Modello di infarto miocardico Murine utilizzando la legatura permanente dell'arteria coronaria discendente anteriore sinistra

Riepilogo

Qui descriviamo una procedura chirurgica che mostra come ottenere una legatura permanente dell'arteria coronaria discendente sinistra-anteriore nei topi. Questo modello è di grande rilevanza per studiare la fisiofisiologia dell'infarto miocardico e i processi biologici concomitanti.

Abstract

L'infarto miocardico (MI) e le malattie coronariche acute sono tra le principali cause di morte nella popolazione con stile di vita occidentale. I modelli murini di MI con legatura permanente dell'arteria coronaria discendente sinistra-anteriore (LAD) imitano da vicino MI negli esseri umani. I modelli Murine beneficiano della vasta ingegneria genetica oggi disponibile. Qui proponiamo un modello chirurgico murino riproducibile dell'infarto miocardico per legatura coronarica permanente LAD. La nostra tecnica comprende l'anestesia con chetamina/xilazina che può essere rapidamente invertita con la somministrazione di un antagonista, intubazione senza tracheotomia per la ventilazione assistita meccanica, ventilazione con applicazione di positivo estrinseco pressione end-expiratory (PEEP) per evitare il collasso alveolare, un metodo di toracotomia che limita le lesioni chirurgiche minime apportate ai muscoli scheletrici e l'inflazione polmonare senza toracenesi. Questo metodo è scarsamente invasivo, riproducibile e riduce la mortalità e le complicazioni post-chirurgiche.

Introduzione

L'infarto miocardico acuto (MI) è l'espressione più grave di malattie cardiache ischemiche (IHD). IHD sono la principale causa di morbilità e morte in tutto il mondo, soprattutto nei paesi occidentali¹. Di conseguenza, ha un enorme impatto economico sui sistemi sanitari². L'MI è caratterizzato dall'occlusione di un'arteria coronaria da parte della placca aterosclerotica e dal successivo arresto del flusso sanguigno in gran parte del miocardio. La mancanza di apporto di ossigeno nel miocardio porta alla morte ischemica dei cardiomiociti. Questa condizione patologica innesca risposte nel tessuto ventricolare che alla fine porta a carenze nelle funzioni ventricolari, rimodellamento e insufficienza cardiaca^{3 .} L'MI è una complessa condizione patofisiologica che coinvolge processi biologici multipli e intricati che comprendono la morte regolata delle cellule, la risposta allo stress ossidativo, l'infiammazione, la guarigione delle ferite, la fibrosi e il rimodellamento ventricolare. Alcune di queste risposte biologiche sono modellate come singoli processi in vitro come il rilascio indotto dalla necrosi dei modelli molecolari associati ai danni e le risposte infiammatorie associate⁴. Questi modelli semplificati sono essenziali per comprendere l'MI. Tuttavia solo un modello in vivo può fornire un'immagine realistica della complessità dei processi biologici impegnati in risposta all'MI.

Anche se i modelli di MI in animali più grandi come i maiali possono essere più strettamente correlati alla fisiopatologia umana di MI, la potenza dei modelli murini risiede nelle possibilità offerte dall'ingegneria genetica che è più avanzata che in qualsiasi altra specie di mammiferi. Altri aspetti non trascurabili sono il relativo basso costo e la semplicità della configurazione chirurgica.

Vale la pena ricordare che i modelli di ischemia-reperfusione del miocardio possono presentare risultati diversi rispetto ai modelli MI permanenti. Processi biologici come il tipo di morte cellulare impegnata, qualità/ampiezza o cinetica delle risposte infiammatorie e di guarigione delle ferite nel tessuto miocardico possono variare a seconda del modello^5,6,7. Tuttavia, questo protocollo di occlusione coronarica permanente può essere facilmente adattato per ottenere un modello di ischemia-reperfusione.

Questo metodo è rilevante per gli studi relativi alla fisiopatologia dell'MI senza riperfusione e consente il monitoraggio dei processi patologici che si verificano dall'occlusione coronarica (minuti) all'insufficienza cardiaca in fase avanzata (settimane) presso il tessuto cardiaco locale e Livelli.

Protocollo

Gli esperimenti sugli animali descritti in questo protocollo sono stati esaminati e approvati dal Comitato Etico Animale del Cantone di Vaud.

NOTA: Per questi esperimenti, abbiamo usato topi maschi C57Bl/6J del peso compreso tra 25 g e 30 g e un'età di 8-12 settimane. I topi sono stati alimentati chow pellet e acqua al libitum e allevati in condizioni convenzionali. Le apparecchiature chirurgiche sono state precedentemente sterilizzate. Lo sperimentatore deve indossare guanti chirurgici sterili e una maschera chirurgica per limitare la contaminazione e le infezioni post-operatorie.

1. Anestesia e canonazione tracheale.

1. Pesare il topo per determinare il dosaggio di farmaci anestetici, farmaci analgesici post-operatori e volume di marea del ventilatore. Preriscaldare la piastra di riscaldamento a 37 gradi centigradi. L'impostazione chirurgica è raffigurato in Figura 1.
2. Iniettare il topo intraperitonealmente con un mix di ketamina e xilanina a una dose di 80 mg/kg e 10 mg/kg rispettivamente.
3. Rade rapidamente la pelliccia di topo sulla gola e sul lato sinistro della gabbia toracica utilizzando un rasoio elettrico.
4. Controllare la profondità dell'anestesia pizzicando la coda e/o i piedi posteriori e sistemare l'animale in una posizione supina sul pad di riscaldamento. Posizionare una piccola garza comprimere sotto la testa dell'animale per evitare il surriscaldamento degli occhi. Applicare il gel oculare per evitare la secchezza degli occhi.
5. Fissare i quattro arti con nastro adesivo sulla superficie del pad di riscaldamento. Passare un anello di sutura di seta 5-0 sotto gli incisivi superiori e attaccare l'estremità del ciclo con del nastro adesivo sul pad di riscaldamento. Questo manterrà la bocca dell'animale aperta e faciliterà la cannulation.
6. Applicare la crema per la depilazione sulle aree pre-rasate e massaggiare delicatamente con un tampone di cotone per 1 min. Utilizzare gocce di soluzione salina dello 0,9% e garza per pulire le aree di incisione. Applicare pezzi di garza sterile sulla gola rasata e torace e immergerli in iodopovidone.
   NOTA: Si consiglia l'applicazione di un farmaco anestetico locale (lidocaina o bupivacaina) ai siti di incisioni.
7. Impostare il ventilatore ad un volume di marea di 7 mL/kg e velocità di ventilazione di 140 colpi/min.
   NOTA: D'ora in eseguito il lavoro sotto uno stereomicroscopio di microchirurgia.
8. Tenere la pelle al centro della gola ed eseguire un'incisione di 0,5 cm seguendo una linea caudale / cefalica utilizzando piccole forbici. Separare i lobi della ghiandola salivare, quindi separare delicatamente la fascia del muscolo sternoioide con pinze di dissezione curve fino a quando la lasuge e trachea sono visibili. Bordi sicuri dell'apertura con retrattili attaccati a elastici.
   NOTA: Fare questo passaggio senza incisione dei muscoli. Un operatore addestrato sarà in grado di intubare l'animale tramite cavità orale senza la visualizzazione della trachea rendendo questo passaggio opzionale.
9. Tenere delicatamente la lingua lateralmente. Con le pinze, inserire l'ago interno smussato di una cannula da 16 G nella trachea. Visualizza il corretto inserimento nella trachea attraverso l'incisione della gola.
10. Collegare la cannula al ventilatore e garantire una corretta ventilazione mettendo il tubo di scarico in acqua. La presenza di bolle indica una corretta intubazione.
    NOTA: Al fine di mantenere i tessuti bagnati durante l'operazione luogo garza sterile imbevuto di soluzione salina 0.9% e iodopovidone sull'incisione gola. Controllare l'umidità durante la procedura.

2. Ligazione dell'arteria coronaria LAD

1. Rilasciare la zampa anteriore sinistra dal nastro adesivo e spostare con attenzione il mouse nella posizione decubito lato destro. Fissare l'arto anteriore sinistro una volta che l'animale è nella posizione corretta.
2. Identificare la linea tra i muscoli minori e principali pettorali sinistro e fare un'incisione oblique della pelle su 1 cm con le forbici che seguono la linea. Con micro forbici smussate, fascia separata dei muscoli pettorali senza incisione. Mantenere i muscoli pettorali separati da retrattili attaccati a elastici.
3. Impostare il ventilatore con una pressione positiva end-expiratory (PEEP) di 3 cm H₂O.
4. Aprire la cavità toracica utilizzando pinze smussate al 3^rd spazio intercostale tra 3^rd e 4^th costole. Evitare di toccare l'arteria toracica interna in quanto vi è il pericolo di sanguinamento. Non toccare il cuore o il polmone. Applicare due retrattili nella gabbia toracica, uno per ogni costola (Figura 2A).
5. Con una pinze sottili curve, rimuovere con attenzione il pericardio e tirarlo a parte senza danneggiare il cuore e i polmoni.
6. Individuare l'arteria coronaria anteriore decrescente (LAD) sinistra. L'arteria LAD appare come una linea superficiale di colore rosso brillante che corre dal bordo del cauricolo sinistro verso l'apice.
7. Utilizzare un supporto ad ago per passare una sutura di seta 7-0 sotto il LAD da 2 a 3 mm sotto gli atri a sinistra. Tirare la seta lentamente per evitare una strappo del tessuto cardiaco. Legare la legatura con tre nodi. La parte inferiore sinistra del ventricolo sinistro impallidisce istantaneamente alla legatura (Figura 2B-E).
   NOTA: È importante non andare troppo in profondità nella cavità ventricolare o rimanere troppo superficiali. Per gli animali con finta, tirare la seta di sutura sotto il LAD e rimuoverla lentamente evitando la lacerazione dei tessuti.
8. Rilasciare i retrattili delle costole, tenere la costola 3^rd con pinze e fare due passaggi con una sutura di seta 6-0 sotto le costole 3^rd e 4^th.
   AVVISO: Non il cuore perforato o polmone. Non stringere ancora i nodi.
9. Mettere tre gocce di 37 c 0,9% soluzione salina sull'apertura e chiudere il tubo di scarico di scadenza per 2 o 3 cicli respiratori per gonfiare correttamente i polmoni. Stringere la sutura e fissarla con due tiri.
10. Rilasciare i retrattili che tengono i muscoli e aiutarli a recuperare il posto giusto.
11. Chiudere la pelle toracica con due punti di seta sutura 5-0 e fissarla con due tiri. Chiudere la pelle della gola con un punto di seta di sutura 5-0 e fissare con due tiri.

3. Procedure post-operatorie e follow-up.

1. Rimuovere i nastri adesivi dagli arti. Mettere un impacco sul pad di riscaldamento sul lato destro dell'animale.
   NOTA: La procedura complessiva dall'anestesia a questo punto non dovrebbe richiedere più di 40-45 min.
2. Intraperitonealmente iniettare 0,3 mL di 5% soluzione di glucosio preriscaldata a 37 gradi centigradi.
3. Girare con attenzione l'animale sul decubito ventrale sul blocco di compressione.
4. Fermare il ventilatore; se il mouse respira spontaneamente, rimuovere con cautela la cannula.
5. Iniettare la buprenorfina sottocutanea (SC) 0,1 mg/kg e mettere i topi in una gabbia preriscaldata riscaldata a 30 gradi e ventilata con un 100% O₂ per un minimo di 1 h. Monitorare i topi per qualsiasi condizione pericolosa per la vita come dispone o emorragia eccessiva.
6. Durante i due primi giorni dopo l'intervento chirurgico, monitorare il mouse due volte al giorno. Iniettare SC 0,1 mg/kg di buprenorfine due volte al giorno. Intraperitonealmente iniettare 0,3 mL 0 di 5% soluzione di glucosio due volte al giorno. Fornire ai topi una dieta morbida e acqua al libitum. Riscaldare l'animale, se necessario.
   NOTA: Oltre agli oppioidi, gli animali devono essere dotati di farmaci antinfiammatori non steroidei miscelati in dieta o diluiti nell'acqua potabile.
7. Dal terzo giorno, iniettare SC 0.1 mg/kg buprenorfina due volte al giorno se l'animale presenta segni insoliti riguardanti l'aspetto generale, la respirazione o il comportamento. Intraperitonealmente iniettare 0.3 mL di 5% soluzione di glucosio due volte al giorno se l'animale sta ancora perdendo peso. Riscaldare l'animale se necessario.
   NOTA: Applicare rigorosamente criteri di interruzione predefiniti quando necessario per evitare sofferenze eccessive. Di solito i topi perdono peso fino al giorno 3 e 4 e poi aumentano di peso. Dopo sette giorni, i topi di solito recuperano il peso pre-operativo.

Risultati

I topi sono stati eutanasia sette giorni dopo l'intervento chirurgico. Gli animali erano anestesizzati con 80 mg/kg di ketamina e 10 mg/kg di xilizina. In anestesia, il sangue veniva prelevato dalla vena cava e il cuore veniva campionato. Gli Atria sono stati rimossi, il miocardio sono stati lavati in PBS ghiacciato. Per le misurazioni delle aree ischemiche, i cuori sono stati congelati a -20 gradi centigradi per 40 minuti, quindi tagliati a fette per 20 minuti a 37 gradi centigradi in PBS contenenti 2% di cloruro di tripiletrazolio (TTC). Le fette cardiache sono state fissate durante la notte in una soluzione di paraformaldeide tampolatata del 4% tamponellata a temperatura ambiente. Le aree ischemiche sono rimaste incontaminate, mentre il tessuto vivo è stato macchiato di rosso a causa della presenza di diigenasi. Le aree ischemiche sono state calcolate come percentuale dell'area bianca del ventricolo sinistro (LV) con un software di imaging (Figura 3A, B). Per le analisi biochimiche e di biologia molecolare, i cuori sono stati congelati in azoto liquido. Dopo aver macinato i cuori sull'azoto liquido, l'organo in polvere è stato utilizzato per l'estrazione di proteine e mRNA. L'estensione della fibrosi nel tessuto miocardico dei cuori infardati è stata valutata mediante l'analisi occidentale dell'atto del muscolo liscio alfa (zMA) e del fosforolante SMAD2, che sono rispettivamente le principali letture dei miofibromi e dell'attivazione della segnalazione di TGF ( Figura 3C). espressione mRNA di Tgfb, e obiettivi a valle Ctgf, Postn e Il11 sono tutti indicatori di fibrosi miopamica. Ciò è stato dimostrato dall'analisi della reazione a catena della polimerasi in tempo reale (PCR) (Figura3D).

I percorsi di segnalazione pro-infiammatori e l'espressione dei geni pro-infiammatori sono stati in genere trovati attivati entro la prima settimana dopo l'infarto miocardico. La fosforolalazione del fattore di trascrizione NF-B p65 è un segno distintivo dell'infiammazione ed è stata osservata in estratti di miocardio interi dei topi MI (Figura 3E). espressione mRNA di geni pro-infiammatori Il1b, Il6 e Cxcl10 (Figura 3F) e marcatori monociti/macrofagi Cd14 e Mertk sono stati analizzati da PCR in tempo reale (Figura 3G). Si noti che c'era una variabilità nell'estensione di p65 NF-B e fosfororylazione SMAD2 (Figura3C,E, corsie 4-7). Questa variabilità dipende in gran parte dalle dimensioni dell'infarto.

Figura 1 : Descrizione della configurazione chirurgica. (A) L'installazione chirurgica comprende un cuscinetto di riscaldamento modificato, un ventilatore e retrattori attaccati a elastici. (B) Set di forbici, pinze e portaa ago utilizzati durante l'intervento chirurgico. (C) Primo piano dei mini-retrattili. Non mostrato: microscopio stereo chirurgico. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2 : Immagini rappresentative dell'intervento chirurgico e della legatura LAD. (A) Torace aperto con retrattili. Il ventricolo sinistro era evidente. I retrattori superiore, sinistro e inferiore tenevano la gabbia toracica e il retrattore destro teneva il muscolo pettorale. (B) L'ago è stato passato sotto il LAD. (C) La seta di sutura è stata passata sotto il LAD, nel ventricolo sinistro. (D) Punto singolo sul LAD. (E) Fine della procedura di legatura, la sutura è stata fissata con tre nodi. (F) Rappresentazione di una vista anteriore del cuore. La posizione della legatura LAD era 2-3 mm sotto gli atri a sinistra e sopra il ramo diagonale del LAD. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3 : Fibrosi e infiammazione in estratti di miocardio sette giorni dopo l'intervento chirurgico. (A) Immagini rappresentative della colorazione TTC di un cuore affettato sette giorni dopo l'intervento chirurgico. Le aree ischemiche pallide sono rimaste instainate e bianche, mentre il tessuto vivo era macchiato di rosso. La legatura era visibile sulla terza fetta da sinistra. (B) Le dimensioni delle aree ischemiche di cinque cuori infarto sono state misurate utilizzando la tecnica di colorazione TTC. I risultati sono stati la percentuale di area bianca del ventricolo sinistro (LV). (C) Analisi occidentale della fosfororylazione SMAD2 e dell'espressione alfa-SMA in tutto il miocardio come indicatori della fibrosi. (D) espressione mRNA di Tgfb, Ctgf, Postn e Il11 in estratti di miocardio interi. (E) Macchia occidentale di anN-B p65 fosfororylazione in estratti interi di miocardio. (F) espressione mRNA dei geni pro-infiammatori Il1b, Il6 e Cxcl10 in estratti interi di miocardio. (G) espressione mRNA di Cd14 e Mertk come indicatori della presenza nel miocardio di monociti/macrofagi e macrofagi fagociti rispettivamente. N - 3 in farsa e N 4 nel gruppo MI. Per l'analisi dell'espressione mRNA, expression era relativa al controllo endogeno Rps18 e i confronti di gruppo erano test T di Student non accoppiati, .p , 0,05, sp , 0,01, s. Nei pannelli B, D, F e G le barre di errore rappresentano le deviazioni standard.  Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

La prima fase critica di questa procedura è certamente l'intubazione. Usiamo l'ago interno smussato di un catetere 16 G come tubo tracheale. Si sconsiglia di utilizzare questa configurazione con topi che pesano meno di 22 g. Con questa configurazione, può essere difficile intubare i topi correttamente con peso corporeo più piccolo senza danneggiare la trachea. Un altro punto critico è quello di limitare le incisioni fatte al muscolo mentre espongono la trachea e la gabbia toracica. Ridurre il danno ai tessuti è di grande importanza, soprattutto quando si studiano i processi infiammatori successivi a MI. Ecco perché preferiamo la delicata diffusione del muscolo e delle costole con pinze e retrattili^8,9. Non usiamo cauterizzatore elettrico per controllare il sanguinamento¹⁰. Questo può causare ustioni iatrogeniche e favorire le infezioni. Sia i traumi che le infezioni possono disperdere le letture infiammatorie. L'applicazione di un PEEP estrinseca di 3 cm H₂O facendo immergere lo scarico di ventilazione in un tubo dell'acqua limita il collasso dell'alveolare end-expiratory durante la toracotomia. La localizzazione di LAD è un altro passo critico e si dovrebbe tenere a mente che l'anatomia delle arterie coronarie può variare a seconda del ceppo e il genotipo del topo¹¹. Richiede una certa esperienza per visualizzare il LAD, tuttavia posizionando la sutura direttamente 2-3 mm sotto gli atri a sinistra come descritto nella procedura deve consentire il corretto posizionamento della legatura. Lo scolorimento istantaneo di grandi porzioni del ventricolo sinistro sotto la sutura conferma la precisione. Infine, l'applicazione artificiale di auto-PEEP bloccando lo scarico di ventilazione per 2-3 cicli respiratori durante la chiusura toracica consente un'iperinflazione transitoria del polmone che aiuterà a inseguire l'aria dalla cavità toracica¹². Non eseguiamo intenzionalmente una toracentesi come mostrato in ^9,10. In questo modo, limitiamo il rischio di lesioni polmonari e cardiache ed evitiamo danni eccessivi ai tessuti o perforazioni.

La miocardia-reperfusione (I/R) è un modello chirurgico correlato che imita il ripristino del flusso sanguigno coronarica che viene fatto ai pazienti miti nelle cliniche. Durante il modello I/R viene eseguita un'occlusione transitoria dell'arteria coronaria stringendo un pezzo di tubo sul LAD per una durata di 20-45 min^8,13. Quindi l'occlusione viene rilasciata per consentire la riperfusione del miocardio per la durata desiderata. Questa semplice modifica applicata al nostro protocollo può facilmente trasformarla in un modello I/R^4,8,14,15. L'infarto può essere confermato da un esame del sangue per troponina cardiaca T^8,10 o da ecocardiografia¹⁵.

MI si differenzia dal modello I/R perché la riperfusione di per sé induce un infortunio. MI induce più necrosi tissutale e apoptosi è più pronunciata nel miocardio reperfuso⁵. Cinetica delle cellule infiammatorie infiltrazione è anche diverso tra in MI e IR con un'infiltrazione miocardiale ritardata delle cellule immunitarie in MI⁷. Le dimensioni e la posizione dell'area infarto differiranno anche tra i modelli di ligazione permanente e i modelli I/R¹⁵. Tenendo questo in mente, bisogna essere cauti di scegliere un modello rilevante dal momento che i modelli I/R e MI permanente non sono equivalenti. Un altro modello murino dell'infarto miocardico è il modello crioinfarinia. L'applicazione di una sonda criogenica sulla parete anteriore LV induce il congelamento del tessuto ventricolare e l'arresto del flusso sanguigno nell'arteria LAD. Questa tecnica tuttavia differisce dalle tecniche MI e I/R per quanto riguarda la tempistica e l'ampiezza di rimodellamento e risposte infiammatorie^16,17.

La variabilità è una limitazione come per qualsiasi procedura chirurgica. Questa variabilità si basa sulle differenze biologiche. Un buon esempio è la variazione nella disposizione coronarica arteriosa nei topi¹¹. Si basa anche sulle abilità degli sperimentatori. Vale la pena ricordare che un'adeguata formazione degli sperimentatori è obbligatoria per raggiungere risultati stabili con questo modello. Uno sperimentatore ben addestrato può facilmente produrre dimensioni infarto che sono riproducibili (Figura 3A-B). La mortalità del modello dipende dalla posizione del LAD, dalla durata degli esperimenti (giorni, settimane), dalla deformazione del topo e dai genotipi. I tipi di farmaci anestetici e analgesici possono anche influenzare l'esito degli esperimenti con effetti cardioprotettivi o cardiodepressivi. Nelle nostre mani, questo modello ha un tasso di mortalità globale del 25-30%. Questo tasso di mortalità comprende morti e sacrifici spontanei prima della fine dell'esperimento, indipendentemente dai ceppi e dalla durata dell'esperimento. La maggior parte dei decessi o sacrifici sono tra il secondo e il quarto giorno dopo l'intervento chirurgico. L'applicazione di una rigorosa gestione del dolore e il follow-up degli animali può ridurre la mortalità.

Qui presentiamo risultati rappresentativi della dimensione infarto analizzati utilizzando la colorazione E'cdi ttC e l'espressione di proteine e geni coinvolti nei processi infiammatori o fibroti in LV da macchia occidentale e PCR in tempo reale rispettivamente (Figura 3C-G). È anche possibile misurare molti di questi parametri mediante saggi immunosorbena enzimatici (ELISA) o saggi enzimatici. Naturalmente, secondo ipotesi che deve essere testata, questo metodo può essere seguito da qualsiasi analisi funzionale da ultrasuoni, risonanza magnetica o misurazione catetere intraventricolare di pressione e volume. È anche possibile estrarre il cuore e studiare ulteriormente la biologia delle cellule cardiache su cellule isolate. Nel complesso, il modello MI con legatura permanente dell'arteria coronaria LAD è particolarmente utile per valutare i processi infiammatori e fibrotici, la guarigione delle ferite e i cambiamenti nella funzione cardiaca dopo l'infarto miocardico.

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 CC Syringe, Omnifix-F	B. Braun	9161406V
30G- Needle	BD Microlance 3	304000
70% Ethanol
Betadine 60 ml	MundiPharma
Blunt Retractors	Fine Science Tools	18200-09
Castroviejo Needle Holder Straight with Lock	Roboz	RS-6416
Cotton Swabs	Applimed SA	6001109
Dissecting Scissors, Curved	Aesculap	BC603R
Electrical Razor	Remington	HC720
Glucose 5% B.Braun	B. Braun	531032
Hair Removal Cream, Veet	Silk & Fresh Tech.	8218535
Iris Dissecting Forceps Full Curved	Aesculap	OC022R
Ketasol 100 (100 mg/ml)	Dr. E. Graeub AG	QN01AX03
Micro Scissors, Curved Blunt/Blunt	Aesculap	FM013R
NaCl 0.9% B. Braun	B. Braun	534534
Short Fixator	Fine Science Tools	18200-01
Silk Suture 5-0, BB	Ethicon	K880H
Silk Suture 6-0, P-1	Ethicon	639H
Silk Suture 7-0,BV-1	Ethicon	K804
Student Dumont #7 Forceps	Fine Science Tools	91197-00
Student Fine Forceps-Angled	Fine Science Tools	91110-10
Surgical Gloves	Weitacare	834301
Surgical heating pad	Personalized setting
Temgesic  sol 0.3 mg/ml  Buprenorphine	Indivior Schweiz AG	N02AE01
Tracheal tube inner needle of an 16G i.v. cat	Abbocath-T	G714-A01
Universal S3 Microscope, OMPIMD	Zeizz
Ventilator, MiniVent Model 845	Harvard Apparatus	73-0043
Viscotears	Alcon	1551535
Xylasol (1mg/ml)	Dr. E. Graeub AG	QN05CM92