Un modello riproducibile di impatto della cartilagine per generare l'artrosi post-traumatica nel coniglio

Riepilogo

Il modello aperto di impatto del condilo femorale mediale nei conigli è affidabile per lo studio dell'osteoartrite post-traumatica (PTOA) e di nuove strategie terapeutiche per mitigare la progressione della PTOA. Questo protocollo genera un difetto cartilagineo isolato del condilo femorale mediale posteriore nei conigli utilizzando una torre di caduta basata su carrello con una testa del dispositivo di impatto.

Abstract

L'osteoartrite post-traumatica (PTOA) è responsabile del 12% di tutti i casi di osteoartrite negli Stati Uniti. La PTOA può essere innescata da un singolo evento traumatico, come un carico ad alto impatto che agisce sulla cartilagine articolare, o da un'instabilità articolare, come avviene con la rottura del legamento crociato anteriore. Attualmente non esistono terapie efficaci per prevenire la PTOA. Lo sviluppo di un modello animale affidabile di PTOA è necessario per comprendere meglio i meccanismi attraverso i quali procede il danno alla cartilagine e per studiare nuove strategie di trattamento per alleviare o prevenire la progressione della PTOA. Questo protocollo descrive un modello di impatto del condilo femorale di coniglio aperto e basato su una torre di caduta per indurre danni alla cartilagine. Questo modello ha fornito carichi di picco di 579,1 ± 71,1 N e sollecitazioni di picco di 81,9 ± 10,1 MPa con un carico di picco di 2,4 ± 0,5 ms. La cartilagine articolare dei condili femorali mediali (MFC) impattati aveva tassi più elevati di cellule apoptotiche (p = 0,0058) e possedeva punteggi più elevati dell'Osteoarthritis Research Society International (OARSI) di 3,38 ± 1,43 rispetto alle MFC controlaterali non impattate (0,56 ± 0,42) e ad altre superfici cartilaginee del ginocchio impattato (p < 0,0001). Non sono state rilevate differenze nei punteggi OARSI tra le superfici articolari non impattate (p > 0,05).

Introduzione

L'osteoartrite post-traumatica (PTOA) è una delle principali cause di disabilità in tutto il mondo e rappresenta il 12%-16% dell'osteoartrite sintomatica (OA)¹. L'attuale gold standard per la gestione dell'OA allo stadio terminale è l'artroplastica totale del ginocchio e dell'anca² o artrodesi, come nel caso dell'artrite tibioastragalica o sottoastragalica allo stadio terminale. Sebbene abbia in gran parte successo, l'artroplastica può avere complicanze costose e morbose³. Inoltre, l'artroplastica è meno auspicabile nei pazienti di età inferiore ai 50 anni, data la bassa sopravvivenza all'impianto senza revisione, pari al 77%-83%^4,5. Attualmente, non esistono trattamenti approvati dalla FDA per prevenire o mitigare la progressione della PTOA.

La PTOA colpisce l'intera articolazione, compreso il tessuto sinoviale, l'osso subcondrale e la cartilagine articolare. È caratterizzata da degenerazione della cartilagine articolare, infiammazione sinoviale, rimodellamento dell'osso subcondrale e formazione di osteofiti ^6,7. Il fenotipo della PTOA si sviluppa attraverso un complesso processo di interazione tra cartilagine, sinovia e osso subcondrale. L'attuale comprensione è che la lesione della cartilagine porta alla liberazione di componenti della matrice extracellulare (ECM) come il collagene di tipo 2 (COL2) e l'aggrecano (ACAN). Questi frammenti di componenti dell'ECM sono pro-infiammatori e causano un aumento della produzione di IL-6, IL-1β e specie reattive dell'ossigeno. Questi mediatori agiscono sui condrociti, causando una sovraregolazione delle metalloproteinasi della matrice (MMP), come la MMP-13, che degradano la cartilagine articolare diminuendo anche la sintesi della matrice, portando a un ambiente catabolico complessivo per la cartilagine articolare⁸. Inoltre, vi è evidenza di un aumento dell'apoptosi dei condrociti nell'osteoartrite primaria e nella PTOA ^9,10. La disfunzione mitocondriale si verifica dopo un carico sovrafisiologico della cartilagine 11,12,13,14, che può portare ad un aumento dell'apoptosi dei condrociti ^12,15. L'aumento dell'apoptosi dei condrociti è stato associato a un aumento della deplezione dei proteoglicani e del catabolismo della cartilagine e ha dimostrato di precedere i cambiamenti nel rimodellamento della cartilagine e dell'osso subcondrale^16,17,18.

Come per la maggior parte delle malattie umane, sono necessari modelli affidabili e traslazionali di PTOA per comprendere ulteriormente la fisiopatologia della malattia e testare nuove terapie. Animali di grandi dimensioni come suini e canini sono stati utilizzati in modelli di frattura intra-articolare e di impatto di PTOA^17,19, ma sono costosi. I modelli animali più piccoli, come topi, ratti e conigli, sono meno costosi e vengono utilizzati per studiare la PTOA generata attraverso la destabilizzazione articolare, che in genere comporta la transezione chirurgica del legamento crociato anteriore (LCA) e/o la rottura del menisco mediale 20,21,22,23,24,25. Sebbene il trauma articolare possa portare a varie conseguenze, tra cui lesioni legamentose²⁶, il sovraccarico meccanico della cartilagine si verifica in quasi tutti i casi.

Ci sono evidenze emergenti che la patologia alla base dello sviluppo della PTOA dopo l'instabilità legamentosa (come nella transezione del LCA) e il danno condrale acuto è dovuta a meccanismi distinti²⁷. Pertanto, è importante sviluppare modelli di lesioni dirette alla cartilagine. Attualmente esiste un numero limitato di modelli di impatto che generano lesioni osteocondrali o condrali nei ratti e nei topi^28,29. Tuttavia, la cartilagine murina non è adatta a generare difetti condrali isolati. Questo perché la cartilagine articolare murina ha uno spessore di soli 3-5 strati cellulari e manca di zone cartilaginee superficiali, radiali e di transizione organizzate, nonché dello spesso strato di cartilagine calcificata che si trova negli esseri umani e negli animali più grandi. I modelli murini mostrano anche una risoluzione spontanea dei difetti parziali della cartilagine^30,31. Quindi, abbiamo scelto il coniglio per questo modello di impatto poiché il suo spessore e la sua organizzazione della cartilagine sono simili a quelli degli esseri umani, ed è il modello animale più piccolo che consentirà di fornire un impatto condrale coerente che si traduce in PTOA. Precedenti modelli chirurgici aperti dell'impatto del condilo femorale nel coniglio hanno impiegato un pendolo³², un dispositivo portatile per l'impatto della cartilagine caricato a molla 33 e una torre di caduta che ha permesso la creazione di un impattatore specifico per il coniglio³⁴. Tuttavia, questi studi mancavano di dati in vivo. Altri hanno riportato dati in vivo con dispositivi a percussione a pendolo 35, pneumatici³⁶ e caricati a molla^{37 10}, e questi studi mostrano un alto tasso di variabilità nelle sollecitazioni di picco e nei tassi di carico tra i metodi. Tuttavia, il campo manca di un approccio coerente per modellare in modo affidabile il trauma acuto della cartilagine in vivo.

L'attuale protocollo impiega un sistema basato su una torre di caduta per fornire un impatto coerente al condilo mediale posteriore del ginocchio del coniglio. Un approccio posteriore al ginocchio viene impiegato per esporre il condilo femorale mediale posteriore. Un perno di Steinman viene quindi posizionato attraverso i condili femorali da mediale a laterale in linea con la superficie articolare e fissato alla piattaforma. Una volta fissato, un carico viene consegnato al condilo femorale mediale posteriore. Questo metodo consente di infliggere danni consistenti alla cartilagine sulla superficie portante del femore distale del coniglio.

Protocollo

La seguente procedura è stata eseguita con l'approvazione del Comitato per la cura e l'uso degli animali istituzionali della Indiana University School of Medicine (IACUC). Tutti gli interventi chirurgici di sopravvivenza sono stati eseguiti in condizioni sterili, come delineato dalle linee guida NIH. I rischi di dolore e infezione sono stati gestiti con analgesici e antibiotici adeguati per ottimizzare i risultati positivi. Per il presente studio sono stati utilizzati conigli bianchi neozelandesi maschi scheletricamente maturi, del peso di 3,0-4,0 kg.

1. Fabbricazione della torre di caduta

1. Generare disegni CAD per i componenti della torre di caduta, della piattaforma di base e del meccanismo per fissare il perno di Steinman (Figure supplementari 1-14).
2. Acquistare componenti disponibili in commercio (vedere la tabella dei materiali).
3. Procurarsi le parti della macchina del dispositivo o fornire i disegni CAD a un macchinista per la fabbricazione.
   NOTA: Per fabbricare la punta del dispositivo d'urto di 3 mm di diametro è necessario un macchinista di alta precisione con capacità di costruzione di utensili (Figura supplementare 1, parte 20 e Figure supplementari 13,14). La faccia d'impatto della testa del dispositivo d'urto presentava curvature di 7,14 mm e 5,56 mm rispettivamente sul piano sagittale e coronale, per conformarsi alla curvatura del condilo mediale del coniglio³⁵ (Figure supplementari 13,14).
4. Assemblare le parti in modo tale che la torre di caduta sia costituita da un carrello che viaggia su due aste verticali tramite cuscinetti a sfere lineari ad allineamento fisso e che la piattaforma di base sostenga il coniglio e fissi il perno di Steinman (Figura 1 e Figura 2).
   NOTA: La traversa del carrello di questo design ha una rigidità alla flessione pari a quella di una precedente torre di caduta³⁸ con un livello di vibrazione accettabile.

2. Preparazione dell'animale

1. Pesare il coniglio e anestetizzarlo con 2,5 mg/kg di alfaxalone e 0,15 mg/kg di midazolam IM (vedere Tabella dei materiali). Applicare l'unguento per gli occhi su entrambi gli occhi dopo l'induzione. Mantenere l'anestesia utilizzando ~2%-3% di isoflurano. Somministrare buprenorfina SR (0,1 mg/kg) SQ per analgesia ed enrofloxacina perioperatoria (10 mg/kg) SQ. Al posto della buprenorfina, possono essere somministrati FANS come il carprofene, 4 mg/kg o meloxicam, 0,2 – 0,3 mg/kg o ketoprofene, 3 mg/kg possono essere somministrati come iniezioni SQ.
2. Radere l'arto posteriore del coniglio dalla caviglia ai quarti posteriori. Si consiglia una maggiore cautela nella depilazione del coniglio per evitare la contaminazione dell'incisione. L'uso di un set di tagliacapelli per conigli dedicati e affilati è importante.
3. Posizionare il blocco della gamba anteriore in acciaio inossidabile (Figura supplementare 1, parte n. 2 e Figura supplementare 4) sotto l'estremità della piattaforma d'impatto e coprire la piattaforma con un termoforo. Posiziona lo sternale del coniglio (cioè prono) sul termoforo. Posiziona una protuberanza imbottita sotto l'anca controlaterale.
   1. Assicurarsi che l'estremità operatoria abbia il ginocchio centrato e appoggiato sul blocco di polietilene (Figura 2A1). Utilizzare del nastro di seta per ritrarre delicatamente la coda superiore e controlaterale all'estremità operativa.
4. Pulire il sito chirurgico con cloroesidina e garza sterile imbevuta di alcol al 70%. Strofinare il sito chirurgico, partendo dal ginocchio posteriore, con una spazzata circolare verso l'esterno. Ripetere almeno 3 volte con scrub freschi, terminando con il 70% di alcol.
5. Posizionare un guanto sterile sul piede operatorio fino alla caviglia e avvolgerlo con un bendaggio coesivo sterile.
6. Coprire sterilmente il sito chirurgico con tre tende: una direttamente sotto l'estremità operatoria e le altre due per coprire il resto del corpo. Fissare le tende con morsetti per asciugamani.

3. Esposizione chirurgica

NOTA: Prima dell'intervento chirurgico e dell'impatto, il peso e l'altezza di caduta che forniscono danni visibili alla cartilagine senza frattura dell'osso subcondrale devono essere determinati empiricamente per il ceppo specifico, l'età e il sesso del coniglio.

1. Palpare la posizione della rotula anteriormente per stimare la posizione dell'articolazione del ginocchio, che si trova distale alla rotula. Utilizzando una lama da 15, praticare un'incisione di 3-4 cm lungo la faccia posteriore del ginocchio esteso dal livello del polo superiore della rotula distalmente.
2. Eseguire dissezioni smussate e taglienti attraverso la fascia superficiale sottostante. Sviluppare l'intervallo tra la pelle medialmente e il gastrocnemio mediale lateralmente. Collocare un divaricatore Weitlaner autobloccante in questo intervallo (vedere la tabella dei materiali).
   1. Uno strato fasciale secondario diventerà visibile appena sopra l'arteria e la vena safena. Sezionare lateralmente alla safena e ritrarre medialmente la vascolarizzazione e lateralmente il complesso gastrocsoleo posteriore.
      NOTA: Fare attenzione a non tagliare questa vascolarizzazione. Se questa arteria è danneggiata, assicurarsi che la legatura sia corretta, poiché può verificarsi uno shock emorragico post-operatorio.
3. Sezionare distalmente fino a quando non viene identificata una piccola fabella mobile sopra il condilo femorale mediale posteriore. Eseguire un'artrotomia per mobilizzare la fabella superolaterale, esponendo il condilo femorale mediale sottostante. Rimuovere delicatamente i tessuti molli mediante una dissezione smussata e netta per esporre l'aspetto posteriore del condilo femorale mediale. Utilizzare un auto-ritentore Freer and Cricket (vedere Tabella dei materiali) per ritrarre i tessuti molli a questo livello.
4. Mantenendo il condilo esposto, far avanzare un perno di Steinman da 0,062 pollici (vedi Tabella dei materiali) attraverso il femore distale, iniziando dall'aspetto superiore del condilo femorale mediale e centrato nella direzione anteriore-posteriore del condilo femorale mediale, a circa 5 mm dall'aspetto posteriore del condilo.
   1. Guidare il filo lateralmente attraverso l'osso e la pelle laterale parallelamente alla superficie dell'articolazione utilizzando un perno Steinman alimentato a batteria. La palpazione dell'epicondilo laterale garantirà la traiettoria appropriata del perno di Steinman.
5. Rimuovere i divaricatori e chiudere la pelle con una sutura in polisorbo 3-0 (vedere la tabella dei materiali) in modo continuo. Coprire l'incisione con una garza sterile.

4. Impatto del condilo femorale

1. Rimuovere il telo sotto l'arto operativo e fissare il perno Steinman a una piattaforma di impatto personalizzabile e regolabile in altezza. Innanzitutto, posizionare l'aspetto inferiore regolabile in altezza dell'apparato di fissaggio del perno di Steinman sotto il perno (Figura 2A2). Assicurarsi che il filo sia parallelo al terreno su questa piattaforma regolando l'altezza delle viti secondo necessità.
   1. Dopo essersi assicurati che il perno di Steinman sia parallelo al suolo, posizionare l'aspetto superiore basato su vite della piattaforma di sicurezza (Figura 2A3) sull'aspetto inferiore basato su vite del pezzo regolabile in altezza. Assicurarsi che il perno Steinman sia saldamente fissato avvitando la barra superiore nella parte inferiore regolabile in altezza della piattaforma di supporto del perno (Figura 2A2).
2. Una volta che il perno di Steinman è fissato alla piattaforma, rimuovere la sutura e riaprire l'incisione. Esporre il condilo femorale mediale con divaricatori autobloccanti Weitlaner e cricket. Potrebbe essere necessario un ulteriore Freer per ritrarre ulteriori tessuti molli fuori dal percorso della punta del dispositivo d'urto (Figura 2B).
3. Pulisci la torre di caduta con un disinfettante approvato. Fissare la testa sterile del dispositivo di simulazione da 3 mm (Figura 2A4) al carrello della torre di caduta. Portare la torre di caduta sopra l'estremità operativa e posizionare la sua base (Figura 2A6) sotto la piattaforma d'impatto (Figura 3A).
4. Abbassare delicatamente il dispositivo d'urto (Figura supplementare 2, parte 20 e Figura supplementare 13) al centro del condilo femorale mediale posteriore. Assicurarsi che non vi siano tessuti molli nel percorso del dispositivo d'urto.
   1. Spostare il coniglio o la torre secondo necessità per assicurarsi che la testa del dispositivo d'urto sia centrata sul condilo femorale mediale posteriore (Figura 3B). Ogni volta che il coniglio viene spostato o riposizionato, il sito chirurgico deve essere valutato per eventuali interruzioni della sterilità e l'area deve essere risterilizzata se necessario.
5. Una volta assicurata la traiettoria appropriata, clamp la torre sulla piattaforma con i morsetti a ginocchiera (Figura 2A5,  vedere la tabella dei materiali).
6. Somministrare una dose di alfaxalone per via endovenosa (0,5-0,7 mg/kg) 5-10 minuti prima dell'impatto per un'anestesia più profonda senza aumentare l'anestesia inalante.
   NOTA: La mancanza di riflesso palpebrale, il ritiro del pedale e il riflesso del padiglione auricolare evidenziano un'anestesia più profonda. Questa anestesia più profonda aiuta a prevenire possibili reazioni agli arti durante il posizionamento nell'apparecchio e durante l'impatto.
   ATTENZIONE: Se somministrato troppo rapidamente, alfaxalone può causare apnea transitoria e ipossia nei conigli e deve essere somministrato lentamente nell'arco di 1-2 minuti. Se si verifica ipossia, assicurarsi che l'adeguata ossigenazione e il ripristino dei parametri vitali prima di procedere.
7. Posizionare l'impattatore sulla torre di caduta all'altezza desiderata sopra il condilo femorale mediale. Per l'attuale gruppo carrello, compresi i cuscinetti, con una massa di 1,41 kg, si tratta di un'altezza di 7 cm.
   NOTA: L'altezza della torre di caduta è stata determinata da studi pilota su tessuto da cadavere. Questa altezza ha generato danni visibili alla cartilagine ma non fratture ossee subcondrali per i conigli in questo studio.
8. Fare clic sul pulsante Start del software di acquisizione dati LabVIEW (Supplementary Coding File 1) appena prima di liberare l'arresto del mandrino (Figura 2 supplementare, elemento n. 14) per rilasciare il carrello e lasciarlo cadere sotto la forza di gravità.
   NOTA: Il software di acquisizione dati raccoglierà i dati da una cella di carico (Figura 1, 6) posizionata tra il dispositivo d'urto e il carrello e da un accelerometro (Figura 1, 7) durante l'impatto a 100 kHz utilizzando un laptop collegato a un modulo di acquisizione dati.
9. Posizionare il file txt generato dal software di acquisizione dati nella stessa cartella con il codice di analisi dei dati Matlab (Supplementary Coding File 2) ed eseguire il codice di analisi dei dati per filtrare i dati grezzi e calcolare i parametri di impatto.
10. Assicurarsi che sia identificato il carico massimo. Il punto temporale associato è considerato il tempo di massima deformazione e velocità zero.
    NOTA: il codice di analisi dei dati analizzerà tutti i file txt nella cartella e riporterà i risultati per ciascun file. Il codice determinerà l'inizio e la fine dell'impatto in base alle modifiche apportate ai dati relativi al tempo di caricamento. I dati dell'accelerometro saranno integrati numericamente per calcolare la velocità e integrati di nuovo per calcolare lo spostamento. Il codice di analisi dei dati calcolerà numericamente l'impulso, il lavoro e l'energia cinetica dalle seguenti formule:
    
    
    
    dove F è la forza misurata dal sensore di carico, x 0 e t ₀ sono lo spostamento e il tempo all'inizio dell'impatto, e x e t_f sono lo spostamento e il tempo alla fine dell'impatto. La velocità di carico sarà calcolata numericamente come media di dσ/dt nella fase di carico dell'impatto. La sollecitazione di picco sarà calcolata dividendo il carico di picco per l'area di contatto della testa del dispositivo d'urto.
11. Eseguire la visualizzazione della superficie della cartilagine per determinare se si è verificato un danno alla cartilagine appropriato (Figura 4A).

5. Chiusura del sito chirurgico

1. Rimuovere la torre di caduta dall'estremità operativa. Mettere da parte tutti gli strumenti chirurgici usati e indossare nuovi guanti sterili.
   NOTA: Dato che la torre di caduta non è sterile, tutti gli strumenti utilizzati fino all'impatto devono ora essere considerati contaminati.
2. Riapplicare un telo sterile sull'arto inferiore e procurarsi autodivaricatori sterili non utilizzati.
3. Riesporre il condilo femorale mediale e irrigare accuratamente il sito chirurgico con 50-60 ml di soluzione fisiologica sterile.
4. Chiudere la capsula posteriore con una sutura 5-0 polysorb, seguita dalla chiusura cutanea con una sutura monosorb 4-0 (vedere la tabella dei materiali).
5. Iniettare 2 mL di lidocaina/bupivacaina per l'analgesia locale intorno all'incisione intradermica.
6. Rimuovere il perno Steinman con un set di driver di alimentazione (vedere la tabella dei materiali) oscillando per ridurre al minimo le lesioni ai tessuti molli.
7. Medicare la ferita con una medicazione non adesiva, seguita da nastro adesivo. Eseguire una radiografia dell'arto operatorio per assicurarsi che non si sia verificata alcuna frattura e che il perno sia posizionato in modo appropriato (Figura 4B).

6. Gestione post-operatoria

1. Rimetti il coniglio nella sua gabbia e monitoralo su coperte riscaldate fino a quando non si riprende dall'anestesia (~25 min).
2. Continuare a monitorare attentamente i conigli per diversi giorni dopo l'intervento chirurgico per assicurarsi che guariscano correttamente e riacquistino la mobilità. Somministrare enrofloxacina (10 mg/kg) per 2 giorni dopo l'intervento per la profilassi delle infezioni. Somministrare buprenorfina SR analgesia (0,1 mg/kg) per via sottocutanea ogni 2-3 giorni dopo l'intervento e secondo necessità. Al posto della buprenorfina, i FANS come il carprofene, 4 mg/kg di SQ al giorno, il meloxicam, 0,2 – 0,3 mg/kg di SQ al giorno fino a 3 giorni o il ketoprofene, 3 mg/kg di SQ al giorno possono essere somministrati 3-5 giorni dopo l'intervento chirurgico e secondo necessità.
   NOTA: Siamo riusciti a prevenire la deiscenza della ferita postoperatoria, dovuta al leccamento o alla masticazione del coniglio, con il posizionamento di mutandine neonatali umane sugli arti posteriori³⁹. Se il coniglio mastica i pantaloni, si può posizionare un collare elisabettiano (vedi Tabella dei materiali) per evitare di masticare l'incisione.

7. Valutazione istologica

1. A 16 settimane dall'infortunio, prelevare le ginocchia dai conigli sottoposti a eutanasia, fissarle in formalina tamponata neutra al 10% per 48 ore, quindi incorporare la paraffina e sezionarle in fette spesse 5 μm.
2. Dopo la de-paraffinazione e la reidratazione, colorare le sezioni con safranina O verde rapido secondo i protocolli standard^40,41.
3. Eseguire il test TUNEL (Terminal Deoxynucleotidyl Transferase dUTP nick end labeling) sulle sezioni utilizzando il kit di rilevamento dell'apoptosi cromogenica TUNEL seguendo le istruzioni del produttore, controcolorato con ematossilina⁴² (vedere la tabella dei materiali).

Risultati

Il successo di questa procedura è stato monitorato immediatamente dopo l'impatto mediante la visualizzazione del condilo da parte del chirurgo (Figura 4A) e mediante radiografia per garantire che non si verificasse alcuna frattura (Figura 4B). C'è il rischio di fallimento dell'impatto che porta a una frattura intraoperatoria del condilo. Ciò era in genere dovuto a un posizionamento improprio dei perni di Steinman (Figura 5). Util...

Discussione

Questa procedura chirurgica mira a generare un danno cartilagineo consistente alla superficie portante del condilo femorale mediale del coniglio in un modello di PTOA. Un vantaggio di questa procedura è che l'approccio posteriore al ginocchio consente la visualizzazione diretta del condilo femorale mediale posteriore completo e può essere eseguito in circa 37 minuti (Tabella 2). Va anche notato che questo è un modello di lesione aperto e può portare a cambiamenti infiammatori acuti oltre il semplice ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Flat head screw	McMaster-Carr	92210A194	Stainless steel hex drive flat head screw, 8-32, 1/2"
#15 scalpel blades	McKesson	1029066	Scalpel McKesson No. 15 Stainless Steel / Plastic Classic Grip Handle Sterile Disposable
1/2”-20 threaded rod	McMaster-Carr	99065A120	1/2”-20 threaded rod
10 mL syringe	McKesson	1031801	For irrigation; General Purpose Syringe McKesson 10 mL Blister Pack Luer Lock Tip Without Safety
3 mL syringe	McKesson	1031804	For lidocaine/bupiviacaine injection; General Purpose Syringe McKesson 3 mL Blister Pack Luer Lock Tip Without Safety.
3-0 polysorb	Ethicon	J332H	3-0 Vircryl, CT-2, 1/2 circle, 26 mm, tapered
4-0 monosorb	Ethicon	Z397H	4-0 PDS 2, FS-2, 3/8 circle, 19mm, cutting edge
5-0 polysorb	Med Vet International	NC9335902	Med Vet International 5-0 ETHICON COATED VICRYL C-3
Accelerometer	Kistler	8743A5	Accelerometer
Adson-Browns Forceps	World precision tools	500177	Adson-Brown Forceps, 12 cm, Straight, TC Jaws, 7 x 7 Teeth
Alfaxalone	Jurox	49480-002-01	Alfaxan Multidose by Jurox : 10 mg/mL
Buprenorphine	Par Pharmaceuticals	42023-0179-05	Buprenorphine HCL injection: 0.3 mg/mL
Butorphanol	Zoetis	54771-2033	Butorphanol tartrate 10mg/ml by Zoetis
Chlorhexidine Hand Scrub	BD	371073	BD E-Z Scrub 107 Surgical Scrub Brush/Sponge, 4% CHG, Red
Collet	STRYKER	14023	Stryker 4100-62 wire Collet 0.28-0.71''
Cordless Driver handpiece	STRYKER	OR-S4300	Stryker 4300 CD3 Cordless Driver 3 handpiece
Cricket Retractors	Novosurgical	G3510 21	2x Heiss (Holzheimer) Cross Action Retractor
Dissector Scissors	Jorvet labs	J0662	Aesculap AG, Metzenbaum, Scissors, Straight 5 3/4″
Elizabethian Collar	ElizaSoft	62054	ElizaSoft Elizabethan Recovery Collar
Enrofloxacin	Custom Meds		Enrofloxacin compounded by Custom Meds
Eye Ointment	Pivetal	46066-753-55	Pivetal Articifical Tears- recently recalled
Face-mount shaft collar	McMaster-Carr	5631T11	Face-mount shaft collar
Fast green	Millipore Sigma	F7258	Fast green
Freer	Jorvet labs	J0226Q	Freer elevator
Head screw -1	McMaster-Carr	91251A197	Black-oxide alloy steel socket head screw, 8-32, 3/4"
Head screw -2	McMaster-Carr	92196A194	Stainless steel socket head screw, 8-32, 1/2"
Head screw -3	McMaster-Carr	92196A146	Stainless steel socket head screw, 8-32, 1/2"
Head screw -4	McMaster-Carr	92196A151	Stainless steel socket head screw, 6-32, 3/4"
Hematoxylin Solution, Gill No. 1	Millipore Sigma	GHS132-1L	Hematoxylin Solution, Gill No. 1
Hex nut	McMaster-Carr	91841A007	Stainless steel hex nut, 6-32
Hold-down toggle clamp	McMaster-Carr	5126A71	Hold-down toggle clamp
Impact device	n/a	n/a	custom made
Impact platform	n/a	n/a	custom made
K-wires	Jorvet Labs	J0250A	JorVet Intramedullary Steinman Pins, Trocar-Trocar 1/16" x 7"
Lab View	National Instruments	n/a	n/a
Load cell	Kistler	9712B5000	Load cell
MATLAB	The MathWorks Inc.	n/a	n/a
Microscope	Leica	DMi-8	Leica DMi8 microscope with LAS-X software
Midazolam	Almaject	72611-749-10	Midazolam Hydrochloride injection: 5mg/ml by Almaject
milling machine depth stops	McMaster-Carr	2949A71	Clamp-on milling machine depth stops
Mobile C-arm	Philips	718095	BV Pulsera, Mobile C-arm
Mounted linear ball bearing	McMaster-Carr	9338T7	Mounted linear ball bearing
Needle Driver	A2Z Scilab	A2ZTCIN39	TC Webster Needle Holder Smooth Jaws 5", Premium
Pentobarbital	Vortech	0298-9373-68	Pentobarbital 390 mg/mL by Vortech
Safranin O	Millipore Sigma	HT90432	Safranin O
Small Battery pack	STRYKER	NS014036	6212 Small Battery pack- 9.6 V
Steel rod, 2’	McMaster-Carr	89535K25	Steel rod, 2’
Sterile Saline	ICU Medical	6139-22	AquaLite Solution Pour Bottles, 250 mL
Stryker 6110-120 System 6 Battery Charger	STRYKER	OR-S6110-120
Surgical gloves	McKesson	1044729	Surgical Glove McKesson Perry Size 6.5 Sterile Pair Latex Extended Cuff Length Smooth Brown Not Chemo Approved
Surgical gown	McKesson	1104452	Non-Reinforced Surgical Gown with Towel McKesson Large Blue Sterile AAMI Level 3 Disposable
Suture scissors	Jorvet Labs	J0910SA	Super Cut Scissors, Mayo, Straight, 5 1/2″
TUNEL staining kit	ABP Bioscience	A049	TUNEL Chromogenic Apoptosis Detection Kit
Weitlaner Retractors	Fine Science Tools	17012-11	2x Weitlaner-Locktite Retractors