Affettare e coltivare i cuori di maiale in condizioni fisiologiche

Riepilogo

Questo protocollo descrive come affettare e coltura tessuto cardiaco in condizioni fisiologiche per 6 giorni. Questo sistema di coltura potrebbe essere utilizzato come piattaforma per testare l'efficacia di nuove terapie per l'insufficienza cardiaca, nonché test affidabili della cardiotossicità acuta in un modello di cuore 3D.

Abstract

Molti nuovi farmaci falliscono negli studi clinici a causa di effetti collaterali cardiotossici, poiché i saggi in vitro attualmente disponibili e i modelli animali in vivo predicono male le passività cardiache umane, il che rappresenta un onere multimiliardario sull'industria farmaceutica. Pertanto, vi è una necessità medica insoddisfatta in tutto il mondo di approcci migliori per identificare la cardiotossicità dei farmaci prima di intraprendere studi costosi e dispendiosi in termini di tempo "first in man". Attualmente, solo le cellule cardiache immature (cardiomiociti derivati da cellule staminali derivate da cellule staminali derivate da cellule staminali umane [hiPSC-CMs]) vengono utilizzate per testare l'efficienza terapeutica e la tossicità dei farmaci in quanto sono le uniche cellule cardiache umane che possono essere coltivate per periodi prolungati necessario per testare l'efficacia e la tossicità del farmaco. Tuttavia, un tipo di singola cellula non può replicare il fenotipo del complesso tessuto cardiaco 3D che è formato da più tipi di cellule. È importante sottolineare che l'effetto dei farmaci deve essere testato sui cardiomiociti adulti, che hanno caratteristiche e risposte di tossicità diverse rispetto ai immaturi hiPSC-CMs. Culturing human heart slices è un modello promettente di miocardio umano intatto. Questa tecnologia fornisce l'accesso a un sistema multicellulare completo che imita il tessuto cardiaco umano e riflette le condizioni fisiologiche o patologiche del miocardio umano. Recentemente, attraverso l'ottimizzazione delle componenti dei mezzi di coltura e le condizioni di coltura per includere la stimolazione elettrica continua a 1,2 Hz e l'ossigenazione intermittente del mezzo di coltura, abbiamo sviluppato un nuovo sistema di coltura che preserva la vitalità e funzionalità di fette di cuore umano e maiale per 6 giorni in coltura. Nel protocollo attuale, stiamo descrivendo in dettaglio il metodo per affettare e coltivare il cuore di maiale come esempio. Lo stesso protocollo viene utilizzato per la coltura di fette da cuori umani, cani, pecore o gatti. Questo sistema di coltura ha il potenziale per diventare un potente modello predittivo in situ umano in situ per test di cardiotossicità acuta che colma il divario tra i risultati dei test preclinici e clinici.

Introduzione

La cardiotossicità indotta da farmaci è una delle principali cause di ritiro del mercato¹. Nell'ultimo decennio del XX^secolo, otto farmaci non cardiovascolari sono stati ritirati dal mercato in quanto hanno provocato la morte improvvisa a causa di aritmie ventricolari². Inoltre, diverse terapie anti-cancro (mentre in molti casi efficace) può portare a diversi effetti cardiotossici tra cui cardiomiopatia e aritmie. Ad esempio, le terapie di cancro al seno sia tradizionali (ad esempio, antracicline e radiazioni) che terapie mirate (ad esempio, trastuzumab) possono provocare complicazioni cardiovascolari in un sottoinsieme di pazienti³. Una stretta collaborazione tra cardiologi e oncologi (attraverso il campo emergente della "cardio-oncologia") ha contribuito a rendere queste complicazioni gestibili assicurando che i pazienti possano essere trattati efficacemente². Meno evidenti sono gli effetti cardiovascolari degli agenti più recenti, tra cui Her2 e PI3K inibitori, soprattutto quando le terapie vengono utilizzate in combinazione. Pertanto, c'è una crescente necessità di strategie di screening preclinico affidabili per le tossicità cardiovascolari associate alle terapie anti-cancro emergenti prima degli studi clinici sull'uomo. La mancanza di disponibilità di sistemi di coltura per il tessuto cardiaco umano che è funzionalmente e strutturalmente praticabile per più di 24 h è un fattore limitante per test di cardiotossicità affidabili. Pertanto, è urgente sviluppare un sistema affidabile per la coltura del tessuto cardiaco umano in condizioni fisiologiche per testare la tossicità dei farmaci.

Il recente movimento verso l'uso di cardiomiociti derivati da cellule staminali derivate da cellule staminali plurimi indotti dall'uomo (hiPSC-CMs) nei test di cardiotossicità ha fornito una soluzione parziale per affrontare questo problema; tuttavia, la natura immatura degli hiPSC-CM e la perdita di integrità dei tessuti rispetto alla natura multicellulare del tessuto cardiaco sono i principali limiti di questa tecnologia⁴. Uno studio recente ha parzialmente superato questa limitazione attraverso la fabbricazione di tessuti cardiaci da hiPSC-CMs su idrogel e sottoponendoli ad un graduale aumento della stimolazione elettrica nel tempo⁵. Tuttavia, le loro proprietà elettromeccaniche non hanno raggiunto la maturità osservata nel miocardio umano adulto. Inoltre, il tessuto cardiaco è strutturalmente più complicato, essendo composto da vari tipi di cellule tra cui cellule endoteliali, neuroni e vari tipi di fibroblasti stromali collegati insieme a una miscela molto specifica di proteine della matrice extracellulare⁶. Questa eterogeneità della popolazione cellulare non cardiomiocite^7,8,9 nel cuore dei mammiferi adulti è un ostacolo importante nella modellazione del tessuto cardiaco utilizzando singoli tipi di cellule. Queste principali limitazioni evidenziano l'importanza di sviluppare metodi per consentire la coltura di tessuto cardiaco intatto per studi ottimali che coinvolgono condizioni fisiologiche e patologiche del cuore⁵.

Coltivare fette di cuore umano è un modello promettente di miocardio umano intatto. Questa tecnologia fornisce l'accesso a un sistema multicellulare 3D completo che è simile al tessuto cardiaco umano che potrebbe riflettere in modo affidabile le condizioni fisiologiche o patologiche del miocardio umano. Tuttavia, il suo uso è stato fortemente limitato dal breve periodo di redditività nella cultura, che non si estende oltre 24 h utilizzando i protocolli più robusti segnalati fino^{2018 10,11,12}. Questa limitazione era dovuta a molteplici fattori tra cui l'uso dell'interfaccia aria-liquido per la coltura delle fette, e l'uso di un semplice mezzo di coltura che non supporta le elevate esigenze energetiche del tessuto cardiaco. Recentemente abbiamo sviluppato un sistema di coltura sommersi che è in grado di fornire una stimolazione elettrica continua e ottimizzato i componenti dei mezzi di coltura per mantenere le fette di tessuto cardiaco vitali fino a 6 giorni¹³. Questo sistema di coltura ha il potenziale per diventare un potente modello predittivo in situ umano in situ per i test di cardiotossicità acuta per colmare il divario tra i risultati dei test preclinici e clinici. Nell'articolo attuale, stiamo descrivendo in dettaglio il protocollo per affettare e coltivare le fette di cuore usando un cuore di maiale come esempio. Lo stesso processo viene applicato ai cuori umani, cani, pecore o gatti. Con questo protocollo, speriamo di diffondere la tecnologia ad altri laboratori della comunità scientifica.

Protocollo

Tutte le procedure sugli animali erano conformi agli orientamenti istituzionali dell'Università di Louisville e approvate dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali.

1. Preparazione per il taglio (un giorno prima di affettare)

1. Preparazione del microtoma vibrante
   1. Posizionare la lama in ceramica nel suo supporto seguendo questi passaggi: dopo aver accuratamente srotolato la lama, posizionare prima il bordo tagliente nello slot dello strumento lama. Quindi, inserire la lama nel supporto allentando le due viti sulle braccia del supporto e far scorrere la lama sotto ogni lavatrice e spingerla saldamente contro le fermate posteriori. Stringere le viti per fissare la lama.
      NOT: Le viti non devono essere troppo strette.
   2. Calibrare la lama utilizzando il protocollo di calibrazione e gli strumenti in base al protocollo del produttore.
      NOT: In breve, al fine di facilitare l'allineamento della lama con l'asse di viaggio e per ridurre al minimo le deviazioni dell'asse z, il microtoma vibrante utilizza un dispositivo di calibrazione smortizzabile. Quando il dispositivo di calibrazione è collegato allo strumento la sua presenza verrà rilevata automaticamente e il microtoma vibrante prenderà il controllo della regolazione delle impostazioni di ampiezza e frequenza della lama ad una grandezza che consente meglio la regolazione dell'errore di allineamento della lama.
      1. Premere il pulsante Sezione per avviare il processo di allineamento che sposterà automaticamente la lama in modo che il tagliente sia in posizione ottimale rispetto al dispositivo di calibrazione per una migliore valutazione dell'allineamento. Seguire le istruzioni visualizzate sullo schermo per apportare modifiche alla lama utilizzando il cacciavite fornito per garantire che l'allineamento a z sia entro 1 m.
   3. Autoclave il bagno interno e tutte le parti metalliche del microtoma vibrante.
2. Autoclave i grandi vassoi metallici (per la raccolta delle fette e l'immersione delle coperture della piastra di stimolazione elettrica), eventuali contenitori di vetro, lame rettangolari, pinze, forbici, cintura di temporizzazione della stampante (tagliarli in pezzi larghi 6 mm), rondelle metalliche e 5 L di acqua doppia distillata (ddH₂O).
3. Sterilizzare un barattolo da 1 L, un barattolo da 500 mL e un vassoio di plastica per il cuore in situ e la perfusione in vitro con la soluzione cardioplegica.
4. Preparare 2 L della soluzione di taglio Tyrode in un becher da 2 L.
   1. Per 1 L della soluzione affettatrice Tyrode, mescolare 3 g/L 2,3-butanedione monoxime (BDM), 140 mM NaCl (8,18 g), 6 mM KCl (0,447 g), 10 mM D glucosio (1,86 g), 10 mM HEPES (2,38 g), 1 mM MgCl₂ (1 mL di soluzione 1 M), 1,8 mM CaCl₂ (1,8 mL di 1 M soluzione), fino a 1 L di ddH₂O. Regolare il pH a 7,40 utilizzando NaOH. Quindi, filtrare la soluzione utilizzando un sistema di filtratura/archiviazione a 4 gradi centigradi, 0,22 m, un sistema di filtratura/archiviazione a vuoto e conservarlo a 4 gradi centigradi.
5. Preparare 4 L della soluzione cardioplegica.
   1. Per 1 L della soluzione cardioplegica, mescolare 110 mM NaCl (6,43 g), 1,2 mM CaCl₂ (1,2 mL di soluzione 1 M), 16 mM KCl (1,19 g), 16 mM MgCl₂ (3,25 g), 10 mM NaHCO₃ (0,84 g), 1 U/mL heparin, fino a 1 L di ddH₂O. Regolare il pH a 7,40 utilizzando NaOH. Quindi, filtrare la soluzione utilizzando un sistema di filtratura/archiviazione a 4 gradi centigradi, 0,22 m, un sistema di filtratura/archiviazione a vuoto e conservarlo a 4 gradi centigradi.
      NOT: Aggiungere 1.000 U/L heparin nella soluzione di cardioplegia il giorno del taglio (vedere il passaggio 2.1).
6. Preparare appena 500 mL di mezzo di coltura nella bottiglia originale in un armadio di biosicurezza: mescolare il mezzo 199, 1x supplemento insulino-trasferiscirino-selenio (ITS), 10% siero bovino fetale (FBS), 5 ng/mL fattore di crescita endoteliale vascolare (VEGF), 10 ng/mL FGF-basic e 2x antibiotic-antimycotic. Filtrare sterilizzare attraverso il sistema di filtro vuoto/immagazzinamento a 4,22 m e conservare a 4 gradi centigradi durante la notte.
   NOT: Non regolare il pH, aggiungere VEGF e FGF appena prima dell'uso.
7. Preparare il 4% di piatti di gel di agar.
   1. Aggiungere 200 mL di ddH sterilizzato₂O in un flacone sterilizzato da 500 mL. Pesare 8 g di agarose, e versare delicatamente nel pallone. Far bollire per 2 min in un forno a microonde, quindi raffreddare per 5 min a temperatura ambiente.
   2. Versare 25 mL in ogni piatto Petri da 100 mm in un mobile di biosicurezza (preparare 6 piatti) e attendere 1 h per solidificare. Quindi, sigillare le piastre con pellicola di paraffina, avvolgere con pellicola pulita e conservare a 4 gradi centigradi.
8. Preparare 4 L del 70% di etanolo diluindo l'etanolo assoluto a prova di 200 a prova di 200 a prova di autoclaved₂O.
9. Preparare 2x antibiotic-antimycotic in ddH sterilizzato₂O: mescolare 980 mL di ddH sterilizzato₂O con 20 mL di antibiotico-antimiottico sotto l'armadio di biosicurezza.

2. Perfusione cuore di maiale

1. Aggiungere 1 mL di 1.000 U/mL di eparina a ogni 1 L di soluzione cardioplegica. Mantenere la soluzione sul ghiaccio.
   NOT: Almeno 3 L sono necessari per la perfusione e la conservazione del cuore durante il trasferimento alla stanza di coltura dei tessuti.
2. Portare i seguenti oggetti nella sala operatoria dei maiali: un grande secchio di ghiaccio pieno di ghiaccio, un vassoio di metallo sterilizzato (tenere su un secchio di ghiaccio per la perfusione del cuore), un barattolo sterilizzato da 500 mL, un barattolo da 1 L (per trasferire il cuore nella cardioplegia nella stanza della coltura dei tessuti , sul ghiaccio), e un vassoio di plastica sterilizzato pieno di ghiaccio (per mantenere la soluzione cardioplegica sul ghiaccio).
3. Preparare un sistema di perfusione del cuore in situ contenente un stopcock a 3 vie, una siringa da 60 mL, un catetere ad ago farfalla da 18 G e un tubo di estensione al serbatoio di soluzione cardioplegica.
4. Anestesizza il maiale maschio dello Yorkshire (2-3 mesi-vecchio, 20-25 kg) prima con un'iniezione intramuscolare di un cocktail ketamina (20 mg/kg)/xylazine (2 mg/kg). Confermare l'anestesia corretta per la perdita di tensione della mascella. Quindi, trasferire il maiale nella sala operatoria, intubare e ventilare meccanicamente i polmoni come descritto in precedenza¹⁴.
5. Mantenere l'anestesia con (1,5,2%) isoflurane.
6. Posizionare l'animale nella posizione laterale destra e radere la pelliccia dalla zona del torace. Pulire la pelle con scrub alcool, quindi sterilizzare il sito chirurgico con 10% (w/v) povidone-iodio soluzione.
7. Aprire il torace con incisione toracotomia sinistra utilizzando un bisturi al 4^esimo spazio intercostale, e utilizzare un retrattore toracico tra le costole per tenere il petto aperto ed esporre il cuore.
   NOT: Utilizzare tutti gli strumenti sterilizzati per questa procedura.
8. Inserire il catetere dell'ago farfalla nell'atrio sinistro e fissare l'ago con una chiusura della corda della borsa. Dopo l'iniezione endovenosa di una dose di bolus di eparina (100 U/kg), iniziare a perfondere il cuore in situ con 500 mL di soluzione cardioplegica ghiacciata (per rallentare la frequenza cardiaca) attraverso il catetere atriale sinistro.
9. Anesizzare profondamente il maiale con il 5% di isoflurane. Ascise rapidamente il cuore fuori dal petto con le forbici chirurgiche. Cannula con una cannula aortica e perfegi il cuore in vitro con un altro 1 L di soluzione cardioplegica ghiacciata (100 ml/min) per lavare il sangue di vascolatura.
10. Dopo la perfusione cardiaca, tenere il cuore in un barattolo da 1 L pieno di soluzione di cardioplegia ghiacciata e tenere il ghiaccio durante il trasferimento nella stanza della coltura dei tessuti.

3. Taglio del tessuto del cuore di maiale

1. Impostare il bagno di tessuto sul vibratome, aggiungere ghiaccio alla giacca di raffreddamento bagno tessuto, quindi aggiungere la soluzione di Tyrode nel bagno di tessuto. Impostare 1 L barattolo di plastica per raccogliere lo smaltimento del ghiaccio fuso dalla giacca di raffreddamento bagno tessuto.
2. Sotto l'armadio di biosicurezza, trasferire il cuore di maiale in un vassoio contenente 1 L di soluzione cardioplegica fresca e fredda.
3. Dissezionare il cuore per isolare il ventricolo sinistro utilizzando bisturi sterili retrattili. Quindi, tagliate il ventricolo sinistro in blocchi di 1-2 cm³ ciascuno utilizzando lame rettangolari di rasoio. Utilizzare un pezzo per affettare e mantenere i pezzi rimanenti in un tubo da 50 mL a freddo soluzione di Tyrode sul ghiaccio per il taglio in seguito, se necessario.
   NOT: Massaggiare il tessuto prima di affettare con le mani, soprattutto se questo è il secondo blocco. Massaggiare aiuta a ripristinare la corretta configurazione della fibra muscolare e previene qualsiasi rigidità all'interno del blocco cardiaco.
4. Aggiungete un pezzo del bloccoTable of Materialsdi agar del 4% con una superficie di circa 1 cm².
5. Aggiungere 1/2 gocce di colla di tessuto sull'agar.
6. Attaccare il blocco cardiaco all'agar con il lato dell'epicardio cardiaco rivolto verso il basso sulla colla del tessuto e assicurarsi che sia il più piatto possibile. Quindi, trasferire il supporto del tessuto con il blocco cardiaco alla sua posizione nel bagno affettato del vibratoma.
7. Attaccare il tubo di ossigeno al bagno di affettare e al vassoio di metallo riempito con la soluzione di Tyrode per la raccolta delle fette (bagno di Tyrode ossigenato). Quindi, aggiungere 40 ceppi cellulari m nel vassoio di metallo per raccogliere le fette dopo il taglio.
8. Regolazione della posizione di sezionamento
   1. Utilizzando il software di funzionamento vibratoma e il cruscotto, regolare l'altezza della lama / campione. Selezionare il pulsante altezza e seguire le istruzioni visualizzate per regolare l'altezza. Idealmente, avere la lama vicino alla parte superiore del tessuto, ma sotto i muscoli papillari e assicurarsi che ci sia liquido che copre il tessuto e la lama prima di affettare.
   2. Regolare il punto in cui iniziare a affettare il tessuto selezionando il pulsante di avanzamento. Premere il pulsante di taglio e aumentare la velocità utilizzando la manopola per spostare la lama verso il bordo del tessuto. Quindi, premere di nuovo il fetta per interrompere e premere il pulsante di avanzamento per disattivare il processo.
   3. Regolare i parametri di taglio: velocità di avanzamento: 0,03 mm/s, frequenza di vibrazione: 80 Hz e ampiezza delle vibrazioni orizzontali : 2 mm. Quindi, iniziare a tagliare selezionando il pulsante della sezione.
   4. Lasciare che il vibratoma si tagli emetta fino a raggiungere l'estremità del tessuto, ma prima che colpisca la parte posteriore del supporto del campione. A questo punto, premere di nuovo la fetta per interrompere. Premi il pulsante Indietro per tornare alla posizione iniziale.
   5. Selezionare auto repeat (cliccando due volte) che permetterà al microtoma vibrante di ripetere automaticamente il processo di affettatura per un massimo di 99 volte.
9. Raccolta di sezioni
   1. Attendere fino a quando le fette sono a lunghezza intera e appaiono buone (dopo aver superato gli strati muscolari papillari), quindi iniziare a raccogliere le fette.
   2. Raccogliere le fette utilizzando una pipetta Pasteur di plastica riempita con la soluzione fredda di Tyrode per afferrare delicatamente il tessuto dal bagno. Se necessario, utilizzare pinze e forbici a molla per dissociare la fetta dal blocco cardiaco se il tessuto è ancora attaccato.
   3. Trasferire la fetta in un colino cellulare nel bagno di Tyrode ossigenato (vedere il passaggio 3.7) e utilizzare il liquido nella pipetta Pasteur di plastica per far sdraiare il tessuto su uno dei colino cellulari, quindi aggiungere una rondella metallica sulla parte superiore per tenere premuto il tessuto.
      NOT: Le fette devono essere incubate almeno per 1 h nella soluzione del Tyrode prima dell'elaborazione (questo è per il BDM per rilassare il tessuto).

4. Culturing Fette di Cuore

1. Preparazione delle sezioni per la coltura
   1. Tagliare la sezione dai bordi per evitare bordi irregolari. Quindi, incollarlo da entrambe le estremità alla cinghia di tempo della stampante sterilizzata in poliuretano da 6 mm con fili metallici incorporati con colla tissutale.
   2. Trasferire le fette cardiache supportate a 6 piastre di pozzo che contengono 6 mL di mezzo di coltura in ogni pozzo.
   3. Posizionare il coperchio della piastra di stimolazione (Tabella dei materiali) sulla parte superiore della piastra 6 pozzo e collegare il coperchio alla coltura cellulare stimolatore elettrico ( Tabella deimateriali). Regolare lo stimolatore per stimolare elettricamente le fette cardiache a 10 V, 1,2 Hz continuamente per tutto il tempo.
      NOTA: Dopo aver collegato la stimolazione, le fette di cuore inizieranno a battere, e questo movimento sarà visivamente ovvio.
   4. Trasferire le piastre in un'incubatrice e mantenere a 37 gradi centigradi con aria umidificata e 5% di CO₂.
2. Modificare il mezzo di coltura 3volte al giorno e aggiungere 6 mL di media di coltura per bene durante ogni cambiamento media.
   NOT: Il mezzo di coltura è ossigenato per 5 minuti prima di ogni cambiamento dei media. Il mezzo deve essere cambiato almeno 1x al giorno; questo va bene nei fine settimana, se necessario. Due giorni di una sola modifica multimediale al giorno è il massimo che viene testato.
3. Cambiare la copertura della piastra di stimolazione ogni giorno per evitare il rilascio di particelle di grafite tossiche nel mezzo di coltura (di solito durante il cambiamento mediatico di mezzogiorno).
   1. Rimuovere il coperchio della piastra di stimolazione dal piatto di coltura e inserire la spina di schiuma bianca dove il coperchio si collega al cavo per lo stimolatore elettrico di coltura cellulare, per evitare danni all'acqua al circuito elettrico.
   2. Mettere il coperchio della piastra in un bagno di acqua autoclave con 2 x antibiotic-antimicotico. Tenerlo in questo bagno (cioè, bagno di risciacquo) durante la notte.
   3. Il giorno successivo, spostare il coperchio della piastra in un bagno di etanolo del 70% per un bagno da 5/15 min da decontaminare. Agitare il liquido tanto liquido dal dispositivo prima di cambiare i bagni.
   4. Quindi, trasferire il coperchio della piastra al terzo e ultimo bagno (ad esempio, bagno pulito), che consiste in acqua autoclaved e 2x antibatterico-antimiottico, per sciacquare eventuali tracce di etanolo rimanenti.
   5. Dopo aver risciacquato il coperchio della piastra nel bagno pulito, utilizzare una salvietta pulita senza lanugine (spruzzata con etanolo) per asciugare l'acqua residua sulle parti di plastica, quindi rimuovere il pezzo di schiuma bianca e riporre con cura il coperchio della piastra sulla piastra di coltura.
      NOT: Non toccare gli elettrodi di grafite nera che vanno nel pozzo, in quanto il dispositivo non sarà più sterile.
   6. Utilizzando pinze sterili, assicurarsi che il tessuto sia al centro del pozzo in modo che il coperchio della piastra non tocchi il tessuto. Assicurarsi che il lato curvo del coperchio della piastra corrisponda al lato angolato della piastra e che gli angoli quadrati siano allineati.
      NOTA: Per ridurre al minimo la contaminazione delle coperture delle piastre di stimolazione, conservarle in lastre pulite e vuote 6 dopo aver terminato l'esperimento.
4. Eseguire un test MTT, misurazioni del calcio e valutazioni della funzione contrattile sulle fette di cuore di maiale fresco (giorno 0), e dopo 6 giorni di cultura secondo Ou et al.¹³.

Risultati

Utilizzando uno stimolatore elettrico di coltura cellulare disponibile in commercio in grado di ospitare otto 6 piastre di pozzo contemporaneamente, abbiamo emulato l'ambiente cardiaco adulto inducendo stimolazione elettrica alla frequenza fisiologica (1,2 Hz), e sottoposto a screening per i componenti medi fondamentali per prolungare la durata delle fette di cuore di maiale funzionali nella coltura¹³. Poiché i cuori di maiale e umani sono simili per dimensioni e ...

Discussione

Qui descriviamo il protocollo video dettagliato per il nostro metodo recentemente pubblicato per la media throughput semplificata (processi fino a 48 fette/dispositivo) metodo che consente la coltura di fette di cuore di maiale per un periodo sufficientemente lungo per testare la cardiotossicità acuta¹³. Le condizioni proposte imitano l'ambiente del cuore, compresa la frequenza della stimolazione elettrica, la disponibilità di nutrienti e l'ossigenazione intermittente. Attribuiamo la prolungata ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,000 mL, 0.22 µm, Vacuum Filter/Storage Systems	VWR	28199-812
2,3-Butanedione monoxime (BDM)	Fisher	AC150375000
500 mL, 0.22 µm, Vacuum Filter/Storage Systems	VWR	28199-788
6-well C-Dish Cover (electrical-stimulation-plate-cover)	Ion Optix	CLD6WFC
6-well plates	Fisher	08-772-1B
Agarose	Bioline USA	BIO-41025
Antibiotic-Antimycotic	Thermo	15-240-062
C-Pace EM (cell-culture-electrical-stimulator)	Ion Optix	CEP100
Calcium Chloride (CaCl2)	Fisher	C79-500
Ceramic Blades for Vibrating Microtome	Campden Instruments	7550-1-C
Cooley Chest Retractor	Millennium Surgical	63-G5623
D-Glucose	Fisher	D16-1
Disposable Scalpel #20	Biologyproducts.com	DS20X
Falcon Cell Strainers, Sterile, Corning	VWR	21008-952
Fetal Bovine Serum	Thermo	A3160502
Graefe Forceps	Fisher	NC9475675
Heparin sodium salt	Sigma-Aldrich	H3149-50KU
HEPES	Fisher	BP310-1
Histoacryl BLUE Tissue glue	Amazon		https://www.amazon.com/HISTOACRYL-FLEXIBLE-1051260P-Aesculap-Adhesive/dp/B074WB5185/
Iris Spring scissors	Fisher	NC9019530
Iris Straight Scissors	Fisher	731210
Isoflurane, USP	Piramal	NDC 66794-017-25
ITS Liquid Media Supplement	Sigma-Aldrich	I3146-5ML
Ketamine HCl (500 mg/10 mL)	West-Ward	NDC 0143-9508
Magnesium Chloride (MgCl2)	Fisher	M33-500
Mayo SuperCut Surgical Scissors	AROSurgical Instruments Corporation	AROSuperCut™ 07.164.17
Medium 199, Earle's Salts	Thermo	11-150-059
Oxygen regulator	Praxair
Oxygen tanks -	Praxair
Plastic Pasteur pipettes	Fisher	13-711-48
Potassium Chloride (KCl)	Fisher	AC193780010
Printer Timing Belt	Amazon		https://www.amazon.com/Uxcell-a14081200ux0042-PRINTER-Precision-Timing/dp/B00R1J3KDC/
Razor rectangle blades	Fisher	12-640
Recombinant Human FGF basic	R&D Systems	233-FB-025/CF
Recombinant Human VEGF	R&D Systems	293-VE-010/CF
Retractable scalpels	Fisher	22-079-716
Sodium Bicarbonate (NaHCO3)	Fisher	AC217125000
Sodium Chloride (NaCl)	Fisher	AC327300010
Vibrating Microtome	Campden Instruments	7000 SMZ-2
Xylazine HCl (100 mg/mL)	Heartland Veterinary Supply	NADA 139-236