Gli autori desiderano ringraziare per finanziare questo lavoro: generoso avvio fondi del Dipartimento di Ingegneria Biomedica in Washington University, un centro per i sistemi di Neuroscienze McDonnell sovvenzione, un Office of Naval Research di assegnazione (Grant N.: N000141210089) a BR

1. Odore di preparazione e consegna <ol><li> Soluzioni diluite odori in olio minerale in volume per ottenere il livello desiderato di concentrazione. Memorizzare una miscela di 20 ml di olio minerale e l&#39;odorizzante in una bottiglia di vetro 60 ml. Inserire due aghi siringa in un tappo di gomma (calibro 19), una dal basso e l&#39;altra dalla parte superiore, per fornire un ingresso e una linea di uscita. Sigillare la bottiglia di vetro con il tappo di gomma e collegare un progettato carbone attivo filtro in aspirazione (Figura 1A). </li><li> Il filtro a carbone viene realizzata utilizzando due 6 ml siringhe. Tagliare le siringhe a metà ed eliminare la fine stantuffo. Riempite ciascuno dei pezzi restanti con cotone e carbone attivo prima di collegarli insieme usando una guaina termoretraibile. </li><li> Collegare la linea di uscita della bottiglia odore (usando tubi in polietilene, ID 0,86 millimetri), il tubo di plastica (Nalgene tubi FEP, ID 5,8 mm) che fornisce un flusso costante attraverso l&#39;antenna (Figura 1B </strong&gt;). </li><li> Diretto carbonio filtrata, deumidificata (gas di trasporto; portata, 0,75 L / min) verso la locusta utilizzando un tubo di plastica inserito all&#39;interno di pochi cm dell&#39;antenna locusta. </li><li> Per la stimolazione odore, spostare un volume costante (0,1 L / min), lo spazio di testa sopra la soluzione statica odore nella bottiglia. Questo viene ottenuto iniettando una quantità uguale di aria deumidificata nella bottiglia mediante un Pico-pompa (WPI, PV-820). Vapori dal flacone odore vengono indirizzate verso la linea di uscita del flusso d&#39;aria sul tubo (Figura 1B). </li><li> Rimuovere i vapori odore consegnati mettendo un imbuto sotto vuoto ~ 10 cm dietro l&#39;antenna locusta. </li></ol> 2. Preparazione Antenna Locust per la registrazione Sensillum Singola <ol><li> Selezionare un giovane-adulto locusta di ambo i sessi con completamente messo le ali, ma prima della fase di accoppiamento da una colonia affollato. Per contenere la locusta, prima amputare le gambe. Sigillare i siti di amputazione con tessuto adesivo (Vetbond, 3M). Sicuro tha locusta ad una camera progettato con un piccolo pezzo di nastro isolante avvolto intorno al suo torace (Figura 2A). </li><li> Sotto un microscopio di dissezione, una scanalatura poco profonda nella piattaforma cera (Figura 2A) per il posizionamento dell&#39;antenna. Posizionare l&#39;antenna nella scanalatura e stabilizzarlo con cera batik alle due estremità dell&#39;antenna (Figura 2B, un electrowaxer viene utilizzata per fondere la cera). </li><li> Inserire un elettrodo di massa (filo d&#39;argento chlorided) nel torace (~ 1 cm di distanza dalla testa). Utilizzare cera batik per riparare il sito di incisione e tenere il filo di terra in posizione (Figura 2A). </li></ol> 3. Registrazione Sensillum unico per il monitoraggio di odori evocati risposte da neuroni recettori olfattivi (ORNs) <ol><li> Posizionare l&#39;antenna locusta stabilizzato allo stereomicroscopio (Leica M205C) su un tavolo di isolamento di vibrazione (TMC) (Figura 3A). Assicurarsi che la base del sensillum registrazione è chiaroly visibile (Figura 3B). </li><li> Utilizzare un estrattore micropipetta (Sutter P-1000) per fabbricare elettrodi di vetro (impedenza 3-10 MW quando è riempita di soluzione salina 9 robinie, micron diametro in punta 1-3) utilizzando un tubo di vetro borosilicato capillare (diametro esterno 1,2 mm, ID 0,69 millimetri). </li><li> Posizionare l&#39;elettrodo di vetro in un supporto micropipetta che è collegato a un micromanipolatore motorizzato (Sutter MP-285). Inserire delicatamente l&#39;elettrodo nella base di un sensillum (Figura 3B). Si noti che ogni sensillum può contenere 3-50 ORNs in locuste 10. </li><li> Amplificare il segnale (10.000 volte) usando un amplificatore AC (Grass P-55). Filtrare il segnale tra 0,3-10,0 kHz e acquisire a una velocità di campionamento 15 kHz (Figura 3D) utilizzando un sistema di acquisizione dati (LabView, PCI-MIO-16E-4 schede DAQ, National Instruments). </li></ol> 4. Locust Procedura dissezione per lobo antennale e Recordings corpo funghi <ol><li> Seguire la restrainiprocedure ng come descritto nella sezione 2.1. Posizionare la locusta in una custom-designed camera come mostrato in Figura 4A e B. </li><li> Per perfusione soluzione salina durante e dopo la procedura di dissezione, costruire una tazza di cera intorno alla testa locusta. La tazza cera dovrebbe iniziare appena sopra le parti di bocca, e si estendono oltre gli occhi composti che comprendono la regione tra due antenne come mostrato nella figura 4C. </li><li> Per consentire le antenne di passare attraverso la coppa cera, creare piccoli tunnel su entrambi i lati con plastica (polietilene) tubo (5 mm di lunghezza, ID 0,86 millimetri). Assicurarsi che il tubo di plastica può scorrere attraverso la coppa cera. Quest&#39;ultimo è ottenuto utilizzando una guarnizione in gomma che avvolge strettamente attorno al tubo di plastica, ma è collegato alla cera tazza (Figura 4C). </li><li> Utilizzando resina epossidica, fissare la base delle antenne all&#39;estremità inferiore del tubo di plastica. Questo passaggio garantisce che le antenne sono tenuti in posizione anche dopo il circostantecuticola viene rimosso. </li><li> Tenere la coppa cera riempito con soluzione salina 9 da questo punto in poi. Iniziare rimuovendo una regione centrale rettangolare tra due antenne (lato maggiore del rettangolo allineato con l&#39;asse antero-posteriore). Successivamente, rimuovere le cuticole in regioni vicine senza disturbare gli occhi composti e cuticole alla base dell&#39;antenna (Figura 4D). </li><li> Utilizzando una pinza sottile, rimuovere delicatamente sacche d&#39;aria e gli organismi di grasso che circondano il cervello. Al termine di questa fase, il cervello locusta deve essere chiaramente visto (Figura 4D). Si noti che le regioni del cervello che elaborano le informazioni olfattive (con luce pigmentazione gialla) si trovano tra due antenne. </li><li> In locuste l&#39;intestino passa sotto il cervello e lungo la lunghezza del corpo. Per evitare che il movimento dell&#39;intestino dal potenzialmente destabilizzare la preparazione, tirare delicatamente il foregut e tagliare con le forbici sottili. Fai una piccola incisione nell&#39;addome appenasopra il retto e rimuovere l&#39;intestino tirando il hindgut con una pinza grossolani. Per evitare una perdita di soluzione salina, legare l&#39;addome immediatamente anteriore al sito di incisione con fili di sutura. </li><li> Utilizzare una piccola piattaforma costituito da un filo sottile rivestito con un sottile strato di cera per elevare il cervello e stabilizzarla durante elettrofisiologia 11 come mostrato in figura 4D. </li><li> Il cervello insetto è coperto da una guaina isolante sottile che deve essere rimosso prima di esperimenti. Per desheath il cervello, delicatamente diffondere una piccola quantità di un enzima (0,3-0,4 mg proteasi, Sigma Aldrich) sulla superficie del cervello utilizzando una pinza sottile 9. Dopo s ~ 5-10 applicazione enzima, lavare il cervello a fondo con soluzione salina. Utilizzo di super-sottili pinze molto delicatamente pizzicare e tirare la guaina e il successivo strappo aperto oltre le posizioni di registrazione (AL e MB, mostrato in figura 4E, F). </li></ol> 5. Multi-unit registrazioni dal lobo antennale eil fungo del corpo <ol><li> Mettere la preparazione locusta (Figura 5A) allo stereomicroscopio sospeso ad una giraffa posto su un tavolo isolamento dalle vibrazioni. </li><li> Mantenere una velocità costante di perfusione soluzione fisiologica (circa 0,04 L / h) durante l&#39;esperimento. Utilizzare un filo di argento chlorided immerso nella soluzione salina tazza cera come l&#39;elettrodo di massa. </li><li> Per le registrazioni PN, utilizzare un 16 canali di silicio sonda (Tecnologie NeuroNexus, elemento # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, Figura 5B). Prima di ciascun esperimento, gli elettrodi elettroplaccatura con oro per ottenere impedenze nell&#39;intervallo 200-300 k. Utilizzare il circuito mostrato in Figura 7 per elettrodeposizione. </li><li> Posizionare l&#39;elettrodo vicino alla superficie del lobo antennale e inserirla delicatamente il tessuto utilizzando un micromanipolatore manuale (WPI, M3301R) (Figura 5D). </li><li> Avanzare l&#39;elettrodo in ~ 10 passi micron. Attendere 2-3 min ad ogni passo e valutare l&#39;acquisizioned qualità del segnale. In un sito registrazione ideale, segnali extracellulari sarà raccolto da molteplici canali di registrazione e avrà un alto rapporto segnale-rumore (SNR&gt; 3-5 volte rumore SDS). </li><li> Per le registrazioni KC, utilizzare una misura tetrodo intrecciato fili (figura 5C, passo-passo procedura di fabbricazione presentato nella sezione 6). Placcare questi elettrodi come discusso nel passo 5,3. Posizionare il tetrodo sulla superficie del MB (Figura 5E) come KC somata sono limitati allo strato superficiale della MB 8. </li><li> Sia PN e registrazioni KC può essere fatta simultaneamente dalla preparazione locusta stesso come schematicamente mostrato in figura 5A. </li><li> Attendere almeno 15 minuti dopo l&#39;individuazione della posizione di registrazione per consentire la stabilizzazione degli elettrodi. </li><li> Acquisire tutti i segnali extracellulari a 15 KHz, filtro tra 0,3-6 KHz, e amplificare (10.000 volte) utilizzando un canale di 16 AC amplificatore (Biologia Officina elettronica, Caltech, Pasadena, CA) (Figura 6A, B). </li></ol> 6. Le procedure per rendere Elettrodo ritorto filo per Recordings KC <ol><li> Per progettare un sistema multi-unità di elettrodi per le registrazioni KC, utilizzare filo isolato cromo nichel (RO800, 0,0005 &quot;filamento) 8. </li><li> Se otto elettrodi sono desiderata, quindi avvolgere il filo intorno ad un pezzo 10-15 cm lungo di cartone 4 volte. Le estremità del cartone può essere rivestita con tubi di plastica per evitare che i bordi di taglio del filo. Mentre involucro, assicurarsi che ci sia poco gioco, ma in modo che il filo non sia teso. Maneggiare con cura il filo come si rompe facilmente. </li><li> Mazzetto insieme i fili in alto del cartone e usare un pezzo di nastro (Tape Time, T-534-RP) per tenerli insieme. Tagliare i fili all&#39;altra estremità. Rimuovere i trefoli e di gruppo i fili alla fine taglio e con un altro pezzo di nastro. </li><li> Utilizzo di un titolo agitatore (Thermo Scientific, modello 4625Q), vento i fili insieme (~ 72 giri / min per 3min) per formare un filo ritorto. La parte inferiore dei fili registrate può essere agganciato al rotore piatto titolo e la parte superiore può essere agganciato a una giraffa. Durante l&#39;avvolgimento, il cavo deve avere po &#39;di cavo, ma non essere teso. </li><li> Fondere l&#39;isolamento con una pistola termica (Weller 6966C) per attaccare i singoli fili insieme e formano un unico filo. 3-4 passaggi lenti (3-4 sec ciascuno) oltre la lunghezza del filo dovrebbe essere sufficiente per riscaldare e fondere i filamenti. Quindi rilasciare il filo dal basso e lasciarlo riposare. Tagliare il filo in prossimità delle estremità per rimuovere il nastro. </li><li> Inserire una estremità del filo attraverso un lungo 5-6 cm, tubo capillare di vetro (diametro esterno 1,0 mm, ID 0,58 millimetri). Tease a parte il filo intrecciato ad una estremità con una pinzetta sottili e rimuovere il rivestimento molto brevemente sfiammatura alla fine con una fiamma. Questo passaggio deve essere fatto attentamente, esponendo il filo alla fiamma per troppo tempo farà sì che i fili a sciogliersi e senza grovigli. </li><li> Delicatamente separare gli 8 fili alla fine una fiammatand saldare ogni filo separatamente in una presa a 8 pin IC. Coat parte superiore della presa IC con resina epossidica per tenere i fili e capillare di vetro in posizione. Anche mettere una piccola goccia di resina epossidica all&#39;altra estremità del capillare per tenere il filo in posizione (Figura 5C). </li><li> Infine, tagliare la punta del filo ad un angolo di 45 gradi con forbici carburo di circa 0,5 cm dalla punta del capillare. </li></ol>

<ol>
	<li>Ache, B. W., Young, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+diverse+species,+conserved+principles.">Olfaction: diverse species, conserved principles.</a> Neuron. 48, 417-430 (2005).</li><li>Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+representations+of+odors+in+an+olfactory+network.">Temporal representations of odors in an olfactory network.</a> Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).</li><li>Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+identity+vs.+intensity+coding+in+an+olfactory+system.">Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system.</a> Neuron. 39, 991-1004 (2003).</li><li>Steven de Belle, J., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Associative+odor+learning+in+Drosophila+abolished+by+chemical+ablation+of+mushroom+bodies.">Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies.</a> Science. 263, 692-695 (1994).</li><li>Cassenaer, S., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modulation+of+spike-timing-dependent+plasticity+for+olfactory+learning.">Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning.</a> Nature. 482, 47-52 (2012).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+diverse+firing+patterns+in+olfactory+receptor+neurons+underlie+spatiotemporal+neural+codes+for+odors.">Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors.</a> Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).</li><li>Perez-Orive, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillations+and+sparsening+of+odor+representations+in+the+mushroom+body.">Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body.</a> Science. 297, 359-365 (2002).</li><li>Naraghi, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-induced+oscillations+in+the+mushroom+bodies+of+the+locust.">Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust.</a> The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).</li><li>Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+structure+and+distribution+of+antennal+sensilla+of+the+desert+locust,+Schistocerca+gregaria+(Orthoptera:+Acrididae).">Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae).</a> Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).</li><li>Burrows, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+Potentials+in+the+Central+Terminals+of+Locust+Proprioceptive+Afferents+Generated+by+Other+Afferents+from+the+Same+Sense+Organ.">Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ.</a> Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).</li><li>Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+noise+signature+to+optimize+spike-sorting+and+to+assess+neuronal+classification+quality.">Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality.</a> Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).</li><li>Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+dynamics+versus+fixed+points+in+odor+representations+by+locust+antennal+lobe+projection+neurons.">Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons.</a> Neuron. 48, 661-673 (2005).</li><li>Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recordings+reveal+context+dependent+modulation+of+synchrony+in+odor-specific+neural+ensembles.">Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles.</a> Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+Encoding+of+Rapidly+Fluctuating+Odors.">Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors.</a> Neuron. 61, 570-586 (2009).</li><li>Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparse+odor+representation+and+olfactory+learning.">Sparse odor representation and olfactory learning.</a> Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).</li><li>Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+network+dynamics+and+the+coding+of+multidimensional+signals.">Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals.</a> Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).</li><li>Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation.">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li><li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies.">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li><li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system.">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li><li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo.">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li><li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain.">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li><li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification.">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li><li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior.">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li><li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe.">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).</li><li>Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+Primary+Plant+Odorants+in+the+Antennal+Lobe+of+the+Moth+Heliothis+virescens+Using+Calcium+Imaging.">Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging.</a> Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Stimoli sensoriali più evocano risposte combinatorie che sono distribuiti su insiemi di neuroni. Quindi, il controllo simultaneo di multi-neurone attività è necessario comprendere come stimolo informazioni specifiche è rappresentato ed elaborate da circuiti neurali nel cervello. Qui, abbiamo dimostrato extracellulari più unità tecniche di registrazione per la caratterizzazione degli odori-evocate risposte alle prime tre centri di lavorazione lungo il percorso olfattivo degli insetti. Si noti che le tecniche qui pr...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Elettrofisiologia Attrezzature </td></tr><tr><td> AC amplificatore </td><td> GRASS </td><td> Modello P55 </td><td> per le registrazioni sensillum singoli </td></tr><tr><td> Audio monitor (modello 3300) </td><td> AM Sistemi </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> Su misura 16 canali pre-amplificatore e amplificatore </td><td> Cal. Tech. Biologia Officina elettronica </td><td></td><td> per le registrazioni AL e MB </td></tr><tr><td> Acquisizione dati unità </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Illuminazione a fibre ottiche </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Sorgente di luce 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipolatore manuale </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> per le registrazioni del cervello delle locuste </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 allo stand braccio </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> per le registrazioni del cervello delle locuste </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> per le registrazioni sensillum singoli </td></tr><tr><td> Vibrazioni-isolamento tavolo </td><td> TMC </td><td> 63-500 serie </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipolatore motorizzato </td><td> Sutter Instruments </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Oscilloscopio </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Elettrodi / Construction Tools &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16-channel elettrodo </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm-150-121 </td><td> per le registrazioni lobi antennali </td></tr><tr><td> Borosilicato tubi capillari con filamento, ID 0,69 millimetri </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69-10 </td><td> per realizzare elettrodi di vetro </td></tr><tr><td> Micropipetta estrattore </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Generatore di funzioni </td><td> Multimetro Magazzino </td><td> SG1639A </td><td> per doratura elettrodi </td></tr><tr><td> Soluzione di placcatura in oro (non cianuro) </td><td> SIFCO Industries </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Impedenza tester </td><td> BAK Electronics Inc. </td><td> IMP-2 </td><td> per doratura elettrodi </td></tr><tr><td> Interruttore rotativo </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> per l&#39;oro-plelettrodi ating </td></tr><tr><td> Pulse isolatore </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> per doratura elettrodi </td></tr><tr><td> Serie Q supporto per elettrodi </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Filo di argento 0.010 &quot;di diametro </td><td> AM Sistemi </td><td> 782500 </td><td> elettrodo di massa </td></tr><tr><td> 8 pin DIP presa IC </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Borosilicato tubi capillari con filamento, ID 0,58 millimetri </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> intrecciato filo costruzione tetrodo </td></tr><tr><td> Pistola di calore </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 filo </td><td> Kanthal Precision Technologies </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titer tavola oscillante </td><td> ThermoScientifico </td><td> 4625Q </td><td> fili di torsione </td></tr><tr><td> Forbici in metallo duro, 4,5 &quot; </td><td> Ricerca Biomedica Instr </td><td> 25-1000 </td><td> per il taglio di fili intrecciati tetrodo </td></tr><tr><td> Pinzette punta fine </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> per fili tetrodo prendere in giro a parte </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Odore di consegna </td></tr><tr><td> 6 ml siringa </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> per il carbonio filtro personalizzato progettato attivato </td></tr><tr><td> Bottiglie odore Brown </td><td> Pescatore </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Carbone di legna </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Essiccante </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Gas Drierite essiccazione vaso </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Le guaine termorestringenti </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> odore preparazione filtro </td></tr><tr><td> Mozzo in alluminio ipodermico ago, calibro 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> per fornire linee di ingresso e di uscita per bottiglie odore </td></tr><tr><td> Olio minerale </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> 6357-04 </td><td> per la diluizione odore </td></tr><tr><td> Nalgene tubi di plastica, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> per la consegna del gas di trasporto </td></tr><tr><td> Pneumatica picopump </td><td> WPI </td><td> sys-pv820 </td><td> per la consegna degli odori </td></tr><tr><td> Tubo in polietilene ID 0,86 millimetri </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> per l&#39;odore bottiglia presa connection e tubi profusione salina </td></tr><tr><td> Tappi </td><td> Pure Lab </td><td> 97041 </td><td> per sigillare bottiglie odore </td></tr><tr><td> Tempo di nastro </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Tubi luer </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Tubo a vuoto </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Preparazione / Dissection </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm Petri </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG filo di rame intrecciato </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> isolamento filo è usato come guarnizioni di gomma </td></tr><tr><td> 22 AWG filo di collegamento flessibile </td><td> AlphaWire </td><td> 1551 </td><td> cervellopiattaforma </td></tr><tr><td> Batik cera </td><td> Jacquard </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Periferia cera dentale </td><td> Henry-Schein Dental </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore internazionale </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epossidica, 5 min </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Ago ipodermico mozzo in alluminio </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Proteasi dallo Streptomyces griseus </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> per desheathing cervello locusta </td></tr><tr><td> Sutura filo non sterili </td><td> Pescatore </td><td> NC9087024 </td><td> per legare l&#39;addome dopo la rimozione dell&#39;intestino </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> per sigillare amamputazione siti </td></tr><tr><td> Dumont # 1 pinza (grossolana) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5 titanio pinza (fine) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF Pinza (super-fine) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> desheathing cervello locusta </td></tr><tr><td> 10 centimetri dissezione forbici </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> per rimuovere le gambe e le ali </td></tr><tr><td> Forbici Vannas (fine) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> per la rimozione di cuticola, tagliando il foregut </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Profusion Saline </td></tr><tr><td> Estensione set con regolatore di portata </td><td> Moore Medical </td><td> 69136 </td><td> per regolare il flusso salino </td></tr><tr><td> IV set di somministrazione conY al sito di iniezione </td><td> Moore Medical </td><td> 73190 </td><td> per regolare il flusso salino </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

Rilevazione e l&#39;interpretazione dei segnali olfattivi sono fondamentali per la sopravvivenza di molti organismi. Sorprendentemente, specie in tutto phyla sono sistemi olfattivi sorprendentemente simili suggerisce che l&#39;approccio biologico chimico rilevamento è stato ottimizzato nel tempo evolutivo 1. Nel sistema olfattivo degli insetti, odoranti sono trasdotte dai neuroni recettori olfattivi (ORN) in antenna, che convertono gli stimoli chimici in treni di potenziali d&#39;azione. Input sensoriali dai ORNs viene quindi trasmessa al lobo antennale (AL, una struttura analoga al bulbo olfattivo vertebrati). Nel AL, rappresentazioni neurali per gli odori assumere la forma di modelli spazio-temporali di cottura distribuiti in gruppi di neuroni principali (PN, noto anche come i neuroni di proiezione) 2,3. L&#39;uscita AL viene successivamente elaborato da cellule Kenyon (KC) nel corpo funghi valle (MB), una struttura associata memoria olfattiva e apprendimento 4,5. Suoe, presentiamo tecniche di registrazione elettrofisiologiche di monitorare odori evocate risposte neurali in questi circuiti olfattivi. Primo, presentiamo un singolo metodo di registrazione sensillum studiare odori risposte evocate a livello di popolazioni di ORNs 6,7. Si discute l&#39;uso di soluzione salina pipette di vetro riempito affilati come elettrodi per monitorare le risposte ORN extracellulare. Successivamente, presentiamo un metodo per monitorare extracellularmente risposte PN utilizzando un commerciale a 16 canali elettrodo 3. Un approccio simile utilizzando una misura tetrodo filo ritorto a 8 canali è dimostrata per cella Kenyon registrazioni 8. Noi forniamo i dettagli del nostro setup sperimentale e presentano tracce rappresentative di registrazione per ciascuna di queste tecniche.

Risposte evocate odori di un singolo ORN a due differenti alcoli sono mostrati in Figura 3D. A seconda della posizione di registrazione (tipo sensilli, posizionamento dell&#39;elettrodo) più unità registrazioni possono essere raggiunti. Una forma d&#39;onda grezza extracellulare da una registrazione AL è mostrato nella figura 6A. Potenziali di azione o picchi di ampiezze diverse provenienti da diverse PN può essere osservata in questa traccia di tensione...

Watch this Scientific Journal Video about Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits at JoVE.com

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Dimostriamo variazioni del extracellulare più unità tecnica di registrazione per la caratterizzazione degli odori-risposte evocate nelle prime tre fasi del percorso olfattivo invertebrati. Queste tecniche possono essere facilmente adattati per esaminare l&#39;attività ensemble in altri sistemi neuronali pure.

Multi-unit Metodi di registrazione per caratterizzare l&#39;attività neurale nel Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuiti olfattive

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.8K Views.  Washington University in St. Louis. Dimostriamo variazioni del extracellulare più unità tecnica di registrazione per la caratterizzazione degli odori-risposte evocate nelle prime tre fasi del percorso olfattivo invertebrati. Queste tecniche possono essere facilmente adattati per esaminare l'attività ensemble in altri sistemi neuronali pure.

Video: Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Impianto chirurgico di elettrodi neurali cronici per la registrazione di attività singola unità e segnali Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Ricerca

Neuroscienze

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

Registrazione ottica di attività neurale suprathreshold con risoluzione singola cellula e single-picco

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

Identificazione dei volatili olfattive utilizzando la gas cromatografia-Multi-unit Recordings (GCMR) nel lobo antennale Insetto

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Registrazione e analisi dei ritmi circadiani in Running-ruota Attività nei roditori

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic Perturbazione di attività neurale con illuminazione laser in semi-intatte<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Utilizzando Sensillum singolo controllo per rilevare olfattiva Neuron Risposte di cimici a semiochimici

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulare La registrazione di un neurone attività combinata con Microiontophoretic applicazione di sostanze neuroattivi nei topi Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

Registrazione neuronale attività Temperatura indotta attraverso il monitoraggio dei cambiamenti di calcio nel bulbo olfattivo di<em&gt; Laevis Xenopus</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Quadrupla Immunostaining della lampadina olfattiva per la visualizzazione di codici di identificazione molecolare Axon sensoriale olfattiva

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

acuto<em&gt; In Vivo</em&gt; Registrazioni elettrofisiologiche dei potenziali del campo locale e dell&#39;attività multi-unità dal percorso iperdirezionale nei ratti anestetizzati

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...