Questo lavoro è stato finanziato dal Medical Research Council concessione G1000299. L&#39;autore corrispondente desidera ringraziare Gary Borthwick, Università di Edimburgo, per l&#39;assistenza durante l&#39;intervento. Gli autori desiderano ringraziare consigli da Helen Douglas e Iain Mackay e che ci permette di osservare il loro epigastrica inferiore profonda (DIEP) Procedura di lembo (Canniesburn Unità di Chirurgia Plastica, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK). Gli autori desiderano inoltre ringraziare Gary Blackie presso l&#39;Università di Edimburgo per il suo aiuto nel produrre il video di questo articolo.

Tutto intervento viene eseguito in conformità con le linee guida stabilite dal parte del Regno Unito Home Office e l&#39;Università di Dipartimento Servizi Veterinari di Edimburgo. 1. Procedura di Set-up chirurgico Note <ol><li> Cambiare in scrub pulite chirurgico, abito, berretto scrub e maschera. Pulire tutte le superfici della sala operatoria comprese le attrezzature con 2% di clorexidina in alcool isopropilico al 70%. </li><li> Prima dell&#39;intervento, autoclave tutte le forniture e gli strumenti che saranno utilizzati nella procedura chirurgica. Confezioni sterili per operazione dovrebbero includere: 3 tende, garze, cotone punta applicatori, teli di silicone e gli strumenti chirurgici, vedere la tabella dei materiali chirurgici e gli strumenti specifici e nella Figura 1. Pesare il ratto e misurare il volume appropriato di buprenorfina (0,04 mg / kg) da somministrare per via sottocutanea 1 ora prima di completare la procedura. Lay out; 3 x 1 ml siringhe per la somministrazione sottocutanea di liquidi durante Surgery, 2 x 6-0 suture Vicryl, 1 x 5-0 suture ETHILON, un marker sterile con righello e un bisturi monouso 10-blade, 4 - 5 paia di guanti sterili e un&#39;unità di cauterio portatile. </li><li> Place 4 x 10 ml sterile, 0,9% fiale saline in un bagno di acqua riscaldata a 37 ° C. Questo verrà utilizzato per la sostituzione del fluido sottocutaneo (1 ml / kg / ora) e per sciacquare il sito chirurgico. Impostare la coperta omeotermi, sonda rettale, lampada di calore, microscopio operatorio e anestesia rig. Accendere il laser e il suo software, set-up un altro impianto di anestetico e mettere un pad termico sotto il nero opaco su cui l&#39;animale getterà durante la scansione. </li><li> Utilizzare maschili, Lewis ratti di peso 250-300 g. Casa ratti per 7 giorni con cibo e acqua ad libitum con 12 hr cicli luce-buio prima di qualsiasi intervento chirurgico viene eseguito. </li></ol> 2. Anestesia e preparazione della pelle <ol><li> Posizionare il topo in camera di induzione del anestetico rig e somministrare 4% isoflurano con 1L/min O 2 per2-3 min per indurre anestesia. Rimuovere il ratto anestetizzato dalla camera e posizionarlo supino sul pulito, tappetino riscaldato. Mantenere isoflurano al 1,5% con un cono di naso. Applicare agenti lacrilube o simile per impedire abrasione corneale durante la procedura. Eseguire un test di pinch piede-pad per garantire l&#39;animale è adeguatamente anestetizzato prima di procedere. Ripetere questo ultimo test prima di ogni importante passo nella procedura e regolare la concentrazione di anestetico inalatorio conseguenza. </li><li> Strettamente radere l&#39;addominale anteriore con un rasoio elettrico in modo che l&#39;intera superficie addominale è esposto. Applicare depilazione crema per la durata consigliata dal fornitore. Togliere la crema e lavare accuratamente la pelle con riscaldato soluzione salina sterile per rimuovere tutte le tracce di crema. Applicare 2% di clorexidina in alcool isopropilico al 70% per la pelle e lasciare asciugare prima di procedere. Questa è la preparazione della pelle di serie nella nostra unità sulla base di prove di corrente di infezione del sito chirurgico. Favore 34 discuss con il dipartimento di Veterinaria ciò che è procedura standard nella vostra unità prima di eleggere un protocollo di preparazione della pelle. </li><li> Mettere 2 tende lati del ratto e aver cura di mantenerli sterili. Indossare guanti sterili e con l&#39;aiuto di un assistente aprire le confezioni sterili. Mettere tutti gli strumenti su un drappo e le suture, garze, applicatori di cotone, teli di silicone e sterile marcatore penna con righello d&#39;altro. </li><li> Identificare la linea mediana utilizzando xiphisternum e la coda come punti di riferimento. Segnare la linea mediana. Misurare 0,8 centimetri sotto il xiphisternum e segnare questo punto. Tracciare una linea perpendicolare alla linea mediana da questo punto. Prendendo la linea mediana come il centro del segno lembo di uscita 1 cm e 2 cm a sinistra e la destra della linea mediana. Disegnare linee verticali parallele alla linea mediana dai punti. Misura 4 cm al di sotto della linea orizzontale originale e tracciare un altro parallelo ad esso. Seguendo le istruzioni di un 4 x 4 cm lembo diviso in 4 strisce uguali si delinea(Vedi Figura 2). </li></ol> 3. Laser Doppler Imaging <ol><li> Portarlo con attenzione nel ratto per l&#39;ogiva del secondo impianto di anestetico a scanner LDI. Continuare l&#39;anestesia al 1,5% isoflurano, 1L/min O 2. Accendere il laser e seguire le istruzioni del produttore per avviare la scansione. Dopo aver salvato il file digitalizzato restituire il ratto di nuovo al primo impianto di perforazione e reinserire la sonda rettale della coperta omeotermale utilizzando vaselina bianca come lubrificante. </li></ol> . 4 in situ lembo TRAM - miocutaneo Modello di IRI <ol><li> Mani Re-macchia e indossare i guanti sterili freschi. Tagliare un cerchio di diametro 5 cm al centro del restante garza sterile ed inserire questo sull&#39;addome esposta per creare un campo sterile-drappeggio. </li><li> Praticare un&#39;incisione lungo il marcato bordo laterale sinistro (Figura 3A e B). Ottenere l&#39;emostasi. Fare incisioni simili giù le linee orizzontalialla sinistra della linea mediana. Ottenere l&#39;emostasi. </li><li> Il grasso sovrastante la guaina del muscolo retto inferiore sinistro dovrebbe essere visibile. Utilizzando attentamente pinze e forbici belle iris arrivare sotto di questo grasso. Fare attenzione a non danneggiare le perforanti provenienti attraverso l&#39;, guaina del muscolo retto anteriore sinistra. L&#39;aereo aperto da tale dissezione è che immediatamente sopra la fascia parete addominale anteriore. Continuare dissezione in questo piano attorno ai margini delimitate. Nella fossa iliaca sinistra si trova il grande, superficiale circonflessa iliaca navi di questi possono essere legati o cauterizzato. Quindi estendere la dissezione mediale con cautela e solo per quanto riguarda il margine laterale del muscolo retto sinistro. Vi è un cambiamento di colore ovvio a questo punto dal rosa al quasi bianco (Figura 3C). Irrigare delicatamente la zona con soluzione salina sterile e verificare che l&#39;emostasi è stata ottenuta prima di garza umida su tutta l&#39;area. </li><li> Ripetere la procedura sul lato controlaterale, ma questa volta si estendono tØ la linea alba (metà linea). Avrà cura di individuare e cauterizzare tutte le perforanti muscolocutaneo che sorgono nel centro della destra muscolo retto addominale (Figura 3D). Se questo non viene fatto correttamente può risultare in un ematoma postoperatorio ea falsi risultati. Allo stesso modo ottenere l&#39;emostasi, irrigare e posizionare garza umida sopra il lembo sollevato. </li><li> Tornare al margine inferiore del muscolo retto anteriore sinistra (Figura 3E e F). Cauterizzare la più inferiore perforatore visto. Procedere a tagliare una piccola finestra (circa 0,6 centimetri x 0,6 cm) in guaina del muscolo retto anteriore utilizzando microscissors e indicò curvo pinze Graeffe. Blunt sezionare lentamente lungo il margine laterale del muscolo fino a quando il muscolo si dirada, ma prima la guaina posteriore è violato. Quindi ruotare la pinza e smussare sezionare medialmente fino al ventre del muscolo è in cima al bordo curvo della pinza e le punte sono gratuiti al margine mediale. Alimentare approssimativaly 6 centimetri di 5-0 Ethilon nelle fauci della pinza e legare la guaina del muscolo retto inferiore. Al termine di questa fase il lembo miocutaneo è isolato su una nave-le dominante profondi vasi epigastrici superiori. Coprire con una garza umida. </li><li> Tagliare il rivestimento in silicone in ovali con curve lisce, (Figura 3G). Questi dovrebbero essere abbastanza grande da coprire la maggior parte della superficie esposta sotto le porzioni fasciocutanei del lembo. Tuttavia, bisogna fare attenzione a garantire che il bordo pelle può essere chiuso senza alcuna tensione e la curva mediale dell&#39;ovale può dover essere accoppiato indietro per evitare che il flusso attraverso alterando i restanti perforanti. Questi vengono poi suturate sul posto con 6-0 Vicryl (Figura 3H). Coprire con una garza umida. </li><li> Utilizzando semplici interrotto &#39;peg out&#39; 5-0 ETHILON sutura del lembo per ridurre il calore e la perdita di acqua (Figura 3I). Coprire con una garza umida. </li><li> Estendere la ferita superiormente alla sinistra delxiphisternum (Figura 3I). Suturare questo al quadrante superiore sinistro migliorare il campo di vista. </li><li> Tagliare il grasso sovrastante per rivelare il, sinistra, guaina del muscolo retto anteriore superiore. Tagliare un piccolo (0,6 cm x 0,6 cm) finestra in questa guaina (Figura 3J). Estendere la ferita medialmente fino a un cambiamento di traiettoria fibre muscolari da verticale a obliqua e coerenza da fitto a fibrille sciolti si vede. </li><li> Inserire le pinze curve attentamente tra questi due muscoli e di aprire un aereo per via smussa. Tagliare con cautela verso il basso solo per quanto riguarda la superficie superiore di queste pinze curve taglio attraverso il ventre del muscolo retto addominale sinistro per rivelare il sottostante profonda, l&#39;arteria epigastrica superiore e vena (Figura 3K). </li><li> Utilizzando micro-strumenti e ad alta potenza sul microscopio operatorio, separare con cura l&#39;arteria e la vena e togliere il grasso circostante. </li><li> Applicare atraumatica morsetti Acland a unrtery e vena (B-1, di tipo &quot;V&quot;) e avviare il timer per il conto alla rovescia del periodo ischemico 30 min. Irrigare il peduncolo bloccato e coprire con garza. Noi non utilizziamo dilatatori dei vasi, come verapamil o pabavarine ma dovremmo vaso spasmo essere un problema, dovrebbero essere considerati tali farmaci. </li><li> Amministrare la buprenorfina (0,04 mg / kg) e riscaldato, soluzione salina sterile (1 ml / kg / ora). </li><li> A partire dall&#39;angolo in alto a sinistra, suturare il lembo in posizione con 6-0 punti di sutura Vicryl sottocuticolare arresto e legatura al xiphisternum. </li><li> Quando la min tempo ischemico 30 è finito, rimuovere con attenzione i morsetti e irrigare il peduncolo con soluzione salina riscaldata. Verificare che il flusso è stato ristabilito. Si prega di notare che questa volta ischemico è stato stipulato dal Regno Unito Casa autorità Office. I ricercatori che lavorano in altri enti possono essere in grado di estendere questo periodo. L&#39;estensione del tempo di ischemia porteranno probabilmente a peggiorare il risultato clinico. </li><li> Suturare i bordi tagliati del retto al suo posto con il 6-0 Vicryl.Fare attenzione a non applicare troppa tensione come questo può portare a attorcigliamento dei vasi. </li><li> Completare la sutura sottocutanea avendo cura di seppellire tutti i nodi sotto la pelle (Figura 3K). </li><li> Pulire la zona ferita e lasciare asciugare. Ridisegnare le zone sulla patta. </li><li> Nuovamente la scansione degli animali per ottenere un&#39;immagine postoperatorio. </li><li> Riapplicare lacrilube per gli occhi dell&#39;animale e metterlo in una incubatrice riscaldata (37 ° C) per 1 ora di recuperare prima di tornare l&#39;unità di allevamento. </li></ol> Fasi critiche all&#39;interno del protocollo Il punto cruciale della procedura è di individuare le profonde, vasi epigastrici superiori. Questo è mostrato chiaramente nel film di accompagnamento. In breve, una finestra è tagliata nella guaina del retto anteriore per esporre le fibre muscolari sottostanti che eseguiranno longitudinalmente. Estendendo la dissezione superficiale della guaina del retto anteriore medialmente un cambiamento nella fibra muscolare traiettoria viene osservata from longitudinale a obliquo. Inserire smussare chiuso, curvo, Graeffe pinze (o simili) nel punto di intersezione di questi due fasci di fibre muscolari. Blunt sezionare lateralmente. Tagliato, usando forbici micro, sulla superficie superiore delle pinze curve tenute in questo piano tra i fasci di fibre muscolari. Sulla rimozione del Graeffe forcipe il profondo, l&#39;arteria epigastrica superiore e vena sarà osservato al punto medio del muscolo retto addominale corpo. Spellare la sovrastante grasso le navi che utilizzano micro strumenti e applicare le fascette. Le porzioni fasciocutanei del lembo TRAM ratto sono abbastanza sottile da permettere il lembo di prendere come un trapianto di cute a tutto spessore. Per evitare questo e per garantire che questo è un vero modello di IRI un sottile foglio di silicone flessibile è posto al di sotto delle porzioni fasciocutanei del lembo. 35 Questo passo è stato adottato da altri ricercatori che intraprendono modelli TRAM ratto. 17,21,25 Ratti masticano throunodi gh in modo da assicurarsi che tutti i punti di sutura sono sottocuticolare e tutti i nodi sono sepolti. Nello svolgimento meticolosa sutura autocannabilism di lembi come riportato da altri ricercatori possono essere evitati. 24 Dopo la somministrazione di buprenorfina a ridurre l&#39;anestesia di manutenzione per 1% isoflurano (1L/min O 2).

Non abbiamo informazioni integrative.

Le modifiche e la risoluzione dei problemi Il protocollo qui presentato riproduce la IRI visto in trasferimento libero del tessuto in un sistema sperimentale che consente un&#39;ulteriore comprensione di tale processo e fornisce un mezzo per indagare mezzo di ameliorating IRI e migliorando risultato. Questo potrebbe essere facilmente modificato per produrre una lesione più grave se fosse basata sulla non-dominante, profondo, inferiore peduncolo epigastrico o se sono state aumentate il tempo is...

L&#39;obiettivo di questo protocollo è quello di dimostrare un modello affidabile e riproducibile del danno da ischemia-riperfusione osservata in trasferimento libero del tessuto per consentire strategie interventistiche da indagare. Trasferimento libero tessuto è definito come il distacco vascolare di un blocco di isolati di tessuto seguita da trapianto autologo di quel tessuto con anastomosi dei vasi sezionati della patta vasi nativi nel sito ricevente. La procedura è nota come FTT e il tessuto in fase di trasferimento indicato come il lembo libero. Trasferimento di tessuto libero è l&#39;approccio gold standard per la correzione dei difetti complessi e compositi in cui le opzioni locali non idonei o non disponibili. 1-4 ischemia riperfusione (IRI) è inevitabile in trasferimento libero del tessuto, contribuisce a battere fallimento 5,6 e non ha trattamento efficace. La natura elettiva di interventi chirurgici lembo libero permette la somministrazione farmacologica diAgenti cal a condizione contro IRI. IRI risultati in flusso alterato attraverso il microcircolo di attivazione endoteliale e disfunzione metabolica, 7 aumento della permeabilità capillare e conseguente edema interstiziale 7, afflusso di cellule infiammatorie, 8 rilascio di mediatori infiammatori, specie reattive 9 e complemento di deposizione. 10 Questo complesso processo di ipossia e successiva riperfusione alla fine porta alla morte delle cellule. Un modello di miocutaneo IRI consente l&#39;efficacia delle strategie di precondizionamento su esiti clinici da valutare. Un recente lavoro ha convalidato l&#39;uso di modelli animali di studi dell&#39;IRI come surrogato per IRI umano confrontando i cambiamenti molecolari osservati in soggetti umani e animali esistenti. 10,11 Il ratto trasversale retto addominale miocutaneo (TRAM) lembo è stato descritto nel 1987 in tedesco e 12 nel 199313 in inglese. Questo modello ha guadagnato grande popolarità 13-25 come, robusto modello economico per indagare diverse strategie per ridurre IRI associato con il trasferimento del tessuto gratis. 14,17-22 La maggior parte di questi studi sono stati progettati come lembi TRAM unipedicled basati sul profondo, inferiore, . epigastrico peduncolo vascolare 15-18,20-22 confronto dei dati di questi studi è complicata con l&#39;uso di diverse isole cutanee dimensioni (10,5-30 cm 2) e diverse lunghezze di follow-up postoperatorio (2 - 10 giorni). La percentuale di superficie lembo necrosi medio totale nel braccio di controllo di questi studi è di 69 ± 6,2% (media ± SEM). Va notato che questi sei documenti impiegano tutti il ​​muscolo retto dell&#39;addome come un vettore per il peduncolo vascolare ma non espongono, dividere e microanastomose o bloccare i vasi. Zhang et al. 23 hanno descritto una vera, libera ratto lembo TRAM base ai vasi epigastrici superiori in cui la fgiri sono state sollevate, vasi divisi e il lembo miocutaneo trasferiti e microanastomosed ai vasi dell&#39;inguine. Questa tecnica difficile necessaria la microanastomosi di ,45-,5 vasi di calibro mm. Solo quindici anni sono stati eseguiti e di questi il 67% è sopravvissuto. 23 Il modello descritto da Zhang et al. 23 è un ottimo modello per il lembo TRAM microchirurgico umano in quanto rispecchia veramente l&#39;infortunio sostenute durante FTT. Gli altri modelli pubblicati su un lembo TRAM ratto riflettere più accuratamente le ferite subite durante un TRAM peduncolato umano, ma non riflettono accuratamente la IRI come questi lembo non sottoporsi ad un periodo di ischemia seguita da riperfusione, come il peduncolo vascolare è mai bloccato o diviso e microanastomosi eseguita. Questo protocollo e video descrivono un nuovo modello di trasferimento di tessuto gratis utilizzando il TRAM ratto in cui l&#39;IRI si replica utilizzando microclamps. Questo riproduce più fedelmente IRI rispetto ai predecessori TRAM peduncolo, ma è tecnicamente più facile che performing il microanastomosi. Microclamps sono stati ampiamente utilizzati da ricercatori di trapianto di ricreare IRI associato con trapianto di organi solidi; 26-33 tuttavia, questa è la prima volta che è stato descritto nel lembo TRAM ratto.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moor LD12 laser doppler imaging scanner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz</td>
 <td></td>
 <td>507221F</td>
 <td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
 <td></td>
 <td>11052-10</td>
 <td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland clamps</td>
 <td></td>
 <td>00398 V</td>
 <td>B-1 'V' pattern clamps used on both artery and vein. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clamp applicator</td>
 <td></td>
 <td>CAF-4</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gemini cautery unit</td>
 <td></td>
 <td>726067</td>
 <td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
 <td></td>
 <td>D-5a.2</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
 <td></td>
 <td>JFA-5b</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
 <td></td>
 <td>JF-5</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
 <td></td>
 <td>396</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
 <td></td>
 <td>67</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7613-11</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7652-14</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
 <td></td>
 <td>703DE12</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethilon 5-0</td>
 <td></td>
 <td>W1618</td>
 <td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vicryl rapide 6-0</td>
 <td></td>
 <td>W9913</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
 <td></td>
 <td>7973</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo needle holders</td>
 <td></td>
 <td>12565-14</td>
 <td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heat Lamp</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicone sheeting 0.3 mm translucent</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeiss OPMI pico</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Operating microscope</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury

Trasferimento di tessuto libero è il gold standard della chirurgia ricostruttiva per riparare difetti complessi non suscettibili di opzioni locali o quelli che richiedono tessuto composito. Ischemia riperfusione (IRI) è una causa nota di guasto lembo libero parziale e non ha alcun trattamento efficace. Creazione di un modello di laboratorio di questo pregiudizio può rivelarsi costoso sia in termini finanziari, come i mammiferi più grandi sono convenzionalmente usate e le competenze necessarie per la difficoltà tecnica di queste procedure in genere richiede l&#39;impiego di un microsurgeon esperto. Questa pubblicazione e video dimostrano l&#39;uso efficace di un modello di IRI in ratti che non richiede esperienza microchirurgica. Questa procedura è un modello in situ di un abdominis miocutaneo trasversale (TRAM) lembo pinze atraumatiche dove sono utilizzati per riprodurre il danno da ischemia-riperfusione associato a questa chirurgia. Un Doppler Imaging (LDI) scanner laser è impiegato per valutare la perfusione lembo e l&#39;immagine di elaborazione softwari, Immagine J per valutare percentuale dell&#39;area sopravvivenza pelle come una misura di esito primario di lesioni.

Modelli di ratto sono più economici rispetto alle grandi modelli animali, 36 sono resistenti alle malattie in natura e può essere manipolato geneticamente. Animali scuoiati sciolti, come i roditori, sono stati pensati per avere una diversa disposizione di afflusso di sangue cutaneo rispetto agli animali scuoiati fissi quali gli esseri umani e suini. In sciolto animali dalla pelle, la pelle è fornita principalmente dai vasi sanguigni cutanei diretti che passano attraverso il grasso sottocutaneo per la pelle...

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In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Trasferimento di tessuto libero è ampiamente utilizzata in chirurgia ricostruttiva per ripristinare la forma e la funzione a seguito di resezione oncologica e traumi. Precondizionamento questo tessuto prima della chirurgia può migliorare l&#39;esito. Questo articolo descrive una<em&gt; In situ</em&gt; Trasversale retto addominale miocutaneo lembo (TRAM) nei ratti come mezzo per testare le strategie di precondizionamento.

In situ trasversale retto addominale miocutaneo Flap: un modello di ratto di miocutaneo ischemia riperfusione

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

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JoVE Journal

Medicine

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

13.6K Views.  Royal Infirmary of Edinburgh. Trasferimento di tessuto libero è ampiamente utilizzata in chirurgia ricostruttiva per ripristinare la forma e la funzione a seguito di resezione oncologica e traumi. Precondizionamento questo tessuto prima della chirurgia può migliorare l'esito. Questo articolo descrive una In situ Trasversale retto addominale miocutaneo lembo (TRAM) nei ratti come mezzo per testare le strategie di precondizionamento.

Video: In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

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Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischemia-riperfusione Modello di danno renale acuta e post Infortunio fibrosi nei topi

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

Induzione e valutazione di ischemia-riperfusione Injury in Langendorff-perfusi Hearts Rat

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modello murino di ischemia-riperfusione intestinale Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modello murino di retina ischemia-riperfusione lesioni a causa di aumento della pressione intraoculare

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Valutazione della riserva del flusso coronario dopo la miaocardia Ischemia Reperfusione nei ratti

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modificato Eterotopic Hindarto Osteomyocutaneo flap modello nel ratto per traslazionale vascolarizzazione composito Allotransplantazione ricerca

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modello di ratto preclinico per lo studio delle lesioni ischemia-reperfusione in microchirurgia ricostruttiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Consegna intramiocardica ritardata di cellule staminali dopo l'infortunio di ricottamento ischemia in un modello Murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesione da ischemia-riperfusione dell'organo simulando cambiamenti emodinamici nel modello di trapianto di fegato di ratto

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...