This work is supported by the Joseph Alexander Foundation, the ASBMB Undergraduate Research Award, 2013-2014, and a Science Award Grant, Marymount Manhattan College, 2012-2013.

Note: Comportamento tutto il lavoro con le cellule e reagenti colture cellulari in un armadio biosicurezza di classe II (BSC) 9. Cellule MMT sono classificati come livello di biosicurezza io, in quanto rappresentano basso a moderato rischio biologico. Applicare le procedure di pulizia e decontaminazione propri del BSC tra usi (ad esempio, la luce ultravioletta, il 70% di etanolo pulire giù). 1. Crescere le cellule MMT <ol><li> Crescere cellule in 10 centimetri piastre di coltura tissutale contenente 10 ml di mezzi ricchi di nutrienti che si compone di Eagles Minimum Essential Medium (EMEM) integrato con 10% di siero fetale bovino (FBS), glutammina 2 mm e 1% contro funghi / antibiotici (10 unità di penicillina , 100 mg di streptomicina, 0,25 mg amfotericina B). Coltivare cellule in un umidificata al 5% camera di CO 2, a 37 ° C. Cellule piastra a una densità di 3,6 x 10 6 cellule / cm 2 (vedere il conteggio delle cellule al punto 2). </li><li> Sostituire la metà dei mezzi di coltura cellulare con mezzi freschi ogni 48 ore Unless altrimenti indicato. Verificare la vitalità cellulare e la morfologia di un esame con un microscopio ottico a contrasto di fase invertito. <ol><li> Nota e caratterizzare le cellule per le dimensioni, la struttura, la forma, l&#39;organizzazione e il numero stimato sotto a 100 - 200 ingrandimenti. A questa densità, le cellule devono apparire in un piano, non ragruppato uno sopra l&#39;altro e nelle immediate vicinanze. Ogni cella è costituita da una spessa, nucleo sferico con estensioni, sottili, lunghe ramo-come espansione da essa che vengono a un punto (vedi figura 1). </li></ol></li><li> Suddividere cellule quando raggiungono una densità cellulare di 7,2 x 10 6 cellule / cm 2. Le cellule mostrano un tasso di raddoppio di 1,8 x 10 6 cellule / cm 2 per 24 ore. Designare cellule Passage X (Px) per indicare il numero di volte in cui sono state suddivise. <ol><li> Alla generazione 3 (ossia, dopo tre passaggi, P3), il raccolto, Numero, e piastra le cellule su una piastra di coltura tissutale 24 bene ad una densità di 3,6 x 10 6 </sup&gt; cellule / cm 2. </li></ol></li><li> Vedi cellule ogni giorno e microfotografie digitali registrare. Nota e descrivere la morfologia delle cellule (ad esempio, dimensione, forma, luce proprietà riflettenti). Determinare cella raddoppio tempo contando le cellule regolarmente e relativo tempo trascorso al numero di cellulare. </li></ol> 2. Conta Cellule MMT Nota: Contare le celle per determinare se le cellule hanno bisogno di essere subcoltura, a creare per un esperimento o per determinare la vitalità cellulare. Ci sono due metodi qui presentati. <ol><li> Uso di un emocitometro, una tecnica standard per contare le cellule. <ol><li> Ottenere un emocitometro luminoso-line, una soluzione allo 0,2% del trypan colorante blu, un microscopio ottico composto, provette sterili, pipette e un contatore di cellule manuale. </li><li> Sotto il BSC, utilizzare una pipetta 10 ml per rimuovere le cellule da un 10 centimetri piatto di coltura di tessuti. Se le cellule sono coltivate su una piastra ben 24 usare una pipetta 1 ml o 1.000 micropipetta microlitri per rimuovere il supporto. </li><li&gt; Draw supporti cella nella pipetta, posizionare la punta della pipetta contro il fondo del piatto ed espellere il supporto mentre scorrere la punta della pipetta nella piastra. Ripeti 4-5 volte per aiutare a muovere le cellule, dissociarsi ciuffi e portare a una conta di cellule più accurato. </li><li> Posizionare la sospensione cellulare risultante in una provetta sterile da 15 ml (1 ml o micro centrifuga o altro tubo piccolo volume). In caso contrario, lasciare le cellule nella piastra di coltura tissutale originale / bene. </li><li> Sotto il BSC, unire 10 ml di sospensione cellulare con 10 ml di soluzione di blu di trypan (rapporto 1: 1) in una microcentrifuga non-sterile o altro tubo piccolo volume. Nota: blu Trypan è una colorazione vitale che non viene assorbito dalle cellule vitali sane. Quando le cellule sono danneggiate o morti, blu trypan possono entrare nella cellula permettendo cellule morte da contare (aka tingere metodo di esclusione). Pertanto al microscopio, le cellule morte appaiono viola scuro, mentre le cellule vitali sono un luminoso e di colore chiaro. </li><li> Covarea temperatura ambiente per 5 min. </li><li> Posizionare il vetrino sul emocitometro. Applicare 10 ml di miscela di sospensione di cellule blu trypan nella scanalatura. Visualizza il emocitometro a 100 - 200 ingrandimenti. Una griglia di quattro angolo è evidente (vedi figura 2). </li><li> Contare il numero di cellule vitali (senza macchia) contro cellule totali in ogni area grigliata. Calcolare la media dei quattro griglie e moltiplicare per 1 x 10 4 per ottenere cellule / ml. <ol><li> Estrapolare il numero totale di cellule per piatto (o cellule / cm 2). Utilizzare questo numero per determinare sia il corretto volume della sospensione cellulare da utilizzare per inizializzare una nuova piastra di coltura tissutale alla densità desiderata di 3,6 x 10 6 cellule / cm 2 o determinare il numero totale di cellule vitali sul piatto o nel pozzo. Nota: Per ulteriori indicazioni sull&#39;impiego di un emocitometro, vedere 10. </li></ol></li></ol></li><li> Utilizzare il software e una fotocamera digitale per contare le cellule vitali. <ol><li> Ottenere una difotocamera gital, il suo software di accompagnamento, una soluzione 0,4% del trypan colorante blu, un microscopio ottico composto, provette sterili, pipette e un computer. Nota: Una fotocamera digitale Moticam 2.000 con accompagnamento Motic software è impiegato qui. Ogni fotocamera e del software comparabili dovrebbero essere sufficienti. Verificare che il software della fotocamera digitale è stato calibrato in anticipo (secondo il protocollo del produttore). </li><li> Sotto il BSC, utilizzare una pipetta 1 ml o 1.000 microlitri micropipetta di rimuovere il supporto da parte delle cellule MMT che crescono in un 24 ben piatto di coltura di tessuti. Lavare le cellule aderenti applicando delicatamente una piccola quantità (circa 500 ml) di un-integrato (ovvero, EMEM senza supplementi) mezzi freschi al piatto poi rimuoverlo. Applicare 10 ml di 0,2% trypan blu (fatta diluendo 1: 1 con un-integrato EMEM) direttamente al pozzo. </li><li> Incubare la piastra a temperatura ambiente per 5 minuti. </li><li> Osservando la lastra sotto il microscopio a 100 - 200 ingrandimenti won una fotocamera digitale collegata. Piatto può essere lavato con i media non integrate se colorazione con 2% trypan blu è troppo scura. </li><li> Aprire il software sul computer un ND verificare che il software è calibrato per l&#39;obiettivo utilizzato tramite la scheda Impostazioni. Dovrebbe apparire Un&#39;immagine del FOV. </li><li> Selezionare la griglia dalla scheda Misura. Circa apparirà 0,005 centimetri di larghezza Una griglia di quadrati. Selezionare Griglia Info per confermare l&#39;area di ogni quadrato. </li><li> Scegli una determinata area di griglia per contare le celle (cioè, 5 piazze x 9 quadrati). Selezionare Rettangolo dalla scheda Misura. Fare clic sull&#39;angolo di un quadrato e trascinate il cursore per comprendere le piazze di scelta. Nota: Una tonalità di verde coprirà piazze di scelta e apparirà in un angolo che fornisce la larghezza, l&#39;altezza, zona una scatola bianca, e il perimetro della sezione della griglia scelta (vedere Figura 3). </li><li> Contare il numero di viabLe cellule all&#39;interno dell&#39;area determinata. Fare lo stesso per altre due località dello stesso bene o piatto spostando il piatto sotto il microscopio. </li><li> Assicurarsi che l&#39;area misurata è la stessa e l&#39;ingrandimento non è cambiata. Calcolare il numero medio di cellule vitali all&#39;interno dell&#39;area. Utilizzando la zona del pozzo (per una piastra ben 24, un pozzetto ha una superficie di 2 cm 2, per un 100 mM piatto zona è 78,6 centimetri 2), estrapolare il numero di cellule vitali dalla zona delimitata nella griglia per il numero totale di cellule all&#39;interno del pozzo (cellule / cm 2). </li></ol></li></ol> 3. il trattamento di cellule MMT con agenti anti-proliferativi <ol><li> Preparare le soluzioni degli agenti selezionati anti-proliferative terapeutici (tamoxifene, la curcumina e metformina) e droga opzionale, aspirina sotto il BSC. <ol><li> Sciogliere curcumina e tamoxifene in 100% di etanolo per generare una concentrazione scorta di 27 mm. Sciogliere metformina e aspirina in unsupplemented EMEM per generare una concentrazione magazzino di 500 mm e 15 mm rispettivamente. </li></ol></li><li> Stabilire una risposta alla dose. <ol><li> Trattare cellule MMT con i tre agenti anti-proliferativi terapeutici (tamoxifene, la curcumina e metformina) e droga opzionale (aspirina) a diverse concentrazioni per 96 ore per generare una curva dose-risposta. Inizialmente amministrare tutti i farmaci in un intervallo di concentrazioni basati su rapporti pubblicati 1,11-16 e poi a concentrazioni maggiori o minori di quelli pubblicati. Nota: una dose risposta determina la concentrazione minima di un farmaco necessaria per produrre i risultati desiderati. Qui il risultato desiderato è una riduzione della proliferazione cellulare rispetto al controllo. <ol><li> Per tamoxifene e curcumina, utilizzare concentrazioni (e volumi corrispondenti) di 0,054 mm (1 ml), 0.108 mm (2 ml), 0.162 mm (3 ml) e 0.216 mm (4 pl). </li><li> Per la metformina, utilizzare concentrazioni (e volumi corrispondenti) di 2 mm (2 microlitri), 4 mm (4 pl), 6 mm (6 pl), 8 mm (8 ml) e 10 mm (10 ml). </li><li> Per l&#39;aspirina, utilizzare concentrazioni (e volumi corrispondenti) di 0,030 mm (1 ml), 0,060 mm (2 ml), 0.099 mm (3,3 ml), 0.150 mm (5 ml), e 0.216 mm (6,7 ml). </li></ol></li><li> Split cellule MMT dal piatto 10 centimetri su una piastra 24 pozzetti ad una concentrazione di 3,6 x 10 6 cellule / cm 2. Calcolare la concentrazione cellulare iniziale con entrambi i metodi di conteggio cellulare (Fase 2). Chiamare questo nuovo piatto 24 bene di cellule &quot;Giornata Split&quot;. </li><li> 24 ore dopo la placcatura delle cellule, trattare le cellule MMT con ciascuno dei agenti terapeutici anti-proliferativa, tamoxifene, la curcumina, metformina e aspirina, alle concentrazioni descritti nel passaggio 3.2.1. Fare riferimento a questo come &quot;giorno 0&quot;. <ol><li> Come ogni bene può contenere un massimo di 500 ml di mezzi di comunicazione, l&#39;uso Micropipette con punte micropipetta sterile e una nuova punta ogni volta che un nuovo pozzo è trattato per evitare crcontaminazione oss. Utilizzare due pozzi come controlli: cellule coltivate in assenza di qualsiasi trattamento farmacologico (controllo negativo) e le cellule cresciute in presenza di 100% di etanolo (controllo solvente). </li></ol></li><li> Crescere le cellule e ri-somministrare farmaci alle concentrazioni descritte quando le cellule vengono alimentati a giorni alterni (vedere il punto 1.2) per 96 ore (fino al 4 ° giorno) nei giorni di 1 -. 4 di trattamento, osservare le cellule al microscopio e contare utilizzo il metodo nel passaggio 2.2 (vedi figura 4). </li><li> Ripetere l&#39;esperimento almeno tre volte. </li><li> Determinare la concentrazione ottimale di ciascun farmaco rappresentando graficamente la relazione tra la vitalità cellulare e dosaggio del farmaco sulla durata dell&#39;esperimento (vedere Figura 5). </li></ol></li><li> Stabilire un corso a tempo. <ol><li> Trattare cellule MMT con i tre agenti terapeutici anti-proliferative (tamoxifene, la curcumina e metformina) ad una concentrazione fisso per vari periodi di tempo. Utilizzare il identif concentrazione ottimaleied attraverso esperimenti Dose Response (vedi punto 3.2). <ol><li> Utilizzare i seguenti concentrazioni: 0,216 tamoxifene mM, la curcumina 0.216 mM e metformina 10 mm. Nota: Un corso tempo determina la quantità di tempo necessario per un farmaco per produrre il risultato desiderato ottimale. Qui, il risultato desiderato è una riduzione della proliferazione cellulare rispetto al controllo. </li></ol></li><li> Split cellule MMT dal piatto 10 centimetri su una piastra 24 pozzetti ad una concentrazione di 3,6 x 10 6 cellule / cm 2. Calcolare la concentrazione cellulare iniziale con entrambi i metodi di conteggio cellulare (Fase 2). Chiamare questo nuovo piatto 24 bene di cellule &quot;Giornata Split&quot;. </li><li> 24 ore dopo la placcatura delle cellule, trattare le cellule MMT con ciascuno dei agenti terapeutici anti-proliferativa, tamoxifene, la curcumina, metformina e aspirina, alle concentrazioni ottimali individuate nella Fase 3.2. Fare riferimento a questo come &quot;giorno 0&quot;. <ol><li> Come ogni bene può contenere un massimo di 500 ml di media, noie Micropipette con punte micropipetta sterile e una nuova punta ogni volta che un nuovo pozzo è trattato per evitare la contaminazione incrociata. </li><li> Utilizzare due pozzi come controlli: cellule coltivate in assenza di qualsiasi trattamento farmacologico (controllo negativo) e le cellule cresciute in presenza di 100% di etanolo (controllo solvente). </li></ol></li></ol></li><li> Crescere le cellule e ri-somministrare farmaci alla concentrazione desiderata, quando le cellule vengono alimentati a giorni alterni (vedere il punto 1.2) per 96 ore (fino al 4 ° giorno). Nei giorni 1 - 4 di trattamento, osservare le cellule al microscopio e contare con il metodo nel passaggio 2.2 (vedere Figura 4). </li><li> Ripetere l&#39;esperimento almeno tre volte. </li><li> Determinare il tempo di esposizione ottimale delle cellule MMT per ciascun farmaco rappresentando graficamente la relazione tra la vitalità cellulare e la lunghezza (tempo) di trattamento farmacologico alla concentrazione desiderata (vedere Figura 6). </li></ol> 4. Il modulo Lab Nota: Il seguente è un giorno 5pianificazione laboratorio per il modulo laboratorio. figura 7 è un diagramma di flusso di ciò che il programma comporterebbe nei 5 giorni. Per questa attività da completare in cinque giorni è generato un ciclo di tempo o una curva dose-risposta. Non c&#39;è il tempo sufficiente per generare entrambe le curve. Un esperimento risposta alla dose è descritto di seguito. Un esperimento decorso è facilmente intercambiabile <ol><li> Dividere la classe in gruppi: un gruppo ha stabilire una dose risposta e l&#39;altro corso una volta scelta una concentrazione nel mezzo delle concentrazioni dose-risposta proposti. <ol><li> Mantenere le culture e le scorte di farmaci sufficienti a concentrazioni appropriate. Se non diversamente specificato, eseguire tutti i lavori sotto il BSC. </li></ol></li><li> Giorno 1 <ol><li> Studenti diretti a rendere i media e crescere le cellule (come al punto 1). </li><li> Come studenti ottengono uno stock di cellule MMT su una piastra 10 cm dirigere gli studenti di prepararsi terreni di coltura cellulare e dare un tutorial nell&#39;uso del hemocytometer, microscopia digitale e il software microscopio fotocamera digitale (come al punto 2). </li><li> Calibrare il software agli obiettivi utilizzati sul microscopio (ad esempio, 4X, 10X, 20X) ora utilizzando il protocollo del produttore. </li></ol></li><li> Day 2 <ol><li> Invita gli studenti confermano numero totale delle cellule e la vitalità cellulare (come al punto 2). </li><li> Gli studenti a contare le cellule sul piatto 100 millimetri utilizzando sia il software microscopia e metodi emocitometro, per confermare si ottengono risultati simili. </li><li> Studenti diretti a ottenere un 24 piatto e split e cellule dal piatto 100 millimetri ai 24 pozzetti per l&#39;avvio densità di placcatura cellulare desiderato (come al punto 1). Questo è considerato giorno Spalato. Posizionare la piastra a 24 pozzetti in un incubatore di coltura cellulare per 24 ore. </li></ol></li><li> 3 ° giorno <ol><li> Crescere cellule MMT per 24 ore su una piastra ben 24. Chiedere agli studenti di osservare le cellule sotto il microscopio e contano utilizzando il software microscopio (come al punto 2). </li><li> Dare allo studente / teSono esempi di scorte di farmaci di trattamento del cancro. Avere a prepararsi e diluire la soluzione madre originale (come al punto 3). Aggiungere le varie concentrazioni dei farmaci nelle loro celle per stabilire una curva dose-risposta. Questo si chiama Giorno 0. </li><li> Incubare le cellule (passo 1,2) con i farmaci per massimo di 48 ore. </li></ol></li><li> Giorno 4 <ol><li> Chiedere agli studenti di osservare cellule trattate dopo 24 ore. Questo è il giorno 1. </li><li> Contare ciascun pozzetto utilizzando il software microscopia. Fotografie record di ogni bene in modo che il conteggio possono essere condotte al di fuori del laboratorio (come al punto 2). </li><li> Incubare le cellule (passo 1,2) con i farmaci per altre 24 ore. Nota: Istruttore fornisce esercitazioni supplementari e le opinioni di analisi dei dati e presentazione grafica. Gli studenti imparano a creare figure, grafici e analisi statistiche per il giorno successivo della raccolta dei dati. </li></ol></li><li> 5 ° giorno <ol><li> Hanno studenti cellule trattate dopo 48 ore, Giorno 2. </li><li> Contare ognibene con il software microscopia. Fotografie record di ogni bene in modo che il conteggio possono essere condotte al di fuori del laboratorio (come al punto 2). </li><li> Harvest e raccogliere le cellule per il conteggio con il metodo emocitometro tradizionale come mezzo per verificare la capacità studente utilizzare efficacemente il metodo software microscopia (step 2). Nota: Raccogliere i dati e trarre conclusioni o rivedere le ipotesi, di conseguenza. </li></ol></li></ol>

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Gli autori hanno ricevuto alcun sostegno finanziario o comparabili da Motic.

Un modulo laboratorio è presentato che si propone di insegnare una varietà di argomenti in biologia cellulare attraverso le tecniche avanzate di coltura delle cellule animali. Il modulo realizza questo analizzando gli effetti di una serie di sostanze chimiche antiproliferativi sulla replicazione di cellule che modello di cancro al seno umano. Il saggio primario si basa sulla tecnica fondamentale del conteggio delle cellule e introduce un nuovo modo per contare le cellule usando il software microscopia. Le attività ch...

Spesso in corsi di biologia generale, di laurea, i temi della regolazione del ciclo cellulare e cancro sono toccati, ma non approfondite in particolare perché l&#39;ampiezza del contenuto di questi corsi lascia poco tempo per la profondità. Inoltre, gli studenti di biologia universitari in genere non sono esposti alle tecniche avanzate associate a colture cellulari animali. Per aiutare gli studenti a sviluppare una più profonda comprensione di questi concetti, durante l&#39;applicazione e l&#39;analisi di ciò che hanno imparato, una attività di laboratorio è stato sviluppato come una modifica del Walter Reed Army Institute di Ricerca (WRAIR) ha esteso l&#39;attività di laboratorio 1. Il modulo laboratorio utilizza una strategia di sperimentazione graduale che include crescere e caratterizzare un modello di cellula tumorale, lo sviluppo e l&#39;esecuzione di metodi di conteggio delle cellule, che stabilisce decorso ottimale e dosaggi per il trattamento di cellule con agenti anti-proliferativi, e individuando percorsi di segnalazione cellulare aberranti . L&#39;esperimento consente inoltre apertoRichiesta -ended. La maggior parte delle tecniche necessarie per questa attività può essere realizzato in un tipico laboratorio di biologia insegnamento. L&#39;attività inizia con gli studenti che caratterizzano il tasso di morfologia e di crescita della linea di cellule tumorali del mouse mammaria (MMT), un modello per il cancro al seno umano 2. Il cancro al seno è stato scelto come modello di cancro a causa della sua prevalenza nella popolazione, la conoscenza di studenti universitari età, ed i dati diffusi disponibili. La linea cellulare MMT è stato appositamente selezionato perché è facilmente ottenibile, ben caratterizzato, ha un tempo di raddoppio breve ed è facile da coltivare. Inoltre, le cellule MMT sono estrogeno-dipendente, che è in linea con la maggior parte dei tumori al seno femminile. Gli studenti poi identificare i percorsi di segnalazione cellulare aberrante nelle cellule MMT trattando le cellule con farmaci chemioterapici cui meccanismo d&#39;azione è ben established.The concentrazione dei farmaci e la lunghezza dei trattamenti sono variati consentendo agli studentiper valutare l&#39;effetto di queste variabili sul tasso di divisione cellulare. Il test chiave per questa attività è la determinazione della vitalità cellulare, che richiede semplicemente il conteggio delle cellule, utilizzando uno dei due metodi. Ogni metodo dipende forti competenze microscopia. Gli studenti di determinare la vitalità cellulare, utilizzando un normale metodo emocitometro e un metodo photomicroscopy romanzo e propongono. Sulla base dei loro risultati, che possono proporre e testare le modifiche all&#39;attività. Gli studenti poi rappresentano i loro dati e interpretare i risultati per perfezionare la loro ipotesi e mettere a punto nuove strategie sperimentali. Questa attività di laboratorio è adatto per matricole o livello sophomore studenti, la specializzazione in scienze biologiche. Si è condensato in un modulo di laboratorio di una settimana che può essere completato in un primo anno, biologia generale e secondo anno, cellulare / molecolare corso di biologia. Competenze necessarie per il corretto completamento dell&#39;attività includono aritmetica di base e algebra, la familiarità con una serie di ccompetenze di laboratorio minerale (per esempio, pipettaggio, fabbricazione soluzione tecnica sterile), l&#39;analisi dei dati, la microscopia ottica e la gestione del tempo di base, insieme con la conoscenza istruttore di coltura cellulare e software del foglio elettronico. Reagenti richiesti comprendono un modello linea di cellule animali per il cancro (ad esempio, il mouse mammari cellule tumorali, MMT 2), agenti chemioterapici (ad esempio, il tamoxifene, la curcumina, la metformina, e aspirina), trypan blu cultura e di cellule di supporto (ad esempio, Minimum Essential Medium dell&#39;Aquila ; EMEM) con i supplementi adeguati (per esempio, a cavallo dei donatori e siero fetale bovino). Gli strumenti necessari sono un microscopio invertito luce con attacco fotocamera digitale, computer, 100 mm e 24 piastre di coltura dei tessuti e, di CO 2 incubatore (o equivalente), armadio biosicurezza (BSC; classe II), emocitometro, e il software di microscopia digitale. Ci sono buoni esempi di specifiche attività di laboratorio che si basano su colture cellulari animali a Teacstudenti universitari h sui concetti di biologia cellulare 3. Tuttavia molti richiedono forniture o tecniche che non sono facilmente accessibili (ad esempio, gli isotopi radioattivi, tessuti di animali vivi, attrezzature avanzate di imaging 1,4,5), descrivono i protocolli che sono abbastanza avanzati (ad esempio, adatto per un corso di 400 livello 6), o richiedere più settimane o semestre progetti lunghi 6,7. L&#39;attività di laboratorio qui descritto è semplice e può essere effettuata in una sola settimana, con apparecchiature di laboratorio comune. In sintesi, questo modulo laboratorio introduce efficacemente o rafforza i concetti di ciclo cellulare, vie di segnalazione cellulare e cancro, mentre l&#39;insegnamento delle competenze di laboratorio di base e avanzate, analisi dei dati sperimentali, il metodo di coltura delle cellule animali e il processo scientifico. Il modulo di laboratorio è semplice ed economicamente accessibile e offre sia la flessibilità e opportunità per l&#39;inchiesta a tempo indeterminato. L&#39;attività incoraggia la creatività degli studentifornendo una strategia sperimentale modello che funge da guida, ma non una ricetta. Ancora più importante, l&#39;attività soddisfa tutti i domini di apprendimento di Blooms Tassonomia 8 come si richiede a ricordare, la comprensione, l&#39;applicazione, l&#39;analisi, la valutazione e la creazione coinvolgendo gli studenti in un processo che li tira fuori del libro di testo e nel mondo della ricerca scientifica.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Tissue Culture Hood</td>
			<td>ESCO Labculture Reliant</td>
			<td></td>
			<td>Class II Type A2 Biological Safety Cabinet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Waterjactor CO2 Incubator</td>
			<td>CEDCO</td>
			<td>Model 1510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bright-line Hemocytometer</td>
			<td>American Optical</td>
			<td></td>
			<td>with two separate grids</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motic Images Plus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mac OSX Verison 2.0 or higher</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilson Pipetman</td>
			<td>Rainin instrument co. inc</td>
			<td></td>
			<td>P-20D, P-200D, P-1000D</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CK30/CK40 Culture Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td>4 objective inverted light microscope with camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 uL Pipet tips</td>
			<td>MidSci</td>
			<td>40200C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 uL Pipet tips</td>
			<td>MidSci</td>
			<td>AVR4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL Seriological Pipets</td>
			<td>TPP</td>
			<td>TP94010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well plates</td>
			<td>CoStar- Tissue Culture Cluster</td>
			<td align="right">3524</td>
			<td>24 wells, 16 mm well diameter, Radiation sterilized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue Solution 0.4%</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8154</td>
			<td>100 mL, cell culture tested non-haz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bright-line Hemacytometer replacement coverslip, non-haz</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>Z375357</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Mammary Tumor(MMT) cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eagle Minimum Essentail Medium (EMEM)</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>30-2003</td>
			<td>500 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0926</td>
			<td>500 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meformin Hydrochloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>PHR1084</td>
			<td>500 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tamoxifen</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T5648</td>
			<td>white or white-yellow powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curmumin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C1386</td>
			<td>yellow-orange powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A2093</td>
			<td>meets USP testing specifications</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using mouse mammary tumor cells to teach core biology concepts: a simple lab module

Undergraduate biology students are required to learn, understand and apply a variety of cellular and molecular biology concepts and techniques in preparation for biomedical, graduate and professional programs or careers in science. To address this, a simple laboratory module was devised to teach the concepts of cell division, cellular communication and cancer through the application of animal cell culture techniques. Here the mouse mammary tumor (MMT) cell line is used to model for breast cancer. Students learn to grow and characterize these animal cells in culture and test the effects of traditional and non-traditional chemotherapy agents on cell proliferation. Specifically, students determine the optimal cell concentration for plating and growing cells, learn how to prepare and dilute drug solutions, identify the best dosage and treatment time course of the antiproliferative agents, and ascertain the rate of cell death in response to various treatments. The module employs both a standard cell counting technique using a hemocytometer and a novel cell counting method using microscopy software. The experimental procedure lends to open-ended inquiry as students can modify critical steps of the protocol, including testing homeopathic agents and over-the-counter drugs. In short, this lab module requires students to use the scientific process to apply their knowledge of the cell cycle, cellular signaling pathways, cancer and modes of treatment, all while developing an array of laboratory skills including cell culture and analysis of experimental data not routinely taught in the undergraduate classroom.

Crescere cellule MMT e confrontando metodi di conteggio. Cellule tumorali mammarie di topo furono cresciuti e caratterizzati con successo (Figura 1) e un metodo di conteggio cellulare romanzo sviluppato utilizzando Motic Software, un programma software della fotocamera associata digitale per microscopio. Questo nuovo metodo di conteggio delle cellule è stato confrontato con un metodo di conteggio tradizionale utilizzando un emocitometro (Figura 2) ...

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Using Mouse Mammary Tumor Cells to Teach Biology Concepts | Biology | Video

Using Mouse Mammary Tumor Cells to Teach Core Biology Concepts: A Simple Lab Module

A feasible laboratory module for biology undergraduates that explores advanced cellular and molecular concepts using animal cell culture is described. Students grow, characterize and manipulate a breast cancer cell model by exposure to chemotherapy agents. Cell viability is assayed through cell counting using both a standard and novel method.

Utilizzando il mouse cellule tumorali mammarie per insegnare concetti di biologia di base: un modulo di laboratorio semplice

Undergraduate biology students are required to learn, understand and apply a variety of cellular and molecular biology concepts and techniques in ...

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12.8K Views.  Marymount Manhattan College. A feasible laboratory module for biology undergraduates that explores advanced cellular and molecular concepts using animal cell culture is described. Students grow, characterize and manipulate a breast cancer cell model by exposure to chemotherapy agents. Cell viability is assayed through cell counting using both a standard and novel method.

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Visualizing Antigen Specific CD4+ T Cells using MHC Class II Tetramers

Major histocompatibility complex (MHC) class II tetramers allow the direct visualization of antigen specific CD4+ T cells by flow cytometry.  This method relies on the highly specific interaction between peptide loaded MHC and the corresponding T-cell receptor.  While the affinity of a single MHC/peptide molecule is low, cross-linking MHC/peptide complexes with streptavidin increases the avidity of the interaction, enabling their use as staining reagents.  Because of the relatively low frequencies of CD4+ T cells (~1 in 300,000 for a single specificity) this assay utilizes an in vitro amplification step to increase its threshold of detection.  Mononuclear cells are purified from peripheral blood by Ficoll underlay.  CD4+ cells are then separated by negative selection using biotinylated antibody cocktail and anti-biotin labeled magnetic beads.  Using adherent cells from the CD4- cell fraction as antigen presenting cells, CD4+ T cells are expanded in media by adding an antigenic peptide and IL-2.  The expanded cells are stained with the corresponding class II tetramer by incubating at 37 C for one hour and subsequently stained using surface antibodies such as anti-CD4, anti-CD3, and anti-CD25.  After labeling, the cells can be directly analyzed by flow cytometry.  The tetramer positive cells typically form a distinct population among the expanded CD4+ cells.  Tetramer positive cells are usually CD25+ and often CD4 high.  Because the level of background tetramer staining can vary, positive staining results should always be compared to the staining of the same cells with an irrelevant tetramer.  Multiple variations of this basic assay are possible.  Tetramer positive cells may be sorted for further phenotypic analysis, inclusion in ELISPOT or proliferation assays, or other secondary assays.  Several groups have also demonstrated co-staining using tetramers and either anti-cytokine or anti-FoxP3 antibodies.  

This procedure demonstrates the purification and in vitro expansion of antigen specific CD4+ T cells from whole peripheral blood and their visualization using MHC class II tetramers. Tetramers permit the direct visualization of T cells with a single antigen specificity and defined MHC class II restriction.

CD4 + antigene specifico visualizzando cellule T con MHC di classe II tetrameri

Major histocompatibility complex (MHC) class II tetramers allow the direct visualization of antigen specific CD4+ T cells by flow cytometry.  This method ...

Ricerca

Biologia

Mouse Mammary Epithelial Cells form Mammospheres During Lactogenic Differentiation

A phenotypic measure commonly used to determine the degree of lactogenic differentiation in mouse mammary epithelial cell cultures is the formation of dome shaped cell structures referred to as mammospheres 1. The HC11 cell line has been employed as a model system for the study of regulation of mammary lactogenic differentiation both in vitro and in vivo 2. The HC11 cells differentiate and synthesize milk proteins in response to treatment with lactogenic hormones. Following the growth of HC11 mouse mammary epithelial cells to confluence, lactogenic differentiation was induced by the addition of a combination of lactogenic hormones including dexamethasone, insulin, and prolactin, referred to as DIP. The HC11 cells induced to differentiate were photographed at times up to 120 hours post induction of differentiation and the number of mammospheres that appeared in each culture was enumerated. The size of the individual mammospheres correlates with the degree of differentiation and this is depicted in the images of the differentiating cells.

HC11 lactogenic differentiation can be characterized by the formation of domed structures referred to as mammospheres. The structures can be enumerated by phase contrast microscopy to aid in quantifying lactogenic differentiation.

Topo cellule epiteliali mammarie forma Mammospheres durante la differenziazione lattogenica

A phenotypic measure commonly used to determine the degree of lactogenic differentiation in mouse mammary epithelial cell cultures is the formation of ...

Mammary Epithelial Transplant Procedure

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, followed by the mammary epithelial transplant procedure. The mammary transplant procedure is widely used by mammary biologists because it takes advantage of the fact that significant development of the mammary epithelium doesn't occur until after puberty. At 3 weeks of age, growth of the mammary epithelial tree is confined to the vicinity of the nipple and the fat pad is largely devoid of mammary epithelium, but by 7 weeks of age the epithelial ductal tree extends throughout the entire fat pad. Therefore, if this small portion of the fat pad containing epithelium, the region between the nipple and the lymph node, is removed at 3 weeks of age, the endogenous epithelium will never populate the mammary fat pad and the fat pad is described as "cleared". At this time, mammary epithelium from another source can be transplanted in the cleared fat pad where it has the potential to extend mammary ductal trees through out the fat pad. This procedure has been utilized in many experimental models including the examination of tumor phenotype in transgenic mammary epithelial tissue without the confounding effects of genotype on the entire animal3, in the identification of mammary stem cells by transplanting cells in limited dilution4,5, determining if hyperplastic nodules proceed to mammary tumors6, and to assess the effect of prior hormone exposure on the behavior of the mammary epithelium7,8.
Three week old host mice are anesthetized, cleaned and restrained on a surgical stage. A mid-sagittal incision is made through the skin, but not the peritoneum, extending from the pubis to the sternum. Oblique cuts are made through the skin from the mid-sagittal incision across the pelvis toward each leg. The skin is pulled away from the peritoneum to expose the 4th inguinal mammary gland. The fat pad is cleared by removing the fat pad tissue anterior to the lymph node. Epithelium fragments or epithelial cells are transplanted into the remaining cleared fat pad and the mouse is closed.

This article demonstrates the procedure developed by DeOme KB et al. (1959) and the sparing procedure developed by Brill B et al. (2008) for clearing the 4th inguinal mammary fat pad of a pubescent mouse in preparation for transplantation of mammary fragments, mammary epithelial cells, or mammary tumor cells.

Procedura di trapianto epiteliali mammarie

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, ...

Flow Cytometry Purification of Mouse Meiotic Cells

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the unique differentiation programs that are manifest during meiosis. Two principal methods have been developed to purify, to varying degrees, various meiotic fractions from both adult and immature animals: elutriation or Staput (sedimentation) using BSA and/or percoll gradients. Both of these methods rely on cell size and density to separate meiotic cells1-5. Overall, except for few cell populations6, these protocols fail to yield sufficient purity of the numerous meiotic cell populations that are necessary for detailed molecular analyses. Moreover, with such methods usually one type of meiotic cells can be purified at a given time, which adds an extra level of complexity regarding the reproducibility and homogeneity when comparing meiotic cell samples.
Here, we describe a refined method that allows one to easily visualize, identify, and purify meiotic cells, from germ cells to round spermatids, using FACS combined with Hoechst 33342 staining7,8. This method provides an overall snapshot of the entire meiotic process and allows one to highly purify viable cells from most stage of meiosis. These purified cells can then be analyzed in detail for molecular changes that accompany progression through meiosis, for example changes in gene expression9,10and the dynamics of nucleosome occupancy at hotspots of meiotic recombination11.

An efficient method to obtain highly purified viable meiotic fractions from mouse testis is described, which combines a refined cell dissociation protocol with fluorescent activated cell sorting (FACS). This method takes advantage of differences in the DNA content and nuclear density of discrete meiotic fractions.

Purificazione Citometria a flusso di cellule di topo Meiotic

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the ...

Isolation of Immune Cells from Primary Tumors

Tumors create a unique immunosuppressive microenvironment (tumor microenvironment, TME) whereby leukocytes are recruited into the tumor by various chemokines and growth factors 1,2. However, once in the TME, these cells lose the ability to promote anti-tumor immunity and begin to support tumor growth and down-regulate anti-tumor immune responses 3-4. Studies on tumor-associated leukocytes have mainly focused on cells isolated from tumor-draining lymph nodes or spleen due to the inherent difficulties in obtaining sufficient cell numbers and purity from the primary tumor. While identifying the mechanisms of cell activation and trafficking through the lymphatic system of tumor bearing mice is important and may give insight to the kinetics of immune responses to cancer, in our experience, many leukocytes, including dendritic cells (DCs), in tumor-draining lymph nodes have a different phenotype than those that infiltrate tumors 5,6 . Furthermore, we have previously demonstrated that adoptively-transferred T cells isolated from the tumor-draining lymph nodes are not tolerized and are capable of responding to secondary stimulation in vitro unlike T cells isolated from the TME, which are tolerized and incapable of proliferation or cytokine production 7,8. Interestingly, we have shown that changing the tumor microenvironment, such as providing CD4+ T helper cells via adoptive transfer, promotes CD8+ T cells to maintain pro-inflammatory effector functions 5. The results from each of the previously mentioned studies demonstrate the importance of measuring cellular responses from TME-infiltrating immune cells as opposed to cells that remain in the periphery. To study the function of immune cells which infiltrate tumors using the Miltenyi Biotech isolation system9, we have modified and optimized this antibody-based isolation procedure to obtain highly enriched populations of antigen presenting cells and tumor antigen-specific cytotoxic T lymphocytes. The protocol includes a detailed dissection of murine prostate tissue from a spontaneous prostate tumor model (TRansgenic Adenocarcinoma of the Mouse Prostate -TRAMP) 10 and a subcutaneous melanoma (B16) tumor model followed by subsequent purification of various leukocyte populations.

In this report, we describe a protocol for isolating highly purified populations of leukocytes that infiltrate tumors. This protocol is adapted from the Miltenyi Biotech protocol to enhance yield and purity for isolating cells from complex tumor tissue.

Isolamento di cellule immunitarie di tumori primari

Tumors create a unique immunosuppressive microenvironment (tumor microenvironment, TME) whereby leukocytes are recruited into the tumor by various ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

Generazione di topi derivati ​​da cellule staminali pluripotenti indotte

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Intraductal Injection for Localized Drug Delivery to the Mouse Mammary Gland

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of genes within the mammary epithelium has been difficult to achieve due to the lack of appropriate targeting molecules that are independent of developmental stages such as pregnancy and lactation. Herein, we describe a technique for localized delivery of reagents to the mammary gland at any stage in adulthood via intraductal injection into the nipples of mice. The injections can be performed on live mice, under anesthesia, and allow for a non-invasive and localized drug delivery to the mammary gland. Furthermore, the injections can be repeated over several months without damaging the nipple. Vital dyes such as Evans Blue are very helpful to learn the technique. Upon intraductal injection of the blue dye, the entire ductal tree becomes visible to the eye. Furthermore, fluorescently labeled reagents also allow for visualization and distribution within the mammary gland. This technique is adaptable for a variety of compounds including siRNA, chemotherapeutic agents, and small molecules.

A protocol for the non-invasive intraductal delivery of aqueous reagents to the mouse mammary gland is described. The method takes advantage of localized injection into the nipples of mammary glands targeting mammary ducts specifically. This technique is adaptable for a variety of compounds including siRNA, chemotherapeutic agents and small molecules.

Iniezione intraduttale per Localizzato Drug Delivery per il mouse ghiandola mammaria

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of ...

In vivo Reprogramming of Adult Somatic Cells to Pluripotency by Overexpression of Yamanaka Factors

Induced pluripotent stem (iPS) cells that result from the reprogramming of somatic cells to a pluripotent state by forced expression of defined factors are offering new opportunities for regenerative medicine. Such clinical applications of iPS cells have been limited so far, mainly due to the poor efficiency of the existing reprogramming methodologies and the risk of the generated iPS cells to form tumors upon implantation.
We hypothesized that the reprogramming of somatic cells towards pluripotency could be achieved in vivo by gene transfer of reprogramming factors. In order to efficiently reprogram cells in vivo, high levels of the Yamanaka (OKSM) transcription factors need to be expressed at the target tissue. This can be achieved by using different viral or nonviral gene vectors depending on the target tissue. In this particular study, hydrodynamic tail-vein (HTV) injection of plasmid DNA was used to deliver the OKSM factors to mouse hepatocytes. This provided proof-of-evidence of in vivo reprogramming of adult, somatic cells towards a pluripotent state with high efficiency and fast kinetics. Furthermore no tumor or teratoma formation was observed in situ.
It can be concluded that reprogramming somatic cells in vivo may offer a potential approach to induce enhanced pluripotency rapidly, efficiently, and safely compared to in vitro performed protocols and can be applied to different tissue types in the future.

In vivo Reprogramming of Adult Somatic Cells to Pluripotency by Overexpression of Yamanaka Factors

This study demonstrates the reprogramming of somatic cells towards pluripotency in vivo without the generation of teratomas. We used hydrodynamic tail vein injection of plasmid DNA encoding the Yamanka factors to induce the in vivo reprogramming of adult hepatocytes into cells of enhanced pluripotency.

In vivo riprogrammazione di età somatiche celle a pluripotenza da iperespressione di fattori Yamanaka

Induced pluripotent stem (iPS) cells that result from the reprogramming of somatic cells to a pluripotent state by forced expression of defined factors ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Nefrotossina microiniezione in Zebrafish per creare un modello danno renale acuto

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

Measuring Lactase Enzymatic Activity in the Teaching Lab

Understanding how enzymes work, and relating this to real life examples, is critical to a wide range of undergraduate degrees in the biological and biomedical sciences. This easy to follow protocol was developed for first year undergraduate pharmacy students and provides an entry-level introduction to enzyme reactions and analytical procedures for enzyme analysis. The enzyme of choice is lactase, as this represents an example of a commercially available enzyme relevant to human disease/pharmaceutical practice. Lactase is extracted from dietary supplement tablets, and assessed using a colorimetric assay based upon hydrolysis of an artificial substrate for lactase (ortho-nitrophenol-beta-D-galactopyranoside, ONPG). Release of ortho-nitrophenol following the hydrolytic cleavage of ONPG by lactase is measured by a change in absorbance at 420 nm, and the effect of the temperature on the enzymatic reaction is evaluated by carrying out the reaction on ice, at room temperature and at 37 &#176;C. More advanced analysis can be implemented using this protocol by assessing the enzyme activity under different conditions and using different reagents.

The enzymatic activity of lactase is essential for the catabolic processing of the disaccharide lactose. Here, the activity of lactase found in dietary supplements is assayed using a colorimetric assay. This provides students with an experimental platform for understanding the activity of lactase and enzyme kinetics.

Misurazione dell'attività enzimatica della lattasi in laboratorio

Understanding how enzymes work, and relating this to real life examples, is critical to a wide range of undergraduate degrees in the biological and ...