Screening cromosomico di embrioni umani preimpianto mediante l'utilizzo di terreno di coltura esausto: raccolta del campione e analisi della ploidia cromosomica

Riepilogo

Il presente studio riporta un protocollo per lo screening cromosomico di embrioni umani che utilizza un terreno di coltura esausto, che evita la biopsia embrionale e consente l'identificazione della ploidia cromosomica utilizzando NGS. Il presente articolo presenta la procedura dettagliata, compresa la preparazione del terreno di coltura, l'amplificazione dell'intero genoma (WGA), la preparazione della libreria di sequenziamento di nuova generazione (NGS) e l'analisi dei dati.

Abstract

Nella fecondazione clinica in vitro (FIV), il metodo prevalente per la PGT-A richiede la biopsia di alcune cellule del trofoectoderma (TE). Questo è il lignaggio che forma la placenta. Questo metodo, tuttavia, richiede competenze specialistiche, è invasivo e soffre di falsi positivi e negativi perché il numero di cromosomi nella TE e nella massa cellulare interna (ICM), che si sviluppa nel feto, non sono sempre gli stessi. La NICS, una tecnologia che richiede il sequenziamento del DNA che viene rilasciato nel terreno di coltura sia da TE che da ICM, può offrire una via d'uscita a questi problemi, ma in precedenza ha dimostrato di avere un'efficacia limitata. Il presente studio riporta il protocollo completo del NICS, che include i metodi di campionamento del terreno di coltura, l'amplificazione dell'intero genoma (WGA) e la preparazione della libreria, e l'analisi dei dati NGS tramite software di analisi. Considerando i diversi tempi di crioconservazione nei diversi laboratori di embrioni, gli embriologi hanno due metodi per raccogliere il terreno di coltura embrionale che possono essere selezionati in base alle condizioni effettive del laboratorio di fecondazione in vitro.

Introduzione

Le tecnologie di riproduzione assistita (PMA) sono sempre più utilizzate per il trattamento dell'infertilità. Tuttavia, il tasso di successo della fecondazione assistita, come la fecondazione in vitro, è stato limitato e il tasso di aborto è significativamente superiore a quello^{della popolazione normale}. La causa principale di questi problemi sono le anomalie cromosomiche, che esistono comunemente negli embrioni umani preimpianto². La PGT-A è un metodo efficace per lo screening dell'equilibrio cromosomico degli embrioni prima dell'impianto ^3,4. Alcuni studi hanno dimostrato che la PGT-A può ridurre il tasso di aborto e migliorare il tasso di gravidanza 5,6,7,8. Tuttavia, il PGT-A richiede competenze tecniche complesse che richiedono una formazione e un'esperienza specifiche. Anche la procedura invasiva di biopsia embrionale potrebbe potenzialmente causare danni agli embrioni⁹. Gli studi hanno dimostrato che la biopsia dei blastomeri può ostacolare lo sviluppo successivo e il numero di TE sottoposti a biopsia può influenzare i tassi di impianto¹⁰. Sebbene il problema della biosicurezza a lungo termine della biopsia embrionale non sia ancora stato valutato a fondo nell'uomo, gli studi sugli animali hanno dimostrato le sue influenze negative sullo sviluppo embrionale^11,12,13.

Rapporti precedenti hanno indicato che tracce di materiali di DNA sono state secrete nel terreno di coltura durante lo sviluppo embrionale e sono stati compiuti sforzi per eseguire uno screening cromosomico completo (CCS) utilizzando il terreno di coltura embrionale^esausto 14,15,16,17,18. Tuttavia, i tassi di rilevamento e l'accuratezza dei test non hanno soddisfatto i requisiti per un uso clinico estensivo. Il presente studio ha riportato un miglioramento nel test NICS per aumentare i tassi di rilevamento e l'accuratezza del test NICS¹⁹. Negli ultimi anni, il liquido blastocele (BF) è stato studiato come campione analitico di PGT-A minimamente invasivo. Tuttavia, la percentuale di amplificazione dell'intero genoma e di DNA rilevabile nei campioni di liquido di blastocisti varia dal 34,8% all'82%^20,21,22. Il volume di BF riportato in vari studi varia da 0,3 nL a 1 μL. In considerazione della bassa quantità di DNA nel BF, è possibile aumentare la quantità di DNA libero da cellule mescolando il liquido della blastocisti e il terreno di coltura per migliorare il tasso di successo e la coerenza del rilevamento. Kuznyetsov et al.²³ e Li et ^al.24 hanno trattato la zona pellucida con un laser e hanno rilasciato il liquido della blastocisti nel terreno di coltura per migliorare la quantità totale di DNA embrionale e il tasso di amplificazione dei campioni combinati di terreno / BF dopo WGA era rispettivamente del 100% e del 97,5%. Anche Jiao et ^al.25 hanno ottenuto un tasso di successo dell'amplificazione del 100% utilizzando lo stesso metodo.

Il presente studio riporta un protocollo dettagliato che include la preparazione del campione di terreno esausto, la preparazione NGS e l'analisi dei dati. Rimuovendo con cura le cellule del cumulo dagli ovociti, il presente studio ha eseguito l'iniezione intracitoplasmatica di singoli spermatozoi (ICSI) e la coltura di blastocisti. Il giorno 4-giorno 5/giorno 6 è stato raccolto per la preparazione della libreria WGA e NGS. Utilizzando la tecnologia NICS, il presente studio ha semplificato le fasi di preparazione delle librerie WGA e NGS in circa 3 ore e ha ottenuto risultati CCS in modo non invasivo in circa 9 ore.

Protocollo

Il permesso etico è stato ottenuto dal Comitato Etico del Terzo Ospedale dell'Università di Pechino.

1. Preparazione

NOTA: I materiali e le attrezzature richiesti sono elencati nella Tabella dei materiali.

1. Reagenti
   1. Preriscaldare ed equilibrare (bilanciato) 20-30 μL di terreno di gameti/terreno di fertilizzazione e terreno di coltura allo stadio di scissione/blastocisti (ricoperto di olio minerale) e ialuronidasi (in una provetta ben tappata) a 37 °C, 5% CO_{2 e 5} % O₂ in un incubatore Tri-gas per una notte prima dell'uso.
   2. Preriscaldare la ialuronidasi a 37 °C su una superficie di lavoro in una cappa aspirante.
   3. Preparare il tampone di vitrificazione e i reagenti per la raccolta dei campioni secondo le istruzioni del produttore.
2. Utensileria
   1. Preparare le pipette per la raccolta e il trasferimento dei campioni (diametro interno da ~200 a 250 μm), le pipette per denudazione/stripper (diametro interno di ≥150 μm, ~130-140 μm e ~120 μm) e le pipette per il lavaggio (diametro interno di ~150 μm) tirando le pipette Pasteur in vetro per generare puntali fini aperti lucidati a fuoco.
      NOTA: Le pipette utilizzate per la raccolta/trasferimento dei campioni, la denudazione e il lavaggio possono essere acquistate direttamente. Gli aghi di tenuta e gli aghi per iniezione possono anche essere acquistati direttamente.

2. Protocollo 1: Raccolta del campione

1. Pretrattamento del complesso ovocita-corona-cumulo (OCCC) prima della digestione con ialuronidasi
   1. Ottieni la stimolazione ovarica sia con l'ormone follicolo-stimolante (FSH) che con i preparati a base di gonadotropina umana della menopausa (hMG). Quando il follicolo principale è >18 mm, utilizzare 10.000 UI di gonadotropina corionica (hCG) per la maturazione finale dell'ovocita.
   2. Eseguire il prelievo degli ovociti 36 ore dopo lo scatto del grilletto. Prelevare e trasferire gli ovociti in piastre di coltura tissutale con 2,5 mL di m-HTF preriscaldato ricoperto di olio minerale.
   3. Trasferire rapidamente gli OCCC nel pozzetto centrale di una capsula di coltura d'organo contenente 1 mL di terreno di fertilizzazione utilizzando una pipetta di trasferimento e quindi incubare con gli ovociti a 37 °C in un'incubatrice al 5% di CO 2 e al 5% di O 2 per_2-4 ore.
2. Digerire gli OCCC con ialuronidasi aggiungendo 1 mL di ialuronidasi preriscaldata a 37 °C (80 UI/mL) al pozzetto centrale di una piastra di coltura d'organo contenente OCCC (passaggio 2.1.3). Mantenere la concentrazione finale di ialuronidasi a 40 UI/mL e mescolare accuratamente.
   1. Incubare gli OCCC su una piattaforma termica a 37 °C per 2 min. Osservare i cambiamenti al microscopio ogni 30 secondi fino a quando non sono rimasti solo 1-2 strati di cellule della granulosa.
3. Dedenudazione delle cellule della granulosa
   1. Trasferire rapidamente gli OCCC digeriti nel piatto di coltura per la manipolazione degli ovociti e coprire con olio minerale in ogni pozzetto.
   2. Osservare le cellule della granulosa separate al microscopio. Aspirare delicatamente e rilasciare gli ovociti 5 volte per rimuovere le cellule residue della granulosa intorno agli ovociti.
   3. Ripetere il passaggio precedente nei restanti 3 pozzetti per rimuovere completamente le cellule della granulosa.
      NOTA: I passaggi precedenti (2.1-2.3) possono essere eseguiti in base alle operazioni di routine di ciascun laboratorio.
4. Valutazione dell'ovocita
   1. Valutare la completezza della rimozione delle cellule della granulosa utilizzando un microscopio. Se le cellule non possono essere rimosse completamente, la ritenzione di 5 o meno cellule della granulosa è accettabile in questo momento.
      NOTA: Se le cellule del cumulo sono ancora attaccate all'ovocita, il resto può essere rimosso più tardi il giorno 3 prima che l'embrione venga trasferito dal terreno di coltura allo stadio di clivaggio al terreno di coltura allo stadio di blastocisti.
5. Dopo aver eseguito l'iniezione intracitoplasmatica di spermatozoi (ICSI)²⁶, trasferire gli ovociti in microgoccioline di terreno di coltura embrionale da 20-30 μL (un ovocita corrisponde a una microgoccia) utilizzando pipette di trasferimento e incubare in un'incubatrice a 37 °C, 5% CO₂ e 5% O₂ .
   1. Registrare il giorno dell'ICSI come giorno 0. Controllare gli embrioni e il punteggio secondo il workshop di consenso di Istanbul sulla valutazione embrionale del giorno 1 per la fecondazione (circa 18 ore), il giorno 2 (circa 45 ore) e il giorno 3 (circa 68 ore) per la scissione dell'embrione²⁷.
6. Lavaggio embrionale
   1. Preparare 20-30 μL di microgoccioline di terreno di coltura di blastocisti per ciascun embrione ricoperto di olio minerale in piastre di coltura tissutale al giorno 2 in un'incubatrice a 37 °C, 5% CO 2 e 5% O₂ .
   2. Preparare altre tre microgoccioline ricoperte di olio minerale ed etichettare le nuove piastre di coltura tissutale per il lavaggio n. 1-3.
   3. Trasferire gli embrioni del giorno 3 nelle microgoccioline di lavaggio. Aspirare delicatamente e rilasciare gli embrioni 3 volte in ogni gocciolina utilizzando pipette per la denudazione.
      NOTA: Questa procedura può anche aiutare a rimuovere le cellule granulari residue attaccate all'embrione.
   4. Osservare e valutare gli embrioni al microscopio il giorno 3 prima che il terreno di coltura fosse cambiato da terreno di coltura in fase di clivaggio a terreno di coltura a blastocisti per il punteggio morfologico. Se le cellule del cumulo erano ancora attaccate all'embrione, pipettare opportunamente su e giù in un'altra gocciolina di terreno di coltura di blastocisti preriscaldata ed equilibrata coperta di olio minerale con una pipetta stripper fino a quando le cellule del cumulo non sono state completamente rimosse.
      NOTA: Tutte le cellule del cumulo attaccate dovevano essere rimosse completamente il giorno 3 prima che l'embrione fosse trasferito dalla piastra del terreno di coltura allo stadio di clivaggio alla piastra del terreno di coltura allo stadio di blastocisti. Eventuali cellule cumulose rimanenti interferiranno nell'analisi finale e daranno risultati falsi negativi.
7. Due opzioni per la raccolta del terreno di coltura
   NOTA: Il centro di fecondazione in vitro può scegliere tra uno dei due metodi per la raccolta del terreno di coltura in base alle risorse, alle richieste e alle preferenze del centro.
   1. Opzione 1: lavaggio e coltura dell'embrione
      NOTA: Questa opzione è per i laboratori di fecondazione in vitro che eseguono la vitrificazione la mattina del giorno 5.
      1. Trasferire l'embrione in microgoccioline preriscaldate (37 °C) di terreno di coltura e lavare delicatamente ogni embrione in serie in 3 microgoccioline mediante pipettaggio al 4° giorno pomeriggio.
      2. Trasferire ogni embrione in un'unica microgoccia singola preriscaldata (37 °C) di terreno di coltura per la raccolta del campione. Il volume di una singola goccia di terreno di coltura non può superare i 25 μL.
      3. Eseguire la coltura embrionale di blastocisti il giorno 5/giorno 6 a 37 °C, 5% CO₂ e 5% O₂ .
   2. Opzione 2: lavaggio e coltura dell'embrione
      NOTA: Questa opzione è per i laboratori di fecondazione in vitro che eseguono la vitrificazione il giorno 5, il pomeriggio o il giorno 6.
      1. Trasferire l'embrione in microgoccioline preriscaldate (37 °C) di terreno di coltura da 10-15 μL e lavare delicatamente ogni embrione in serie in 3 microgoccioline mediante pipettaggio il 5° giorno.
      2. Trasferire ogni embrione in un'unica microgoccia singola preriscaldata (37 °C) di terreno di coltura per la raccolta del campione. Il volume di una singola goccia di terreno di coltura non può superare i 15 μL.
      3. Eseguire la coltura embrionale di blastocisti il giorno 5/giorno 6 a 37 °C e 5% di CO₂ .
8. Raccolta dei campioni
   1. Regolare delicatamente l'ICM a una distanza considerevole dal punto mirato del raggio laser, che si concentra sulla giunzione cellulare del trofoectoderma per generare un piccolo foro nel trofoectoderma per rilasciare il fluido dalla cavità del blastocele. Quindi gli embrioni vengono spostati nella soluzione di congelamento per la crioconservazione secondo il processo convenzionale.
   2. Trasferire il terreno di coltura da ciascun embrione in coltura in una provetta PCR priva di RNasi/DNasi contenente 5 μL di tampone di lisi cellulare.
   3. Raccogliere la stessa quantità di terreno di coltura senza essere utilizzato per la coltura embrionale come controllo negativo. Congelare immediatamente tutti i campioni raccolti in azoto liquido e quindi conservarli a -80 °C dopo essere stati raccolti fino a quando non vengono sottoposti al test NICS.
9. Eseguire la vetrificazione come descritto nel protocollo.

3. Protocollo 2: Costruzione della Biblioteca

1. Lisi del terreno di coltura
   1. Diluire 1 μL di controllo positivo (10 ng di gDNA umano) con 199 μL di terreno di coltura fresco. Mescolare accuratamente e centrifugare brevemente la provetta (200 x g per 5 s).
   2. Trasferire 10 μL di terreno di coltura per blastocisti giorno 5-giorno 6, controllo positivo diluito e terreno di coltura fresco in nuove provette PCR da 0,2 mL.
   3. Aggiungere 1 μL di MT Enzyme Mix a ciascuna provetta PCR e mescolare accuratamente mediante pipettaggio e centrifugare immediatamente per 2-3 s a 200 x g.
   4. Mettere la/e provetta/e PCR/e del punto 3.1.3 in una stazione di preparazione del campione NICS preriscaldata ed eseguire il programma di lisi come segue: 10 min a 75 °C; 4 min a 95 °C; tenere a 22 °C.
      NOTA: La stazione di preparazione del campione è paragonabile a una macchina PCR standard.
      1. Fare clic sull'icona Lysis per accedere alla schermata di configurazione.
      2. Selezionare Tube per la modalità di controllo; ingresso 10 μL per il volume del campione; selezionare On per il controllo Hotlid e immettere 105 °C per la temperatura. Selezionare No per Pausa alla prima seg. Fare clic su OK per procedere.
      3. Attendere fino a quando l'ora di permanenza non viene visualizzata --: --:--, che indica la fine del programma, quindi fare clic su Interrompi per terminare il programma.
   5. Arrestare il programma al termine del processo. Procedere immediatamente al passaggio successivo.
2. Preparazione della pre-libreria
   1. Scongelare il tampone Pre-Lib a RT. Mescolare accuratamente mediante pipettaggio e centrifugare immediatamente per 2-3 s a 200 x g.
   2. Preparare una miscela master per la reazione di prelibreria come segue: aggiungere 2 μL di Pre-Lib Enzyme Mix a 60 μL di Pre-Lib Buffer, mescolare accuratamente la reazione e centrifugare brevemente.
   3. Aggiungere 60 μL di miscela di reazione pre-libreria in ciascun campione di terreno pretrattato della fase precedente. Mescolare accuratamente mediante pipettaggio e centrifugare immediatamente per 2-3 s a 200 x g.
   4. Posizionare la/e provetta/e PCR/e del punto 3.2.3 nella stazione di preparazione del campione ed eseguire il programma di prelibreria come segue: 95 °C per 2 min; 12 cicli di 15 °C per 40 s, 22 °C per 40 s, 33 °C per 30 s, 65 °C per 30 s, 72 °C per 40 s, 95 °C per 10 s e 63 °C per 10 s; e tenere a 4 °C.
      1. Fare clic sull'icona Pre_Lib per accedere alla schermata di configurazione.
      2. Selezionare Tube per la modalità di controllo; ingresso 70 μL per il volume del campione; selezionare On per Controllo coperchio caldo e immettere 105 °C per la temperatura. Selezionare No per Pausa alla prima seg. Fare clic su OK per procedere.
      3. Attendere fino a quando il tempo rimanente non viene visualizzato --: --:--, che indica la fine del programma, quindi fare clic su Interrompi per terminare il programma.
   5. Arrestare il programma al termine del processo. Procedere immediatamente al passaggio successivo.
3. Preparazione della libreria
   1. Scongelare il Library Buffer a RT. Miscelare accuratamente mediante pipettaggio e centrifugare immediatamente per 2-3 s a 200 x g.
   2. Preparare una miscela master per la reazione di libreria come segue: aggiungere 1,6 μL di miscela di enzimi di libreria a 60 μL di tampone di libreria, mescolare accuratamente la reazione e centrifugare brevemente.
   3. Aggiungere 60 μL di miscela di reazione della libreria e 2 μL di Barcode Primer a ciascun prodotto della prelibreria dal punto 3.2.3. Mescolare accuratamente la reazione e centrifugare brevemente.
   4. Posizionare la/e provetta/e PCR/e del passaggio 3.2.3 nel termociclatore ed eseguire il programma di preparazione della libreria come segue: 94 °C per 30 s; 17 cicli di 94 °C per 25 s, 62 °C per 30 s e 72 °C per 45 s); e poi tenere a 4 °C.
      1. Fare clic sull'icona Lib_Prep per accedere alla schermata di configurazione.
      2. Selezionare Tube per la modalità di controllo; ingresso 130 μL per il volume del campione; selezionare On per il controllo Hotlid e immettere 105 °C per la temperatura corrispondente. Selezionare No per Pausa alla prima seg. Fare clic su OK per procedere.
      3. Attendere fino a quando il tempo rimanente non viene visualizzato --: --:--, che indica la fine del programma, quindi fare clic su Interrompi per terminare il programma.
4. Purificazione della libreria
   1. Rimuovere Magbeads dalla conservazione a 2-8 °C per almeno 20 minuti prima della fase di purificazione. Vorticare e mescolare i Magbeads per 20 s. Erogare un numero sufficiente di microsfere per la fase di purificazione in una nuova provetta per microcentrifuga da 1,5 mL e riscaldare le microsfere a RT.
   2. Aggiungi 1x Magbeads in ogni libreria. Mescolare pipettando su e giù ≥10 volte e incubare a RT per 5 minuti.
      NOTA: Ad esempio, aggiungere 100 μL di Magbeads a 100 μL di campione di libreria.
   3. Dopo l'incubazione, centrifugare brevemente la provetta e posizionarla su un supporto magnetico.
   4. Attendere circa 5 minuti fino a quando la soluzione diventa limpida. Mantenendo il tubo sul supporto magnetico, aspirare con cautela la soluzione e gettarla.
   5. Aggiungere 200 μL di etanolo all'80% appena preparato nella provetta. Incubare a RT per 30 s e rimuovere con cautela il surnatante. Ripeti ancora una volta.
   6. Rimuovere l'etanolo nel modo più completo possibile. Asciugare all'aria le perline sul supporto magnetico per circa 5-10 minuti a RT.
   7. Rimuovere il tubo dal supporto magnetico, aggiungere 17,5 μL di tampone di eluizione e vorticare il tubo per risospendere le perle. Centrifugare brevemente la provetta e incubare a RT per 5 min.
   8. Posizionare il tubo sul supporto magnetico e attendere che la soluzione diventi limpida. Trasferire con cautela 15 μL di surnatante in una nuova provetta.
5. Quantificazione della libreria
   1. Quantificare le librerie purificate utilizzando il fluorimetro secondo la guida per l'utente dei kit di analisi dsDNA HS^{qubit 28}. La resa delle librerie varia da ~15 a 300 ng.
6. Pooling delle librerie
   1. Utilizzare 10 nanogrammi di ciascun campione di libreria per il pooling.
7. Sequenziamento
   1. Fare riferimento alla guida per l'utente del sequenziamento (15027617 v01)²⁹.
   2. Le sequenze di libreria purificate di 50 bp a una singola estremità sulla piattaforma hanno prodotto circa 2 milioni di letture per ciascun campione ed è stata raccomandata una profondità di sequenziamento di 0,03 ×.
8. Analisi dei dati
   1. Inserisci il nome e la password degli utenti nella pagina di accesso
   2. Dopo aver effettuato l'accesso al sistema, fare clic su Analisi e verrà visualizzata una nuova pagina. Fare clic su Crea invio nella scheda NICS-A. Quindi, scegli NGS per la piattaforma, seleziona corporation, scegli NICSInst per il reagente, inserisci le informazioni sul progetto nella casella sotto ID progetto, imposta le preferenze di analisi e carica i file. Una volta caricati correttamente tutti i file di sequenziamento, fare clic su Invia per avviare l'analisi (Figura 3A).
   3. Fare clic su Visualizza invii per visualizzare l'elenco dei progetti inviati. Una volta completata l'analisi, lo stato di un progetto diventerà Completato e nel campo del report verrà visualizzato un pulsante Mostra. Fare clic sul pulsante Mostra per visualizzare la tabella riepilogativa dell'analisi NICS (Figura 3B).
   4. Fare clic sul pulsante Esporta report per salvare i report (Figura 3C).
      NOTA: Per ogni analisi verranno esportati tre tipi di file. Un file grafico che include tutti i grafici di variazione del numero di copie (CNV) per ogni cromosoma e l'intero genoma, che verrà memorizzato nella cartella "graph"; un foglio di calcolo che contiene i dettagli del CQ di esempio di questa esecuzione dell'analisi; un file di documento che contiene i report NICS personalizzati dall'utente; e un foglio di calcolo che contiene le informazioni di riepilogo di esempio di questa esecuzione dell'analisi.

Risultati

Il presente studio ha applicato il metodo proposto ad un paziente. L'approvazione dell'IRB e il consenso informato sono stati ottenuti prima dell'applicazione dell'analisi NICS. Il presente studio ha ottenuto 6 blastocisti da pazienti e ha eseguito NICS su tutti e 6 gli embrioni dal giorno 4 al giorno 5 medio. Le anomalie cromosomiche causate dalla traslocazione bilanciata dei genitori sono state rilevate in cinque dei cromosomi con il test NICS; pertanto, non potevano essere utilizzati per il trasferimento (

Discussione

Modifiche e risoluzione dei problemi

Se i risultati del NICS sono contaminati da materiale genetico parentale, assicurarsi che tutte le cellule del cumulo-corona radiata siano state rimosse e assicurarsi che l'ICSI venga eseguita per la fecondazione. Si evitano processi impropri di conservazione del terreno o di preparazione del modello, che possono degradare il DNA. Lo spazio di lavoro è stato accuratamente purificato con reagenti di decontaminazione DNasi e RNasi. Per evita...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.5 mL EP tube, 0.2 mL PCR tube	Axygen	MCT-150-C, PCR-02-C	DNase/RNase free, Low Binding PCR tubes and 1.5 mL micro-centrifuge tubes are recommended.
10 µL, 200 µL, 1000 µL DNase /RNase Free Tips	Axygen	T-300-R-S, T-200-Y-R-S, T-1000-B-R-S	This can be replaced by other brand/For sample transfer
100 % ethanol	Sinopharm Chemical	10009218	This can be replaced by other brand/For DNA library purification
Barcode Primer1-48	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For library amplificaton
BD Falcon Organ Culture Dish, Sterile	BD Bioscience	363037	This can be replaced by other brand/For embryo culture
BD Falcon Tissue culture Dishes (Easy Grip) , Sterile	BD Bioscience	353001	This can be replaced by other brand/For embryo culture
BD Falcon Tissue culture Dishes, Sterile	BD Bioscience	353002	This can be replaced by other brand/For embryo culture
Cell Lysis Buffer	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For culture medium pre-treatment
Cell Lysis Enzyme	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For culture medium pre-treatment
ChromGo software	Yikon Genomics		Data analysis
CMPure Magbeads	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For library purification
Cryotop open systerm	KITAZATO BioPharma	81110	This can be replaced by other brand/For embryo vitrification
Distill water	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	To dissolve DNA
ES (Vitrification kit)	KITAZATO BioPharma	Reagent inVitrification kit	This can be replaced by other brand/For embryo vitrification
HOLDNIG	ORIGIO	MPH-MED-35	This can be replaced by other brand/For ICSI
Hyaluronidase solution, 80 U/mL	SAGE	ART4007-A	This can be replaced by other brand/Digest oocyte-corona-cumulus complex
ICSI	ORIGIO	MPH-35-35	This can be replaced by other brand/For ICSI
Illumina MiSeq® System	Illumina	SY-410-1001	For library sequencing
Incubator	Labotect	Inkubator C16	This can be replaced by other brand/For embryo culture
Library buffer	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For library amplificaton
Library Enzyme Mix	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For library amplificaton
Magnetic Stand	DynaMagTM-2	12321D	For library purification
Microscope	OLYMPUS	1X71	This can be replaced by other brand/For embryo observation
Mini-centrifuge	ESSENSCIEN	ELF6	For separation
MT Enzyme Mix	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	For culture medium pre-treatment
NICSInst library preparation kit	Yikon Genomics	KT1000800324	Whole genome amplification and library construction
NICSInst Sample Prep Station	Yikon Genomics	ME1001003	Amplificate DNA
Nunc IVF 4-Well Dish	Thermo Scientific	144444	This can be replaced by other brand/For embryo washing and blastocyst culture
Pasteur Pipette	Oirgio	MXL3-IND-135	This can be replaced by other brand/For embryo tansfer
Pasteur pipettes	ORIGIO	PP-9-1000	This can be replaced by other brand/For IVF laboratory
Pre-Lib Buffer	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	Pre-library preparation
Pre-Lib Enzyme	Yikon Genomics	Reagent in NICSInst library preparation kit	Pre-library preparation
Qubit® 3.0 Fluorometer	Thermo Scientific	Q33216	For library quantification
Quinn's Advantage Blastocyst Medium	SAGE	ART-1029	For embryo blastocyst stage culture
Quinn's Advantage Cleavage Medium	SAGE	ART-1026	This can be replaced by other brand/For embryo cleavage stage culture
Quinn's Advantage Fertilization Medium	SAGE	ART-1020	This can be replaced by other brand/For oocyte and sperm fertilization
Quinn's Advantage m-HTF Medium with HEPES	SAGE	ART-1023	This can be replaced by other brand/For embryo clutrure
Quinn's Advantage SPS Serum protein Substitute Kit	SAGE	ART-3010	This can be replaced by other brand/To denude the oocyte
Quinn's Advantage Tissue culture mineral oil	SAGE	ART-4008P	This can be replaced by other brand/To cover the culture medium
STRIPPER TIPS	ORIGIO	MXL3-IND-135	This can be replaced by other brand/For denudating granulosa cells
Vitrification Cryotop Open systerm	KIZTAZATO	81111	This can be replaced by other brand/For embryo vitrification
Vitrification kit	KITAZATO BioPharma	VT101	This can be replaced by other brand/For embryo vitrification
Vortexer	Qilinbeier	DNYS8	Sample mix
VS (Vitrification kit)	KITAZATO BioPharma	Reagent inVitrification kit	This can be replaced by other brand/For embryo vitrification
ZILOS-tk Laser System	Hamilton Thorne	CLASS 1 laser	This can be replaced by other brand/For artificial blastocoele collapse