Questo lavoro è stato supportato da una Canadesi Institutes of Health Research Fase 1 Clinico-Scientist Award (AG) e una sovvenzione di funzionamento dal Cancer Research Society (AG). Gli autori sono grati al Dr. John Dick per il suo sostegno di questo progetto.

Una panoramica schematica del protocollo è presentata nella Figura 1. 1. Elaborazione di HCC umano Campioni Ottenere campioni di HCC umano primarie con il consenso scritto del paziente e con l&#39;approvazione del comitato etico della ricerca istituzionale. Questi protocolli sono stati eseguiti presso il nostro istituto, con l&#39;approvazione del Comitato Etico Research University Health Network in conformità a tutte le linee guida istituzionali, nazionali e internazionali per il benessere umano. Prelevare i campioni di HCC freschi appena possibile dopo l&#39;intervento chirurgico campioni, una volta adeguate sono state prese per scopi clinici. Idealmente questo dovrebbe avvenire entro 30 minuti dopo la rimozione del tessuto dal paziente. Come illustrato nella Figura 2, un campione di almeno 1 cm 3 ottenuto dalla periferia del tumore è ottimale, in quanto la porzione centrale del tumore può essere necrotico.Tumori che non hanno ricevuto alcun trattamento prima della resezione come radioterapia, chemioterapia o l&#39;ablazione sono preferiti al fine di massimizzare la possibilità che le cellule tumorali sono vitali. Maneggiare tessuti umani primari in conformità con i protocolli di protezione personali standard per materiale a rischio biologico. Eseguire tutte le manipolazioni di laboratorio di tessuti tumorali e preparazioni di cellule in un armadio di sicurezza biologica di classe II con tecniche asettiche. <ol><li> Collocare il campione HCC fresca in 10-25 ml Modified F12 Eagle Medium / Ham &#39;s Dulbecco privo di siero a 4 ° C e trasferire sul ghiaccio al laboratorio per l&#39;elaborazione immediata e la preparazione di frammenti e / o cellule di tessuto per xenotrapianto in topi. </li><li> Utilizzando pinze sterili, collocare il campione di tumore in un x 20 mm piastra di Petri 100 mm o altra superficie di lavoro sterile adatto. Dividere il campione del tumore in frammenti di circa 2-3 mm 3 usando un bisturi chirurgico No.10. A questo punto, considerare scatto di congelamento o formalina fissa some frammenti di tumore di altri esperimenti o analisi come richiesto. </li><li> Per xenotrapianto di frammenti di tumore, posizionare alcuni dei frammenti HCC in uno o più tubi microcentrifuga contenenti Matrigel sufficiente per permettere ai frammenti di rimanere sommersi. Mantenere questi tubi sul ghiaccio. </li><li> Per la preparazione di una sospensione di cellule tumorali, utilizzare il bisturi chirurgico per tritare il rimanente tessuto HCC quanto possibile e mescolare con 5-10 ml di DMEM-F12 in una provetta da 50 ml a seconda del volume del tessuto tritato. </li><li> Aggiungi collagenasi di tipo IV e dispasi II a concentrazioni finali di 200 unità / ml e 0,8 unità / ml. Pipettare la miscela su e giù bene con una pipetta 25 ml. </li><li> Sigillare la provetta e incubare la miscela dal punto 1.6 a 37 ° C in un incubatore a biossido di carbonio 5% per 30-60 min a seconda della morbidezza del tessuto tumorale. Pipettare la miscela su e giù un paio di volte ogni 10 min per valutare i progressi della digestione enzimatica. </li><li> Dopo digestion è completa, passare la soluzione di tumore attraverso un colino a 100 cellule micron. Schiacciare delicatamente il tessuto rimanente sul filtro cella utilizzando una punta di pipetta 25 ml per consentire il massimo numero di cellule tumorali di passare attraverso. Raccogliere la sospensione cellulare tesa in un tubo da 15 ml. </li><li> Centrifugare la sospensione di cellule tumorali a 1.200 giri per 5 minuti a 4 ° C. </li><li> Decantare delicatamente il surnatante. A seconda delle dimensioni del pellet, aggiungere 2-5 ml di ghiaccio freddo 1x globuli rossi (RBC) tampone di lisi e pipettare delicatamente su e giù per risospendere il pellet. Tenere in ghiaccio per 5 min. </li><li> Aggiungere DMEM-F12 ad un volume totale di 15 ml e centrifugare a 1000 rpm per 5 minuti a 4 ° C per lavare il tampone di lisi RBC. </li><li> Decantare delicatamente il surnatante e risospendere il tumore pellet RBC-libero delle cellule in DMEM-F12. </li><li> Contare le cellule vitali mediante trypan blu manualmente o con un contatore automatico cella. </li><li> Aliquote di cellule tumorali centrifuga contenenti il ​​numbe desiderator di cellule iniettabile come sopra descritto, risospendere il pellet cellulare risultante in 30 ml di ghiacciata Matrigel, e memorizzare su ghiaccio. </li></ol> Optional: Dopo il punto 1.11, abbiamo regolarmente impiegare una CD45 + cellule umane (leucociti) dalla sospensione massa di cellule tumorali e / o purifichiamo sottoinsiemi di cellule tumorali in citometria a flusso o sfere immunomagnetiche. Protocolli dettagliati per queste tecniche sono ben descritti da parte dei produttori degli anticorpi pertinenti, perline e citometri a flusso. Nota: Il protocollo descritto sopra può essere usato per trattare tumori umani raccolti da topi al fine di eseguire il trapianto seriale, sostituendo il tessuto xenotrapianto per il tessuto HCC umano primario nel passaggio 1.1. In questa situazione, dopo passo 1.11, abbiamo quotidianamente impiegare una infiltrante cellule murine dalla sospensione cellulare utilizzando un anticorpo contro l&#39;antigene del mouse istocompatibilità H2K. 2.Xenotrapianto Eseguire tutte le procedure animali in conformità con i protocolli approvati dal comitato cura degli animali istituzionale. Le procedure qui descritte siano stati compiuti sotto uno specifico protocollo di uso di animali, approvato dal comitato Animal Care University Health Network in conformità e il rispetto di tutte le agenzie pertinenti normative e istituzionali, normative e linee guida. Attrezzature per la consegna di anestetici volatili inalatori ai piccoli animali deve essere utilizzato in base alle procedure operative standard della struttura animale e istituto di ricerca. Eseguire tutte le procedure chirurgiche che utilizzano tecniche asettiche e strumenti sterili in un armadio biosicurezza di classe II. Utilizzare diabetici non obesi immunodeficienza combinata grave (NOD / SCID) o NOD / SCID / interleuchina 2 recettore gamma catena nulli (GFN) ceppi di topi di entrambi i sessi a 6-8 settimane di età (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. Questetopi deve essere ospitato e mantenuto in una struttura in grado di fornire condizioni di assenza di patogeni adatti per gli animali immunodeficienti. Preparare topi per la chirurgia in una camera di alimentazione 5% (v / v) inalato isoflurano in 1 L / min di ossigeno. Mantenere l&#39;anestesia finché vi è perdita di riflesso corneale e punta nell&#39;animale (s). Per xenotrapianto sottocutanea, radere una o più piccole aree sul dorso dell&#39;animale (s) e pulire la pelle con il 70% di etanolo. Per xenotrapianto intraepatica, radere il torace e l&#39;addome ventrale dell&#39;animale (s) dal ascelle fino alla regione inguinale e detergere la pelle con il 70% di etanolo. 2.1 impianto sottocutaneo di frammenti di tumore <ol><li> Posizionare il mouse anestetizzato prona, mantenendo l&#39;anestesia inalatoria isoflurano (2% (v / v) in 1 L / min O 2) con un boccaglio. Applicare strappo-Gel per proteggere gli occhi dell&#39;animale da lesione traumatica. </li><li> Sterilizzare l&#39;area rasata dorsale (s) con Betadinescrub chirurgico seguito da etanolo al 70% e, infine, con una soluzione di povidone-iodio. </li><li> Effettuare una incisione cutanea 5 millimetri usando forbici affilate sterili. </li><li> Inserire una forbice smussato chiuso delicatamente nello spazio sottocutaneo e diffondere delicatamente per sviluppare una tasca abbastanza grande per ospitare un frammento di tumore. </li><li> Inserire il frammento di tumore preparato nella fase 1.3 nella tasca sottocutanea utilizzando sterili pinza sottile. </li><li> Chiudere l&#39;incisione cutanea con suture o clip. </li><li> Fornire assistenza postoperatoria per il mouse come descritto di seguito. </li></ol> 2.2 L&#39;iniezione sottocutanea di cellule tumorali <ol><li> Preparare l&#39;animale come descritto nei passi 2.1.1 e 2.1.2. </li><li> Caricare la sospensione di cellule tumorali in Matrigel preparati nel passo 1.13 in una siringa da insulina con un 29 G 1/2 in dell&#39;ago. </li><li> Inserire l&#39;ago nello spazio sottocutaneo e scaricare il contenuto della siringa. Avanzando l&#39;ago diversi millimetri lungo il piano sottocutaneo lontano from il sito di puntura pelle impedisce la fuoriuscita della sospensione di cellule tumorali dal sito di puntura sul ritiro dell&#39;ago. </li><li> Fornire assistenza postoperatoria per il mouse come descritto di seguito. </li></ol> 2.3 Impianto intraepatica di frammenti di tumore <ol><li> Utilizzando un 27 G 1/2 in ago su un siringa da 1 ml, somministrare 350 ml di sterile normale soluzione salina per via sottocutanea nel dorso del collo dell&#39;animale anestetizzato per compensare le perdite di fluido intraoperatorie. Per analgesia, somministrare 350 ml di sterile normale soluzione salina contenente buprenorfina (0,1 mg / kg) per via sottocutanea sul fianco dell&#39;animale, utilizzando un 1/2-in ago 27 G in una siringa da 1 ml. </li><li> Posizionare il mouse su una supina tampone pre-riscaldata con il naso e la bocca posizionata all&#39;interno del boccaglio per fornire manutenzione anestesia inalatoria isoflurano (2% (v / v) in 1 L / min O 2). </li><li> Estendere le membra e fissarli con nastro adesivo alla superficie operativa per ottimizzare l&#39;esposizione dil&#39;addome ventrale e del torace. </li><li> Eseguire la procedura sotto una lampada di ingrandimento per ottimizzare la visualizzazione. </li><li> Sterilizzare la pelle rasata sull&#39;addome ventrale e del torace con Betadine scrub chirurgico seguito da etanolo al 70% e, infine, con una soluzione di povidone-iodio. </li><li> Utilizzando forbici affilate sterili, fare un traverso un&#39;incisione cutanea sottocostale bilaterale e dividere gli strati muscolari per entrare nella cavità peritoneale per consentire una adeguata esposizione di tutto il fegato. </li><li> Collocare un punto nella pelle sopra il processo xifoideo e fissarlo al boccaglio con nastro al fine di consentire una migliore esposizione del fegato e strutture circostanti. </li><li> Utilizzare due applicatori di cotone con punta adiacenti e posteriore al fegato per stabilizzarlo. </li><li> Fare un&#39;incisione 3 mm di lunghezza e profondità sulla superficie del fegato con un ago sterile No. 10 bisturi. </li><li> Applicare immediatamente Surgicel e leggera pressione sul sito di incisione per ottenere l&#39;emostasi; rimuovere dopo 60-90 sece procedere solo se completa emostasi è stato raggiunto. </li><li> Posizionare un frammento di tumore passo 1.3 nell&#39;incisione fegato con sterili pinza sottile o con un ago da 18 G. </li><li> Applicare un piccolo pezzo di Surgicel sopra l&#39;incisione fegato per impedire lo spostamento del frammento di tumore e assicurare la continua emostasi. </li><li> Chiudere l&#39;incisione con suture o clip. </li><li> Fornire assistenza postoperatoria come descritto di seguito </li></ol> 2.4 Impianto intraepatica di cellule tumorali tramite iniezione diretta nel fegato <ol><li> Preparare il mouse come descritto nei punti da 2.3.1 a 2.3.7 sopra. </li><li> Caricare la sospensione cellulare tumorale (preparato nella fase 1.13) in una siringa da insulina con un 29 G 1/2 in dell&#39;ago. </li><li> Con il fegato stabilizzato con un cotton-tip, inserire l&#39;ago della siringa di insulina nel fegato e far avanzare la punta di qualche millimetro oltre il punto di prelievo lungo un piano subcapsular. </li><li> Scarica delicatamente il contenuto della siringa e tgallina rimuovere l&#39;ago dal fegato. </li><li> Posto Surgicel sul sito della puntura e applicare una leggera pressione con un applicatore con punta di cotone per evitare perdite di sospensione cellulare tumorale e realizzare la completa emostasi. </li><li> Chiudere l&#39;incisione con suture o clip e fornire cure post-operatorie come descritto di seguito. </li></ol> 2.5 xenotrapianto intraepatica di cellule tumorali tramite iniezione nel Milza <ol><li> Preparare il mouse come descritto nei punti da 2.3.1 a 2.3.5 sopra. </li><li> Utilizzando forbici affilate sterili, fanno un 1 cm a sinistra incisione sottocostale per entrare nella cavità peritoneale. </li><li> Usare un applicatore con punta di cotone per riflettere lo stomaco craniale e al lato destro dell&#39;animale al fine di esporre la milza. </li><li> Gestendo i tessuti adiposi circostanti con sterili pinza sottile atraumatica, consegnare la milza nell&#39;incisione e mettere un applicatore con punta di cotone dietro la milza per stabilizzarlo. </li><li> Utilizzo di 5-0 sutura di seta, postoun sciolto nodo pre-legato intorno alla milza di sopra del polo inferiore. </li><li> Caricare la sospensione cellulare tumorale (preparato nella fase 1.13) in una siringa da insulina con un 29 G 1/2 in dell&#39;ago. </li><li> Inserire la siringa di insulina nel polo inferiore della milza e avanzare oltre il livello del nodo allentato pre-legato. </li><li> Scaricano lentamente il contenuto della siringa, rimuovere l&#39;ago dalla milza, e stringere il nodo per evitare fughe di sospensione cellulare tumorale iniettato. </li><li> Sostituire la milza nella cavità peritoneale. </li><li> Chiudere l&#39;incisione con suture o clip e fornire cure post-operatorie come descritto di seguito. </li></ol> 2.6 epatectomia parziale per facilitare intraepatica Engraftment di tessuto tumorale umano <ol><li> Preparare il mouse come descritto nei punti da 2.3.1 a 2.3.7. </li><li> Con forbici affilate sterili, dividere il legamento falciforme attaccato al lobo mediano del fegato. </li><li> Usando un applicatore con punta di cotone, di mobilitareil lobo sinistro del fegato e della posizione di un nodo sciolto pre-legato di 5-0 sutura di seta intorno al lobo sinistro. Avanzare il nodo allentato il più vicino possibile verso il peduncolo bilio-vascolare del lobo sinistro e stringere il nodo. </li><li> Asportare il lobo distale sinistra alla legatura con le forbici sterili, lasciando un piccolo moncone per evitare lo slittamento del nodo e la successiva emorragia. </li><li> Utilizzando una tecnica simile, legare e resecare la maggioranza del lobo mediano del fegato, evitando la cistifellea. </li><li> Uso Surgicel e leggera pressione con un applicatore con punta di cotone lungo le superfici di taglio del parenchima epatico realizzare la completa emostasi. </li><li> Per xenotrapianto intraepatica di un frammento tumore o cellule tumorali, procedere con gradini 2.3.8 a 2.3.11 o 2.4.2 a 2.4.5 come descritto sopra. </li><li> Per xenotrapianto intraepatica di cellule tumorali mediante iniezione milza, utilizzare applicatori di cotone con punta di riflettere delicatamente lo stomaco craniale e al lato destro dell&#39;animale, exposing la milza. Procedere con i punti 2.5.4 a 2.5.9 come descritto sopra. </li><li> Chiudere l&#39;incisione con suture o clip e fornire cure post-operatorie come descritto di seguito. </li></ol> 2.7 Cura postoperatoria <ol><li> Rimuovere il mouse dalla anestesia inalatoria boccaglio. </li><li> Posizionare il mouse in una gabbia sotto una lampada di calore per circa 20 minuti fino a quando recuperato da anestesia e mobilitare pienamente. </li><li> Ripetere la dose di buprenorfina ogni 8-12 ore durante i primi 2-3 giorni postoperatori. </li></ol>

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Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Abbiamo descritto una varietà di tecniche per stabilire sottocutanea e intraepatiche xenotrapianti HCC umano in topi immunodeficienti che può essere applicata a una vasta gamma di domande e saggi sperimentali. Mentre xenotrapianti sottocutanei sono stati ampiamente utilizzati per studiare vari aspetti della biologia HCC, xenotrapianti intraepatiche sono raramente descritti in letteratura. Inoltre, la maggior parte degli studi che descrivono l&#39;uso di xenotrapianti hanno generato questi da linee cellulari ben consol...

Il carcinoma epatocellulare (HCC) è il quinto tumore più comune al mondo e la più rapida crescita causa di morte per cancro in Nord America. Il fattore di rischio prevalente per HCC è la cirrosi epatica, più frequentemente si verificano a causa di epatite cronica virale, l&#39;abuso di alcol, malattie autoimmuni o disturbi metabolici ereditari 1. Nonostante il carico di malattia pesante imposto dalla HCC sulle popolazioni mondiali, la fisiopatologia di HCC è relativamente poco compresa in confronto ad altri tumori comuni come colon, seno, o cancro alla prostata. Ad esempio, gli eventi molecolari e cellulari specifici di guida tumorigenesi ancora essere chiaramente definiti 2. Come la maggior parte altri tumori epiteliali solidi, approcci genomici hanno rivelato l&#39;eterogeneità delle aberrazioni connesse con HCC 3. Un certo numero di studi hanno rivelato attività disordinata di una varietà di vie di segnalazione coinvolte nella proliferazione cellulare, sursopravvivenza, differenziazione, e l&#39;angiogenesi 4. Inoltre, il ruolo delle cellule staminali del cancro in HCC pathobiology Rimane da chiarire 5. Con una comprensione limitata di HCC fisiopatologia, l&#39;armamentario di terapie efficaci per HCC è rimasta relativamente limitato. Pazienti in fase iniziale con tumori confinati al fegato sono candidati per la terapia curativa con ablazione del tumore o la resezione chirurgica, anche se la ricorrenza è comune. Nei pazienti con malattia più avanzata, la chemioterapia e le radiazioni sono di efficacia limitata e sono utilizzati principalmente per il controllo delle malattie con intento palliativo 6. Alta qualità in vivo modelli sperimentali di HCC umano così fornire una valida piattaforma per la ricerca di base tanto necessaria nella fisiopatologia del carcinoma epatocellulare umano, nonché per la valutazione di nuovi approcci terapeutici. Rispetto all&#39;uso di linee cellulari o modelli murini altamente definiti, xenotrapianti di pritumori umani in topi immunodeficienti mary sono emersi come strumenti preziosi per tali studi, in quanto sono in grado di ricapitolare malattia umana con alta fedeltà e di cogliere l&#39;eterogeneità che è presente all&#39;interno e tra i diversi pazienti 7,8. A questo scopo, abbiamo sviluppato una varietà di metodi per stabilire xenotrapianti HCC umani in topi immunodeficienti. Mentre la maggior parte degli studi pubblicati che coinvolgono xenotrapianti HCC descrivono l&#39;uso di linee cellulari di carcinoma epatico umano affermati per questo scopo, ci siamo concentrati su come ottimizzare le nostre analisi per generare xenotrapianti da campioni di HCC primari ottenuti subito dopo la resezione chirurgica di pazienti. Diverse tecniche di xenotrapianto può essere richiesto per le diverse applicazioni di ricerca. Ad esempio, xenotrapianti sottocutaneo generati da frammenti tumorali sono generati rapidamente, sono facilmente monitorati e potrebbero essere più appropriato per l&#39;amministrazione locale di nuove terapie con comodomonitoraggio della risposta tumorale. Xenotrapianti intraepatiche possono essere più rilevanti per gli studi relativi al ruolo del microambiente epatica in HCC biologia. Xenotrapianti generati da sospensioni di cellule tumorali sono necessarie per l&#39;identificazione e la caratterizzazione delle sottopopolazioni di cellule tumorali iniziare o per esperimenti che richiedono manipolazioni in vitro di cellule tumorali prima xenotrapianto. Abbiamo così sviluppato e validato i seguenti protocolli di stabilire per via sottocutanea o xenotrapianti intraepatiche da sospensioni di cellule o frammenti tumorali derivati ​​da campioni di HCC umani primari.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco's Mod. Eagle Medium/Ham's F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12)</td>
			<td>WISENT Bioproducts</td>
			<td>319-075-CL</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase TypeIV</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5138</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase II</td>
			<td>Stemcell Technologies</td>
			<td>7923</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel Matrix</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>354234</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 % Buffered Formalin solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>HT501128</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile</td>
			<td>House Brand</td>
			<td>1011-L8001</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine surgical scrub</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>NPN 00158313</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LORIS 10% PVP-I Solution</td>
			<td>LERNA Pharma Inc.</td>
			<td>109-09</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td>
			<td>M60302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tear-Gel</td>
			<td>Novartis Pharmaceuticals</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen section compound</td>
			<td>VWR</td>
			<td>95057-838</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryomold, Tissue -Tek</td>
			<td>Sakura Finetek</td>
			<td>4566</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 18G 1 &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305196</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 27G &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305109</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G&frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>309301</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade No.10</td>
			<td>Feather Safety Razor Co.</td>
			<td>08-916-5A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle</td>
			<td>Syneture</td>
			<td>VS-880</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transpore surgical tape</td>
			<td>3M Health care</td>
			<td>1577-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton applicator</td>
			<td>Medpro</td>
			<td>018-425</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgicel, oxidized regenerated cellulose</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>1951</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer 100 &mu;m nylon</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>352360</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnification lighting with mobile base</td>
			<td>Benson medical Industries Inc.</td>
			<td>model: RLM-CLT-120V</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petridish sterile 100x20 mm</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>821474</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson dressing forcep 4-3/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-220</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye dressing forcep, serrated, straight, 4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A19-560</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A12-142</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, curved, 4-1/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-690</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, straight, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-684</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A17-228</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice

In vivo modelli sperimentali di carcinoma epatocellulare (HCC) che ricapitolano la malattia umana forniscono una valida piattaforma per la ricerca in fisiopatologia della malattia e per la valutazione preclinica di nuove terapie. Presentiamo una varietà di metodi per generare sottocutaneo o ortotopico xenotrapianti HCC umano in topi immunodeficienti che potrebbe essere utilizzato in una varietà di applicazioni di ricerca. Con un focus sull&#39;uso del tessuto tumorale primario da pazienti sottoposti a resezione chirurgica come punto di partenza, si descrive la preparazione di sospensioni di cellule tumorali o frammenti di xenotrapianto. Descriviamo tecniche specifiche per xenotrapianto questi tessuti i) per via sottocutanea, oppure ii) intraepaticamente, mediante impianto diretto di cellule tumorali o frammenti nel fegato, o indirettamente mediante iniezione di cellule nella milza mouse. Noi descriviamo anche l&#39;uso di resezione parziale del fegato di topo nativo al momento di xenotrapianto come strategia perindurre uno stato di rigenerazione epatica attiva nel topo ricevente che può facilitare l&#39;attecchimento intraepatica di cellule primarie tumorali umane. I risultati attesi di queste tecniche sono illustrate. I protocolli descritti sono stati convalidati usando campioni di HCC umani elementari e xenotrapianti, che in genere svolgono meno robusto rispetto alle linee cellulari di HCC umano consolidate che sono ampiamente utilizzati e frequentemente citati nella letteratura. In confronto con linee cellulari, discutiamo i fattori che possono contribuire alla relativamente bassa probabilità di attecchimento primaria HCC in modelli di xenotrapianto e commentare su questioni tecniche che possono influenzare la cinetica della crescita xenotrapianto. Suggeriamo anche i metodi che devono essere applicate per garantire che xenotrapianti ottenuti ricordano con precisione i tessuti di HCC genitore.

Figura 3 illustra l&#39;aspetto tipico di un sottocutanea xenotrapianto HCC umano e il corrispondente aspetto istopatologico del tumore. Lo sviluppo e la crescita degli xenotrapianti sottocutanee possono essere facilmente monitorati dal quotidiano esame di topi riceventi. L&#39;intervallo di tempo tra xenotrapianto e lo sviluppo di un tumore può variare notevolmente a seconda del tipo di tessuto (tumore frammento vs sospensione cellulare), fonte di tessuto (campione primario paziente, xenotrapianto div...

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Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

Xenotrapianti tumorali umani in topi immunodeficienti sono strumenti preziosi per studiare biologia del cancro. Sono descritti i protocolli specifici per generare xenotrapianti sottocutanei e intraepatiche da cellule di carcinoma epatocellulare umani o frammenti di tumore. Rigenerazione epatica indotta da epatectomia parziale in topi riceventi si presenta come una strategia per facilitare l&#39;attecchimento intraepatica.

Generazione di sottocutaneo e intraepatica umane carcinoma epatocellulare xenotrapianti in topi immunodeficienti

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

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35.7K Views.  University Health Network.  Xenotrapianti tumorali umani in topi immunodeficienti sono strumenti preziosi per studiare biologia del cancro. Sono descritti i protocolli specifici per generare xenotrapianti sottocutanei e intraepatiche da cellule di carcinoma epatocellulare umani o frammenti di tumore. Rigenerazione epatica indotta da epatectomia parziale in topi riceventi si presenta come una strategia per facilitare l'attecchimento intraepatica. 

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Mammary Transplantation of Stromal Cells and Carcinoma Cells in C57BL/6J Mice

The influence of stromal cells, including fibroblasts on mammary tumor progression has been well documented through the use of mouse models, in particular through transplantation of stromal cells and epithelial cells in the mammary gland of mice. Current transplantation models often involve the use of immunocompromised mice due to the different genetic backgrounds of stromal cells and epithelial cells. Extracellular matrices are often used to embed the two different cell types for consistent cell-cell interactions, but involve the use of Matrigel or rat tail collagen, which are immunogenic substrates. The lack of functional T cells from immunocompromised mice prevents accurate assessment of stromal cells on mammary tumor progression in vivo, with important implications on drug development and efficacy. Moreover, immunocompromised mice are costly, hard to breed and require special care conditions. To overcome these obstacles, we have developed an approach to orthotopically transplant stromal cell and epithelial cells into mice from the same genetic background to induce consistent tumor formation. This system involves harvesting normal, carcinoma associated fibroblasts, PyVmT mammary carcinoma cells and collagen from donor C57BL/6J mice. The cells are then embedded in collagen and transplanted in the inguinal mammary glands of female C57BL/6J mice. Transplantation of PyVmT cells alone form palpable tumors 30-40 days post transplantation. Endpoint analysis at 60 days indicates that co-transplantation with fibroblasts enhances mammary tumor growth compared to PyVmT cells transplanted alone. While cells and matrix from C57BL/6J mice were used in these studies, the isolation of cells and matrix and transplantation approach may be applied towards mice from different genetic backgrounds demonstrating versatility. In summary, this system may be used to investigate molecular interactions between stromal cells and epithelial cells, and overcomes critical limitations in immunocompromised mouse models.

In this report, we demonstrate a system to isolate and culture donor cells from the mouse mammary gland, and orthotopically transplant these cells in recipient mice to analyze stromal: epithelial interactions during mammary tumor development.

Trapianto mammaria di cellule stromali e cellule di carcinoma in topi C57BL/6J

The influence of stromal cells, including fibroblasts on mammary tumor progression has been well documented through the use of mouse models, in particular ...

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Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts (CAFs) from Human Mammary Fibroblasts

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of extracellular matrix (ECM) and a variety of mesenchymal cells, including fibroblasts, myofibroblasts, endothelial cells, pericytes and leukocytes 1-3.
The tumour-associated stroma is responsive to substantial paracrine signals released by neighbouring carcinoma cells. During the disease process, the stroma often becomes populated by carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) including large numbers of myofibroblasts. These cells have previously been extracted from many different types of human carcinomas for their in vitro culture. A subpopulation of CAFs is distinguishable through their up-regulation of &alpha;-smooth muscle actin (&alpha;-SMA) expression4,5. These cells are a hallmark of 'activated fibroblasts' that share similar properties with myofibroblasts commonly observed in injured and fibrotic tissues 6. The presence of this myofibroblastic CAF subset is highly related to high-grade malignancies and associated with poor prognoses in patients.
Many laboratories, including our own, have shown that CAFs, when injected with carcinoma cells into immunodeficient mice, are capable of substantially promoting tumourigenesis 7-10. CAFs prepared from carcinoma patients, however, frequently undergo senescence during propagation in culture limiting the extensiveness of their use throughout ongoing experimentation. To overcome this difficulty, we developed a novel technique to experimentally generate immortalised human mammary CAF cell lines (exp-CAFs) from human mammary fibroblasts, using a coimplantation breast tumour xenograft model.
In order to generate exp-CAFs, parental human mammary fibroblasts, obtained from the reduction mammoplasty tissue, were first immortalised with hTERT, the catalytic subunit of the telomerase holoenzyme, and engineered to express GFP and a puromycin resistance gene. These cells were coimplanted with MCF-7 human breast carcinoma cells expressing an activated ras oncogene (MCF-7-ras cells) into a mouse xenograft. After a period of incubation in vivo, the initially injected human mammary fibroblasts were extracted from the tumour xenografts on the basis of their puromycin resistance 11.
We observed that the resident human mammary fibroblasts have differentiated, adopting a myofibroblastic phenotype and acquired tumour-promoting properties during the course of tumour progression. Importantly, these cells, defined as exp-CAFs, closely mimic the tumour-promoting myofibroblastic phenotype of CAFs isolated from breast carcinomas dissected from patients. Our tumour xenograft-derived exp-CAFs therefore provide an effective model to study the biology of CAFs in human breast carcinomas. The described protocol may also be extended for generating and characterising various CAF populations derived from other types of human carcinomas.

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts CAFs from Human Mammary Fibroblasts

Carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) rich in myofibroblasts present within the tumour stroma, play a major role in driving tumour progression. We developed a coimplantation tumour xengraft model for experimentally generating CAFs from human mammary fibroblasts. The protocol describes how to establish CAF myofibroblasts that acquire an ability to promote tumourigenesis.

Generazione sperimentale di carcinoma-Associated fibroblasti (CAF) da fibroblasti umani mammari

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Induzione di Invasive Transitional cellulare Bladder Carcinoma in immunitario intatto umani MUC1 topi transgenici: un modello di sviluppo Immunoterapia

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live animal &#8211;&#160;particularly in sites with unique physiological and architectural qualities such as the brain. In vitro and ectopic models cannot account for features such as vasculature, blood brain barrier, metabolism, drug delivery and toxicity, and a host of other relevant factors. Orthotopic models have their limitations too, but with proper technique tumor cells of interest can be accurately engrafted into tissue that most closely mimics conditions in the human brain. By employing methods that deliver precisely measured volumes to accurately defined locations at a consistent rate and pressure, mouse models of human brain tumors with predictable growth rates can be reproducibly created and are suitable for reliable analysis of various interventions. The protocol described here focuses on the technical details of designing and preparing for an intracranial injection, performing the surgery, and ensuring successful and reproducible tumor growth and provides starting points for a variety of conditions that can be customized for a range of different brain tumor models.

The brain is a unique site with qualities that are not well represented by in vitro or ectopic analyses. Orthotopic mouse models with reproducible location and growth characteristics can be reliably created with intracranial injections using a stereotaxic fixation instrument and a low pressure syringe pump.

Creazione anatomicamente accurati e riproducibili intracranica xenotrapianti di tumori cerebrali umani

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane (CAM) Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and highly vascularized, making it an ideal system for tumor implantation. Furthermore, the CAM contains extracellular matrix proteins such as fibronectin, laminin, collagen, integrin alpha(v)beta3, and MMP-2, making it an attractive model to study tumor invasion and metastasis. Scientists have long taken advantage of the physiology of the CAM by using it as a model of angiogenesis. More recently, the CAM assay has been modified to work as an in vivo xenograft model system for various cancers that bridges the gap between basic in vitro work and more complex animal cancer models. The CAM assay allows for the study of tumor growth, anti-tumor therapies, and pro-tumor molecular pathways in a biologically relevant system that is both cost- and time-effective. Here, we describe the development of CAM xenograft model of hepatocellular carcinoma (HCC) with embryonic survival rates of up to 93% and reliable tumor take leading to growth of three-dimensional, vascularized tumors.

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane CAM Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) is immunodeficient and highly vascularized, making it a natural in vivo model of tumor growth and angiogenesis. In this protocol, we describe a reliable method of growing three-dimensional, vascularized hepatocellular carcinoma (HCC) tumors using the CAM assay.

Il<em&gt; In Ovo</em&gt; Chick corioallantoidea membrana (CAM) Saggio come un efficiente dello xenotrapianto Modello di carcinoma epatocellulare

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and ...

Th17 Inflammation Model of Oropharyngeal Candidiasis in Immunodeficient Mice

Oropharyngeal Candidiasis (OPC) disease is caused not only due to the lack of host immune resistance, but also the absence of appropriate regulation of infection-induced immunopathology. Although Th17 cells are implicated in antifungal defense, their role in immunopathology is unclear. This study presents a method for establishing oral Th17 immunopathology associated with oral candidal infection in immunodeficient mice. The method is based on reconstituting lymphopenic mice with in vitro cultured Th17 cells, followed by oral infection with Candida albicans (C. albicans). Results show that unrestrained Th17 cells result in inflammation and pathology, and is associated with several measurable read-outs including weight loss, pro-inflammatory cytokine production, tongue histopathology and mortality, showing that this model may be valuable in studying OPC immunopathology. Adoptive transfer of regulatory cells (Tregs) controls and reduces the inflammatory response, showing that this model can be used to test new strategies to counteract oral inflammation. This model may also be applicable in studying oral Th17 immunopathology in general in the context of other oral diseases.

Although Candida infection models are available to study host immune resistance, a model to study T cell mediated immunopathology in the context of Candida infection is absent. Here we describe a method to establish Th17 immunopathology associated with oral Candida infection in immunodeficient mice.

Th17 Infiammazione Modello di orofaringea candidosi in topi immunodeficienti

Oropharyngeal Candidiasis (OPC) disease is caused not only due to the lack of host immune resistance, but also the absence of appropriate regulation of ...

A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of cancer metastasis are still unclear. Animal models are essential for elucidating the mechanisms and for evaluating novel strategies for the treatment of metastatic cancers. Here, an in-depth description of a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model for exploring the mechanisms of metastasis of solid organ tumors is provided. The survival surgical implantation of BNL 1ME A.7R.1 mouse hepatocellular carcinoma cells directly into the liver (the organ of origin) of the inbred wild-type immune competent laboratory mouse strain, BALB/c is described. The success and reproducibility of this methodology recommends it for widespread use in elucidating the biological mechanisms of solid organ cancer metastasis.

A &quot;Patient-Like&quot; Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The metastatic spread of cancer is the major cause of cancer-related deaths. We provide an in-depth description of our survival surgery methodology for establishing a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model system for studying the mechanisms of metastasis in solid organ tumors.

A &quot;paziente-Like&quot; ortotopico Singenico modello murino della carcinoma epatocellulare Metastasi

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Sottocutanea angiotensina II per infusione con osmotica pompe Induce aortica aneurismi nei topi

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

L&#39;esaurimento delle cellule di topo da xenotrapianti tumorali umani migliora in modo significativo Analisi A valle delle cellule bersaglio

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Expression of Exogenous Cytokine in Patient-derived Xenografts via Injection with a Cytokine-transduced Stromal Cell Line

Patient-derived xenograft (PDX) mice are produced by transplanting human cells into immune deficient mice. These models are an important tool for studying the mechanisms of normal and malignant hematopoiesis and are the gold standard for identifying effective chemotherapies for many malignancies. PDX models are possible because many of the mouse cytokines also act on human cells. However, this is not the case for all cytokines, including many that are critical for studying normal and malignant hematopoiesis in human cells. Techniques that engineer mice to produce human cytokines (transgenic and knock-in models) require significant expense before the usefulness of the model has been demonstrated. Other techniques are labor intensive (injection of recombinant cytokine or lentivirus) and in some cases require high levels of technical expertise (hydrodynamic injection of DNA). This report describes a simple method for generating PDX mice that have exogenous human cytokine (TSLP, thymic stromal lymphopoietin) via weekly intraperitoneal injection of stroma that have been transduced to overexpress this cytokine. Use of this method provides an in vivo source of continuous cytokine production that achieves physiological levels of circulating human cytokine in the mouse. Plasma levels of human cytokine can be varied based on the number of stromal cells injected, and cytokine production can be initiated at any point in the experiment. This method also includes cytokine-negative control mice that are similarly produced, but through intraperitoneal injection of stroma transduced with a control vector. We have previously demonstrated that leukemia cells harvested from TSLP-expressing PDX, as compared to control PDX, exhibit a gene expression pattern more like the original patient sample. Together the cytokine-producing and cytokine-negative PDX mice produced by this method provide a model system that we have used successfully to study the role of TSLP in normal and malignant hematopoiesis.

Described here is a method for producing exogenous cytokine in patient-derived xenograft (PDX) mice via weekly intraperitoneal injection of a cytokine-transduced stromal cell line. This method broadens the utility of PDX and provides the option for transient or sustained exogenous cytokine delivery in a multitude of PDX models.

Espressione di citochine esogene in Xenografts derivati ​​da pazienti mediante iniezione con una linea cellulare stromalica trasdotta a citocina

Patient-derived xenograft (PDX) mice are produced by transplanting human cells into immune deficient mice. These models are an important tool for studying ...