMZ	ACC-342	Mantle cell lymphoma cell line.
Fetal Bovine Serum	Sigma Aldrich	F6178	Fetal bovine serum for cell culture.
Penicillin/Streptomycin	ThermoFisherScientific	15140122	Antibiotic and antimycotic.
GlycoBlue	Ambion	AM9545	Coprecipitant.
DMEM	ThermoFisherScientific	10569044	Gibco brand cell culture media with GlutaMAX.
Nuclease Free-Water	ThermoFisherScientific	AM9938	Ambion DNase and RNAse free water(non DEPC treated).
Dulbecco’s Phosphate-Buffered Solution	Corning	21-030	1X PBS.
Chloroform	Sigma  Aldrich	C7559-5VL
2-propanol	Sigma Aldrich	I9516
Reagent Alcohol	Sigma Aldrich	793175	Ethanol
Ethidium Bromide solution	Sigma Aldrich	E1510
TRIzol Reagent	ThermoFisherScientific	15596026	Monophasic phenol and guanidine isothiocyanate reagent.
2X Extender PCR-to-Gel Master Mix	Amresco	N867	2X PCR-to-Gel Master Mix  containing loading dye used in routine quick PCR assays and primer search.
10mM dNTP	Amresco	N557
RQ1 RNase-Free DNase	Promega	M6101	Dnase treatment kit.
Gel Loading Dye Orange (6X)	New England BioLabs	B7022S
2X Phusion High-Fidelity PCR Master Mix with HF buffer	ThermoFisherScientific	F531S	2X PCR MasterMix containing a chimeric DNA polymerase consisting of a DNA binding domain fused to a Pyrococcus-like proofreading polymerase and other reagents.
PfuUltra II Fusion HS DNA polymerase	Agilent Technologies	600670	Modified DNA Polymerase from Pyrococcus furiosus (Pfu).
RevertAid RT Reverse Transcription Kit	Thermo Fischer	K1691	Used for  reverse transcription of mRNA into  cDNA synthesis. Kit includes  Ribolock RNAse inhibitor, RevertAid M-MuLV reverse transcriptase and other reagents listed in manuscript.
Pefect size 1Kb ladder	5 Prime	2500360	Molecular weight DNA ladder.
Alpha Innotech FluorChem Q MultiImage III	Alpha Innotech		Used to visualise ethidium bromide stained agarose gel.
Low Molecular Weight Ladder	New England BioLabs	N3233L	Molecular weight DNA ladder.
Vortex Mixer	MidSci	VM-3200
Mini Centrifuge	MidSci	C1008-R
Dry Bath	MidSci	DB-D1
NanoDrop 2000C	ThermoFisherScientific	ND-2000C	Spectrophotometer.
Wide Mini-Sub Cell GT Horizontal Electrophoresis System	BioRad	1704469	Electrophoresis equipment-apparatus to set up gel
PowerPac Basic Power Supply	BioRad	1645050	Power supply for gel electrophoresis.
Agarose	Dot Scientific	AGLE-500
Mastercycler Gradient	Eppendorf	950000015	PCR thermocycler.
Centrifuge	Eppendorf	5810 R
Centrifuge	Eppendorf	5430R
Wizard SV Gel and PCR Fragment DNA Clean-Up System	Promega	A9281
Zero Blunt TOPO PCR Cloning Kit, with One Shot  TOP10 Chemically Competent E. coli cells	ThermoFisherScientific	K280020
MyPCR Preparation Station Mystaire	MidSci	MY-PCR24	Hood dedicated to PCR work.
Hamilton SafeAire II fume hood	ThermoFisherScientific		Fume hood.
Beckman Coulter Z1 Particle Counter	Beckman Coulter	6605698	Particle counter. For counting cells before plating  for RNA extraction.
Applied Biosystems Sequence Scanner Software v2.0	Applied Biosystems (through ThermoFisherScientific)		Software to analyze Sanger sequencing data.