The authors have nothing to disclose.

NOTA: Questo studio è stato autorizzato in base al numero comitato etico CEEA34.PB.103.12. 1. Uso di porcellini come un modello animale <ol><li> Eseguire la in due gruppi (n = 6 in ogni gruppo), compensata in termini di sesso, età (15 ± 3 mesi) e il peso (30 ± 10 kg) (gruppo di controllo e ipossia cronica (CH) gruppo). Casa del gruppo CH per 3 settimane in una camera ipobarica (0,4 atm), e la casa del gruppo di controllo a normobarica regolare (1 atm) condizioni. </li><li> Usare una camera ipobarica costituito da una scatola in plexiglas con un quadrato ingombro 2 metri ed un&#39;altezza di 1,6 metri, come mostrato in Figura 1. </li><li> Monitorare e mantenere una temperatura di 18 ° C ed una pressione di 0,4 atm. Garantire un&#39;adeguata ventilazione da una pompa a vuoto, consentendo un tasso di ricambio dell&#39;aria di 8 m 3 per ora. </li><li> Mettere due animali nella camera della cucciolata appropriata. Ogni 48 ore, riportare la pressione nella casella a condizioni normobariche per metàun&#39;ora per pulire la scatola, in presenza dei due animali, con la scatola mantenuto closedto impedire loro fuga. Questo metodo per indurre ipertensione polmonare è stato ampiamente convalidato 13. </li><li> Anestetizzante degli animali <ol><li> Anestetizzare i maialini con un&#39;iniezione endovenosa iniziale di tiopentale sodico (10 mg / kg) e mantenere l&#39;anestesia per inalazione continua di isoflurano (1,5 a 3,5%). Applicare due gocce di gel di Carbopol negli occhi dei suinetti &#39;per prevenire la secchezza della cornea. </li><li> Mettere gli animali in decubito laterale sinistro con le zampe anteriori legate in una posizione flessa per esporre il petto. Pulire la pelle con acqua e sapone e poi la barba con un rasoio elettrico per rimuovere tutti i capelli, che potrebbero ostacolare la penetrazione degli ultrasuoni attraverso il torace. </li></ol></li><li> Ecocardiogramma </li><li> Monitorare lo sviluppo di PAH longitudinalmente e non invasivo mediante ecocardiografia. Eseguire un&#39;eco ogni settimana utilizzando un trasduttore 3 MHz. Record un elettrocardiogramma posizionando 3 elettrodi a destra e zampe sinistro e sul lato destro del torace. </li><li> Registra bidimensionali e M-mode di dati di immagini in tre diverse incidenze (longitudinale asse minore e apicali) utilizzando sonde a-Doppler. Tenere la sonda nella mano destra e posto tra il quarto e il quinto spazio intercostale sinistro. Spostare la sonda lentamente su e giù, ruotandolo a destra ea sinistra fino ad ottenere una buona risoluzione immagine per le diverse strutture cardiache (cioè il setto). La finestra acustica differisce leggermente da un animale all&#39;altro a seconda della posizione del cuore nel petto. </li><li> Registrare il ECG allo stesso tempo per ciascuno di questi episodi e per almeno 10 cicli cardiaci per consentire analisi off-line. Telediastolica è definito come il punto del ciclo cardiaco in coincidenza con l&#39;inizio dell&#39;onda Q all&#39;ECG. Fine sistole coincide con l&#39;inizio dell&#39;onda T. </li><li> Misurare mitrale e tricuspide flusso di sangue valvola da unpical ecografia vista Doppler. Posizionare la-Doppler della sonda sulla punta della Sterni manubrio; la zona di campionamento era situato proprio sopra la valvola di registrare il flusso di sangue che attraversa la valvola. </li><li> Registrare la velocità del sangue durante il ciclo cardiaco Doppler flussimetria avere la velocità-tempo integrale del flusso di sangue attraverso le valvole mitrale e tricuspide e le valvole aortica e polmonare. Utilizzare la matrice grafica video del ecografo per archiviare le immagini ad un frame rate di 25 sec in modo da ottenere immagini fisse o immagini sequenza forniti dal ecografo. </li><li> Misurare le dimensioni e superficie delle cavità cardiache mediante strumenti di misura ed i contorni delle superfici proposti dal software integrato nel dell&#39;ecografo in secondo le direttive internazionali 14. </li><li> Misurare lo spessore della parete libera del ventricolo destro durante la diastole e la sistole da TM (tempo-motion) Registrazione nell&#39;incidenza asse minore 14. </li><li> Meache il diametro della radice dell&#39;arteria polmonare alla punta delle valvole polmonari sulla vista asse minore 14. </li><li> Misurare il setto e la parete posteriore del ventricolo sinistro durante la diastole in moto TM sulla vista longitudinale all&#39;inizio delle onde Q all&#39;ECG e in sistole all&#39;estremità dell&#39;onda T all&#39;ECG 14. </li><li> Misurare il diametro del ventricolo sinistro telediastolico (LVEDD) e ventricolo sinistro diametri telesistolico (LVESD). Calcola frazione di accorciamento (FS) con la formula FS (%) = (LVEDD-LVESD) / LVEDD. Misurare il diametro dell&#39;aorta e la superficie del lato destro e atrio sinistro. </li><li> Dalla velocità-tempo integrale della mitrale e flussi sanguigni tricuspide, misuri quanto segue: ampiezza massima della E e Un&#39;onda, decelerazione metà tempo dell&#39;onda E, Flow Index durata, velocità-tempo 14. </li><li> Dalle misure Doppler dell&#39;arteria polmonare, misurare la seguente: velocità massima, l&#39;ascensione del primo tempo,la durata e il suo integrale 14 fluire. </li><li> Valutare il volume del ventricolo sinistro con il metodo Simpson 15. </li><li> Memorizzare i dati per ogni maialino in un database per la successiva analisi statistica su tutto il gruppo. </li></ol> 2. Fare Cuore Catheterization <ol><li> Preparazione degli animali <ol><li> Prima di posizionamento del catetere pulsatile, maiale viene posto in una camera ipobarica per 3 settimane per indurre ipertensione polmonare. </li><li> Nella Fast gli animali per 24 ore prima dell&#39;intervento chirurgico (24 ore per il cibo solido, da 8 a 12 ore per l&#39;acqua). </li><li> 24 ore prima della RHC, avere un veterinario ben addestrato eseguire un esame clinico pre-anestesia per valutare il colore mucose, tempo di riempimento capillare, polmone globale e le funzioni del cuore con uno stetoscopio e la temperatura corporea con un termometro rettale. </li><li> Somministrare iniezioni di Midazolam (intramuscolare, 0,5 mg / kg) e la morfina cloridrato (intramuscolare, 0,1 mg / kg) da 15 a 30 minuti prima o dell&#39;induzioneanestesia f. Ripetere iniezione di morfina cloridrato (0,05 a 0,5 mg / kg, intramuscolare) durante l&#39;induzione ogni 4 a 6 ore. </li><li> Somministrare tiopentale sodico (10 mg / kg, per via endovenosa) tramite un bolo iniziale di 5 mg / kg poi per iniezione parziale finché non è stato efficace. Seguire questa dal sacchetto e maschera di ventilazione fino intubazione endotracheale. </li><li> Piglet intubazione <ol><li> Lubrificare il tubo con il gel pramocaine. Inserire una stilo metallico nel tubo per irrigidire e facilitare il processo di intubazione. </li><li> Toccare la palpebra per garantire anestesia profonda. Eseguire l&#39;intubazione per la visualizzazione diretta della laringe, con un laringoscopio a sollevare la lingua e evitare lesioni al corde vocali. Gonfiare il palloncino tubo per evitare problemi di rigurgito legate. </li></ol></li><li> Controllare la frequenza respiratoria a 10-12 respiri al minuto; volume corrente di 7-10 ml / kg, la pressione di insufflazione di 25 a 30 cm H 2 O e una fase inspiratoria di 2 sec con una e positivapressione nd-espirazione 5 cm H 2 O. </li><li> Anestetizzare l&#39;animale con isoflurano in ossigeno al 100% (induzione 3-5% con flusso di ossigeno di 2 a 3 L / min, manutenzione di 1,5-2,5% flusso di ossigeno a 1 L / min). Applicare il gel carbopol alla cornea come al punto 1.5.1. </li><li> Inserire un catetere eparinizzata nell&#39;arteria auricolare caudale (5 ml di soluzione fisiologica 0,9% addizionati con 5.000 UI / ml di eparina) tramite infusione sottocutanea con cannula verde fisso in posizione con un punto di sutura. </li><li> Infondere soluzione di Ringer lattato (10-20 ml / kg / ora). </li><li> Posto l&#39;animale su un lettino leggermente inclinato. Tenere la testa inclinata leggermente verso il basso per promuovere il flusso salivare. </li></ol></li><li> Monitoraggio <ol><li> Ogni 5 minuti, controllare e registrare i seguenti valori sul singolo caso clinico anestesia: colore mucose e tempo di riempimento capillare, il tono muscolare e la posizione mandibolare bulbo oculare, miosi / midriasi, riflesso palpebrale. </li><li> Monitorare costantemente il cuore e respiratasso tory, pulsossimetria, la temperatura corporea e elettrocardiogrammi. Inserire un introduttore arterioso nell&#39;arteria femorale. Inserire un grosso calibro lunghezza di 10 cm catetere nell&#39;arteria femorale e monitorare la pressione arteriosa sistemica. </li></ol></li><li> Configurazione del catetere pulsatile NOTA: Questo dispositivo medico consiste di due cateteri posizionati fianco a fianco e saldati insieme. La parte distale del primo è collegato ad un palloncino standard con un diametro di 20 mm e una capacità massima volume di 5 ml. Il secondo catetere consente l&#39;inserimento di un filo per facilitare il posizionamento in arteria polmonare. Il dispositivo è di 750 mm, con un manometro interna di 0,035 e un diametro esterno di 12 p <ol><li> Per gli esperimenti, effettuare pulsazioni con una piccola Harvard 683 animali ventilatore, che applica un vuoto attiva al palloncino durante sgonfiaggio e pressione positiva durante il gonfiaggio, con un volume di 2,5 ml per ogni impulso. Utilizzare l&#39;elio come gas propellente per la pallaoon la pompa per evitare embolia gassosa. </li><li> Registrare i tracciati elettrocardiografici superficie continuamente per documentare eventuali disturbi del ritmo cardiaco durante il protocollo. Nella arteria femorale sinistra, collegare un dispositivo sensore ad un catetere 20 gauge, collegato ad un sistema di monitoraggio emodinamico. </li></ol></li><li> Cateterismo cardiaco destro <ol><li> Lavare e radere al collo dell&#39;animale. Pulire la pelle con una soluzione antisettica cutanea (Betadine scrub) con un impacco di garza. Per delimitare il sito chirurgico, collocare teleria sterile intorno alla giugulare destra tra la spalla destra e il Sterni manubrio. </li><li> Effettuare una incisione longitudinale 4 cm e forbici sterili a metà strada tra la spalla destra e il Sterni manubrio. </li><li> Rimuovere delicatamente gli strati della pelle e dei muscoli con una pinza. Quindi rimuovere delicatamente il tessuto connettivo circostante la vena per una lunghezza di circa 5 cm. Agganciare il lato distale per prevenire le emorragie. Mettere un filo legante in tutto il prlato oximal poter comandare l&#39;apertura della vena dopo emi-sezione. </li><li> Utilizzando uno specifico piccolo scalpello molto affilato, tagliate la vena a metà trasversalmente. Assicurarsi che i bordi dell&#39;incisione sono ordinate. Utilizzando schiuma sottile, sollevare un bordo della incisione e spingere delicatamente il catetere nel lato prossimale della vena. Controllare l&#39;emorragia con filo legante. </li><li> Introdurre il catetere nella vena giugulare e successivamente spingere attraverso la vena cava superiore, atrio destro, ventricolo destro e, infine, l&#39;arteria polmonare. </li><li> Registrare le pressioni oltre 10 cicli cardiaci stabili, in ciascuna cavità cardiaca e l&#39;arteria polmonare (T0). Misurare il flusso sanguigno cardiaco tre volte a intervalli di 1 min. </li><li> Posizionare il catetere a palloncino nell&#39;arteria polmonare sotto controllo radioscopico. Gonfiare e sgonfiare il palloncino (pulsazioni) con 1 cm 3 di elio. Continuare pulsazioni per 10 min. Registrare le pressioni di oltre 10 cicli cardiaci stabili, in ciascuna cavità cardiache e polmonari artery e misurare il flusso sanguigno cardiaco dopo 10 min (T1). </li><li> Misurare nuovamente il flusso sanguigno cardiaco 30 min dopo il protocollo pulsatilità (T2). </li></ol></li></ol> 3. Nessuna misura <ol><li> Collegare un sacchetto Douglas al tubo di uscita del gas respiratorio espirata finché è completamente riempita. Posto sopra l&#39;in-pipe di un analizzatore di NO respiro. </li><li> Lentamente e costantemente forzare l&#39;aria espirata nell&#39;analizzatore comprimendo la sacca elastica Douglas. Misurare il deflusso sacchetto dal flussometro dell&#39;analizzatore per mantenere un flusso costante. </li></ol> 4. Misure Istologia <ol><li> Sotto anestesia, iniettare 30 ml di Dolethal (soluzione iniettabile per eutanasia) nel catetere pulsatile posizionato nel cuore. </li><li> Subito dopo l&#39;eutanasia, aprite la cassa segando il manubrio in senso longitudinale, spostare leggermente il cuore e tenere premuto il polmone destro. Quindi, utilizzando dissezione forbici, tagliare due 2 o 3 centimetri 3 campioni dal milobo ddle del polmone. </li><li> Snap congelare un campione in azoto liquido e conservati a -80 ° C. Fissare il secondo campione di 3,7% paraformaldeide per 24 ore e poi incorporare in paraffina per la successiva analisi istologica. </li><li> Eseguire misurazioni istologici come descritto in precedenza 16. Misurare lo spessore della parete PA nel modo seguente: 2 misure / arteria in 10 arterie / maialino e in 6 suinetti / gruppo. </li><li> Eseguire l&#39;analisi statistica. I valori sono stati espressi come variazione piega ± SEM. <ol><li> Per confrontare due medie, utilizzare il test t di Student un spaiato. Per confrontare più di due mezzi, utilizzare un ANOVA a senso unico seguito da prova di un Dunn. Una p &lt;0.05 è stato considerato statisticamente significativo (*). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Malenfant, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+transduction+in+the+development+of+pulmonary+arterial+hypertension.">Signal transduction in the development of pulmonary arterial hypertension.</a> Pulm Circ. 3 (2), 278-293 (2013).</li><li>Paulin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+transducers+and+activators+of+transcription-3/pim1+axis+plays+a+critical+role+in+the+pathogenesis+of+human+pulmonary+arterial+hypertension.">Signal transducers and activators of transcription-3/pim1 axis plays a critical role in the pathogenesis of human pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 123 (11), 1205-1215 (2011).</li><li>Courboulin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+for+miR-204+in+human+pulmonary+arterial+hypertension.">Role for miR-204 in human pulmonary arterial hypertension.</a> J Exp Med. 208 (3), 535-548 (2011).</li><li>Bonnet, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nuclear+factor+of+activated+T+cells+in+pulmonary+arterial+hypertension+can+be+therapeutically+targeted.">The nuclear factor of activated T cells in pulmonary arterial hypertension can be therapeutically targeted.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (27), 11418-11423 (2007).</li><li>Meloche, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+for+DNA+damage+signaling+in+pulmonary+arterial+hypertension.">Role for DNA damage signaling in pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 129 (7), 786-797 (2014).</li><li>Humbert, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+molecular+pathobiology+of+pulmonary+arterial+hypertension.">Cellular and molecular pathobiology of pulmonary arterial hypertension.</a> J Am Coll Cardiol. 43 (12 Suppl S), 13S-24S (2014).</li><li>Archer, S. L., Michelakis, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evidence-based+approach+to+the+management+of+pulmonary+arterial+hypertension.">An evidence-based approach to the management of pulmonary arterial hypertension.</a> Curr Opin Cardiol. 21 (4), 385-392 (2006).</li><li>Li, M., Scott, D. E., Shandas, R., Stenmark, K. R., Tan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+pulsatility+flow+induces+adhesion+molecule+and+cytokine+mRNA+expression+in+distal+pulmonary+artery+endothelial+cells.">High pulsatility flow induces adhesion molecule and cytokine mRNA expression in distal pulmonary artery endothelial cells.</a> Ann Biomed Eng. 37 (6), 1082-1092 (2009).</li><li>Li, M., Stenmark, K. R., Shandas, R., Tan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+pathological+flow+on+pulmonary+artery+endothelial+production+of+vasoactive+mediators+and+growth+factors.">Effects of pathological flow on pulmonary artery endothelial production of vasoactive mediators and growth factors.</a> J Vasc Res. 46 (6), 561-571 (2009).</li><li>Nour, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrapulmonary+shear+stress+enhancement:+a+new+therapeutic+approach+in+pulmonary+arterial+hypertension.">Intrapulmonary shear stress enhancement: a new therapeutic approach in pulmonary arterial hypertension.</a> Pediatr Cardiol. 33 (8), 1332-1342 (2012).</li><li>Barst, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis+and+differential+assessment+of+pulmonary+arterial+hypertension.">Diagnosis and differential assessment of pulmonary arterial hypertension.</a> J Am Coll Cardiol. 43 (12 Suppl S), 40S-47S (2004).</li><li>Galie, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guidelines+on+diagnosis+and+treatment+of+pulmonary+arterial+hypertension.+The+Task+Force+on+Diagnosis+and+Treatment+of+Pulmonary+Arterial+Hypertension+of+the+European+Society+of+Cardiology.">Guidelines on diagnosis and treatment of pulmonary arterial hypertension. The Task Force on Diagnosis and Treatment of Pulmonary Arterial Hypertension of the European Society of Cardiology.</a> Eur Heart J. 25 (24), 2243-2278 (2004).</li><li>Naeije, R., Dewachter, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+pulmonary+arterial+hypertension.">Animal models of pulmonary arterial hypertension.</a> Rev Mal Respir. 24 (4 pt 1), 481-496 (2007).</li><li>Via, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=International+evidence-based+recommendations+for+focused+cardiac+ultrasound.">International evidence-based recommendations for focused cardiac ultrasound.</a> J Am Soc Echocardiogr. 27 (7), e681-e683 (2014).</li><li>Folland, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+left+ventricular+ejection+fraction+and+volumes+by+real-time,+two-dimensional+echocardiography.+A+comparison+of+cineangiographic+and+radionuclide+techniques.">Assessment of left ventricular ejection fraction and volumes by real-time, two-dimensional echocardiography. A comparison of cineangiographic and radionuclide techniques.</a> Circulation. 60 (4), 760-766 (1979).</li><li>Meloche, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Critical+role+for+the+advanced+glycation+end-products+receptor+in+pulmonary+arterial+hypertension+etiology.">Critical role for the advanced glycation end-products receptor in pulmonary arterial hypertension etiology.</a> J Am Heart Assoc. 2 (1), e005157 (2013).</li><li>Nour, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrapulmonary+shear+stress+enhancement:+a+new+therapeutic+approach+in+acute+myocardial+ischemia.">Intrapulmonary shear stress enhancement: a new therapeutic approach in acute myocardial ischemia.</a> Int J Cardiol. 168, 4199-4208 (2013).</li><li>Barrier, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Today's+and+tomorrow's+imaging+and+circulating+biomarkers+for+pulmonary+arterial+hypertension.">Today's and tomorrow's imaging and circulating biomarkers for pulmonary arterial hypertension.</a> Cell Mol Life Sci. 69 (17), 2805-2831 (2012).</li><li>Budev, M. M., Arroliga, A. C., Jennings, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis+and+evaluation+of+pulmonary+hypertension.">Diagnosis and evaluation of pulmonary hypertension.</a> Cleve Clin J Med. 70, S9-S17 (2003).</li><li>Barst, R. J., Channick, R., Ivy, D., Goldstein, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+perspectives+with+long-term+pulsed+inhaled+nitric+oxide+for+the+treatment+of+pulmonary+arterial+hypertension.">Clinical perspectives with long-term pulsed inhaled nitric oxide for the treatment of pulmonary arterial hypertension.</a> Pulm Circ. 2 (2), 139-147 (2012).</li><li>Pepke-Zaba, J., Higenbottam, T. W., Dinh-Xuan, A. T., Stone, D., Wallwork, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+nitric+oxide+as+a+cause+of+selective+pulmonary+vasodilatation+in+pulmonary+hypertension.">Inhaled nitric oxide as a cause of selective pulmonary vasodilatation in pulmonary hypertension.</a> Lancet. 338 (8776), 1173-1174 (1991).</li><li>Zapol, W. M., Rimar, S., Gillis, N., Marletta, M., Bosken, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitric+oxide+and+the+lung.">Nitric oxide and the lung.</a> Am J Respir Crit Care Med. 149 (5), 1375-1380 (1994).</li><li>Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+pulmonary+arterial+hypertension:+the+hope+for+etiological+discovery+and+pharmacological+cure.">Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (6), L1013-L1032 (2009).</li><li>Torre-Amione, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+secondary+pulmonary+hypertension+by+axial+and+pulsatile+mechanical+circulatory+support.">Reversal of secondary pulmonary hypertension by axial and pulsatile mechanical circulatory support.</a> J Heart Lung Transplant. 29 (2), 195-200 (2010).</li></ol>

The authors would like to thank the INRA institute, which housed the piglets, and Cardio Innovating systems for the funding.

Per la prima volta, è stato dimostrato che i cambiamenti nel flusso pulsatile polmonare sono probabilmente correlate a sviluppo di PAH secondaria a esposizione cronica ipossica. Questo approccio traslazionale fornisce la prova che inducono un aumento artificiale del flusso pulsatile polmonare utilizzando un catetere appositamente migliora l&#39;ipertensione polmonare, probabilmente aumentando NO generazione. Questi risultati non sono solo originali, ma sono anche di grande interesse terapeu...

L&#39;ipertensione arteriosa polmonare è una malattia mortale che colpisce i vasi polmonari. C&#39;è accordo nel settore uno squilibrio fra un aumento vasocostrittori (endotelina, serotonina) e una diminuzione vasodilatatori (NO, prostaciclina) contribuisce allo sviluppo di PAH. Nel corso del tempo, questo fenotipo pro-costrittiva evolve in un complesso fenotipo pro-proliferativa e anti-apoptotico, contribuendo allo sviluppo delle lesioni vascolari 1. L&#39;esposizione prolungata a vasocostrittori porta ad un aumento significativo e sostenuto in [Ca 2+] i nelle cellule muscolari lisce delle arterie polmonari, che consente l&#39;attivazione di diversi fattori di trascrizione calcio-regolato, come NFAT 2-4, promuovendo la proliferazione PASMC e la resistenza ad un apoptosi fenotipo 5. Questo fenotipo porta a lesioni vascolari polmonari, contribuendo ad un aumento sia della pressione PA e res polmonariistance, che alla fine porta a insufficienza cardiaca destra fatale 6. Attualmente, non esiste alcun trattamento disponibile che inverte PAH anche se ci sono molti che migliorare la qualità della vita dei pazienti 7. Tra questi trattamenti, l&#39;efficacia del trattamento NO inalato è stata dimostrata, ma a causa della sua breve emivita è difficile da usare nella pratica clinica. Per questo motivo, i trattamenti più stabili e duraturi sono stati preferiti, come ad esempio gli analoghi della prostaciclina, o bloccanti del recettore dell&#39;endotelina 7. Per sviluppare trattamenti più efficaci, è essenziale per migliorare ed estendere la conoscenza della fisiopatologia della PAH. Pulsatilità è uno stimolo noto attivazione vasodilatazione indotta da stress di taglio, proteggendo l&#39;arteria distale non elastico da infortuni di flusso ad alta pressione 8,9. In un modello di PAH secondaria a aortopolmonare manovra chirurgica, Nour et al. Dimostrato intrapolmonare taglio stress-mediata valorizzazione funzione endoteliale 10. Diversi studi hanno dimostrato che NO, prostaciclina e ET-1 sono strettamente regolati da cambiamenti nel flusso pulsatile. Infatti, un moderato aumento del flusso pulsatile aumenta l&#39;attività della eNOS e livelli prostaciclina, entrambi i quali sono ridotti di PAH. La modulazione del flusso pulsatile è probabilmente implicato nell&#39;eziologia della PAH e artificialmente in aumento è un modo attraente e romanzo di aumentare NO e della produzione prostaciclina nel circolo polmonare. Il presente studio si propone di valutare gli effetti di un 10 min pulsatile flusso utilizzando un catetere pulsatile di nuova concezione su misurazioni emodinamiche in una ipertensione polmonare (PH) modello suinetti nei quali ipossia è stato indotto. E &#39;stato ipotizzato che l&#39;aumento polmonare pulsatilità induce vasodilatazione delle arterie polmonari, diminuendo così la pressione arteriosa polmonare. Cuore gatto Destraheterization (RHC) è un intervento clinico critico per la diagnosi e il follow-up dei pazienti con PAH. Anzi, è il modo più affidabile di diagnosticare IPA e permette ai medici di valutare vascolare reattività 11,12 così come la progressione della malattia. Infatti ogni paziente sottoposto PAH RHC più volte. Il presente studio di grandi animali si propone di dimostrare l&#39;efficacia e la sicurezza di cateteri pulsatili nella valutazione e nel trattamento PAH durante una procedura regolare RHC. Perché cateteri pulsatili sono già disponibili e RHC è di routine eseguiti in pazienti con PAH, questo studio fornisce tutte le informazioni necessarie per essere in grado di condurre rapidamente studi clinici.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1421">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:311px;">Drugs for anesthesia</td>
			<td style="width:336px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td style="width:224px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sodium thiopental, THIOPENTAL SODIUM</td>
			<td>Abbott, France</td>
			<td>0000071-73-8</td>
			<td>powder 
			3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;isoflurane, FORANE</td>
			<td>Abbott, France</td>
			<td style="width:141px;">05260-05</td>
			<td>glass bottle 250 ml 
			3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">midazolam, Hypnovel</td>
			<td>Accord Healthcare&#160;</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>injectable ampoules 1mg/ml 
			45 Rue du Faubourg de Roubaix 59000 Lille France</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">pramocaine,TRONOTHANE 1 %&#160;</td>
			<td>Laboratoires LISAPHARM</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>Gel appl locale T/30g 
			3, rue Scheffer. 75016 Paris.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">morphine chlohydrate Lavoisier</td>
			<td>CMD Lavoisier Laboratoires CHAIX et DU MARAIS</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>injectable ampoules&#160; 
			7, rue Labie -75017 Paris - France</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Acrylates Copolymer-Carbopol&#174; Aqua SF-1 Polymer</td>
			<td>Lubrizol</td>
			<td></td>
			<td>gel appl local 
			Elys&#233;es La D&#233;fense 19 le Parvis 92073 Paris la d&#233;fense</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Material&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ventilateur Harvard 683</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine &#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Echographe Voluson E8 with a 3,5 MHz probe</td>
			<td>General Electric</td>
			<td>GEHealthcare</td>
			<td>DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine &#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Pulsatil Catheter</td>
			<td>Cardio inovating system</td>
			<td></td>
			<td>Cardio innovative systems, 33 rue Vivienne, Paris, France 75002</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">NO breath Analyseur</td>
			<td>Respur</td>
			<td>Respur</td>
			<td>26 rue Felix Rouget 95490 Vaureal France</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

increasing pulmonary artery pulsatile flow improves hypoxic pulmonary hypertension in piglets

L&#39;ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia che colpisce le arterie polmonari distali (PA). Queste arterie sono deformate, portando ad insufficienza ventricolare destra. I trattamenti attuali sono limitate. Fisiologicamente, pulsatile il flusso di sangue è dannosa per il sistema vascolare. In risposta allo stress pulsatile sostenuta, vasi rilascio di ossido nitrico (NO) per indurre vasodilatazione di autoprotezione. Sulla base di questa osservazione, questo studio ha sviluppato un protocollo per valutare se un flusso polmonare pulsatile artificiale potrebbe indurre una diminuzione NO-dipendente della pressione arteriosa polmonare. Un gruppo di suinetti è stato esposto a ipossia cronica per 3 settimane e confrontato con un gruppo di controllo di maialini. Una volta alla settimana, i suinetti sono stati sottoposti a ecocardiogramma per valutare PAH severità. Alla fine dell&#39;esposizione ipossia, i maialini sono stati sottoposti ad un protocollo pulsatile utilizzando un catetere pulsatile. Dopo essere stato anestetizzato e preparati per la chirurgia, la vena giugulare del maialino è stato isolato e il catheter è stato introdotto attraverso l&#39;atrio destro, il ventricolo destro e l&#39;arteria polmonare, sotto controllo radioscopico. Pressione arteriosa polmonare (PAP) è stata misurata prima (T0), subito dopo (T1) e dopo 30 min (T2) il protocollo pulsatile. È stato dimostrato che questo protocollo pulsatile è un metodo sicuro ed efficace per indurre una significativa riduzione PAP media attraverso un meccanismo di NO-dipendente. Questi dati aprono nuove strade per la gestione clinica della PAH.

Aumentare Arteria polmonare flusso pulsatile Migliora indotta cronica ipossica Ipertensione polmonare nei suinetti Prima di esporre gli animali ad un aumento del flusso pulsatile, ultrasuoni è stato utilizzato in modo non invasivo per verificare che i maialini avevano sviluppato ipertensione polmonare. Come mostrato in Figura 2, tre settimane di ipossia cronica indotto lo sviluppo di ipertensione polmonare in porcellini, caratterizzato da una significativa riduzione nel tem...

Watch this Scientific Journal Video about Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets at JoVE.com

Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets | Medicine | Video

Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets

Pulmonary hypertension is associated with a significant reduction in pulmonary artery pulsatility, contractility and elasticity, contributing to an increase in pulmonary artery pressure and pulmonary resistance. Using a hypoxic piglet model, this study demonstrated that improving pulmonary artery plasticity using a newly developed pulsatile catheter improves hypoxic pulmonary hypertension.

Aumentare polmonare Arteria flusso pulsatile Migliora ipossica Ipertensione polmonare nei suinetti

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease affecting distal pulmonary arteries (PA). These arteries are deformed, leading to right ventricular ...

increasing-pulmonary-artery-pulsatile-flow-improves-hypoxic-pulmonary

Research

Education

JoVE Journal

JoVE Core

Biology

Medicine

Human Biology

Circulatory and Pulmonary Systems

SCIENTISTS IN ACTION

14.0K Views.  Laval University. Pulmonary hypertension is associated with a significant reduction in pulmonary artery pulsatility, contractility and elasticity, contributing to an increase in pulmonary artery pressure and pulmonary resistance. Using a hypoxic piglet model, this study demonstrated that improving pulmonary artery plasticity using a newly developed pulsatile catheter improves hypoxic pulmonary hypertension.

Video: Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets

Human Internal Mammary Artery (IMA) Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

Preclinical in vivo research models to investigate pathobiological and pathophysiological processes in the development of intimal hyperplasia after vessel stenting are crucial for translational approaches1,2.
The commonly used animal models include mice, rats, rabbits, and pigs3-5. However, the translation of these models into clinical settings remains difficult, since those biological processes are already studied in animal vessels but never performed before in human research models6,7. In this video we demonstrate a new humanized model to overcome this translational gap. The shown procedure is reproducible, easy, and fast to perform and is suitable to study the development of intimal hyperplasia and the applicability of diverse stents.
This video shows how to perform the stent technique in human vessels followed by transplantation into immunodeficient rats, and identifies the origin of proliferating cells as human.

Human Internal Mammary Artery IMA Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

This video shows a model to study the development of intimal hyperplasia after stent deployment using a human vessel (IMA) in an immunodeficient rat model.

Umano arteria mammaria interna (IMA) Trapianti e Stenting: un modello umano per studiare lo sviluppo della ristenosi in-stent

Preclinical in vivo research models to investigate pathobiological and pathophysiological processes in the development of intimal hyperplasia after vessel ...

Ricerca

Medicina

Videomorphometric Analysis of Hypoxic Pulmonary Vasoconstriction of Intra-pulmonary Arteries Using Murine Precision Cut Lung Slices

Acute alveolar hypoxia causes pulmonary vasoconstriction (HPV) - also known as von Euler-Liljestrand mechanism - which serves to match lung perfusion to ventilation. Up to now, the underlying mechanisms are not fully understood. The major vascular segment contributing to HPV is the intra-acinar artery. This vessel section is responsible for the blood supply of an individual acinus, which is defined as the portion of lung distal to a terminal bronchiole. Intra-acinar arteries are mostly located in that part of the lung that cannot be selectively reached by a number of commonly used techniques such as measurement of the pulmonary artery pressure in isolated perfused lungs or force recordings from dissected proximal pulmonary artery segments1,2. The analysis of subpleural vessels by real-time confocal laser scanning luminescence microscopy is limited to vessels with up to 50 &#181;m in diameter3.
We provide a technique to study HPV of murine intra-pulmonary arteries in the range of 20-100 &#181;m inner diameters. It is based on the videomorphometric analysis of cross-sectioned arteries in precision cut lung slices (PCLS). This method allows the quantitative measurement of vasoreactivity of small intra-acinar arteries with inner diameter between 20-40 &#181;m which are located at gussets of alveolar septa next to alveolar ducts and of larger pre-acinar arteries with inner diameters between 40-100 &#181;m which run adjacent to bronchi and bronchioles. In contrast to real-time imaging of subpleural vessels in anesthetized and ventilated mice, videomorphometric analysis of PCLS occurs under conditions free of shear stress. In our experimental model both arterial segments exhibit a monophasic HPV when exposed to medium gassed with 1% O2 and the response fades after 30-40 min at hypoxia.

Hypoxic pulmonary vasoconstriction (HPV) is an important physiological phenomenon by which at alveolar hypoxia lung perfusion is matched to ventilation. The major vascular segment contributing to HPV is the intra-acinar artery. Here, we describe our protocol for the analysis of HPV of murine pulmonary vessels with diameters of 20-100 &mu;m.

Analisi videomorfometrica della vasocostrizione polmonare ipossica delle arterie intrapolmonari utilizzando fette polmonari tagliate con precisione murina

Acute alveolar hypoxia causes pulmonary vasoconstriction (HPV) - also known as von Euler-Liljestrand mechanism - which serves to match lung perfusion to ...

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

Automated Misura di microcircolatorio Portata in polmonare Metastasi di Ratti

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension and Assessment of Right Ventricular Function in the Piglet

An original piglet model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) associated with chronic Right Ventricular (RV) dysfunction is described. Pulmonary Hypertension (PH) was induced in 3-week-old piglets by a progressive obstruction of the pulmonary vascular bed. A ligation of the left Pulmonary Artery (PA) was performed first through a mini-thoracotomy. Second, weekly embolizations of the right lower pulmonary lobe were done under fluoroscopic guidance with n-butyl-2-cyanoacrylate during 5 weeks. Mean Pulmonary Arterial Pressure (mPAP) measured by ritght heart catheterism, increased progressively, as well as Right Atrial pressure and Pulmonary Vascular Resistances (PVR) after 5 weeks compared to sham animals. Right Ventricular (RV) structural and functional remodeling were assessed by transthoracic echocardiography (RV diameters, RV wall thickness, RV systolic function). RV elastance and RV-pulmonary coupling were assessed by Pressure-Volume Loops (PVL) analysis with conductance method. Histologic study of the lung and the right ventricle were also performed. Molecular analyses on RV fresh tissues could be performed through repeated transcutaneous endomyocardial biopsies. Pulmonary microvascular disease in obstructed and unobstructed territories was studied from lung biopsies using molecular analyses and pathology. Furthermore, the reliability and the reproducibility was associated with a range of PH severity in animals. Most aspects of the human CTEPH disease were reproduced in this model, which allows new perspectives for the understanding of the underlying mechanisms (mitochondria, inflammation) and new therapeutic approaches (targeted, cellular or gene therapies) of the overloaded right ventricle but also pulmonary microvascular disease.

Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) and Right Ventricular (RV) dysfunction were induced in piglets by progressive obstruction of the pulmonary arteries. Consequences were remarkably similar to those observed in CTEPH patients. This animal model would be a very useful tool for pathophysiology and therapeutic experiments on CTEPH and RV failure.

Tromboembolica cronica Ipertensione polmonare e valutazione dei ventricolare destra Funzione nel Maialino

An original piglet model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) associated with chronic Right Ventricular (RV) dysfunction is described. ...

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Emodinamica Caratterizzazione di roditori modelli di ipertensione arteriosa polmonare

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

Chirurgia Shunt, Destra cuore cateterizzazione, e Vascolare Morfometria in un modello di ratto per Flow-indotta ipertensione arteriosa polmonare

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

Murine ecocardiografia di Sinistra Atrium, Aorta, e l&#39;arteria polmonare

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Left Atrial Stenosis Induced Pulmonary Venous Arterialization and Group 2 Pulmonary Hypertension in Rat

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of group 2 PH, due to mitral stenosis (MS), to facilitate the investigation of disease mechanisms and potential therapeutic strategies. We present a novel rat model of pulmonary venous congestion-induced pulmonary venous arterialization and group 2 PH caused by left atrial stenosis (LAS). LAS is achieved by constricting the left atrium using a half-closed titanium clip. After the LAS surgery, a rat model with a transmitral inflow velocity greater than or equal to 2.0 m/s on echocardiography gradually develops pulmonary venous arterialization and group 2 PH over an 8- to 10-week period. In this protocol, we provide the step-by-step procedure of how to perform the LAS surgery. The presented LAS rat model mimics MS in humans and is useful for studying the underlying molecular mechanism of pulmonary venous arterialization and for the preclinical evaluation of therapies for group 2 PH.

Left atrial stenosis (LAS) is a novel surgical technique used for studying group 2 pulmonary hypertension (PH) and mechanisms underlying pulmonary venous arterialization. Here, we present a protocol to constrict the left atrium using a titanium clip to cause pulmonary venous arterialization and moderate PH in a rat.

Stenosi di sinistra atriale indotta arterializzazione venosa polmonare e l'ipertensione polmonare gruppo 2 nel ratto

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

La pneumonectomia sinistra combinato con Monocrotaline o Sugen come un modello di ipertensione polmonare in ratti

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

Induction and Characterization of Pulmonary Hypertension in Mice using the Hypoxia/SU5416 Model

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by right heart&#160;catheterization. A broad spectrum of diseases can lead to PH, differing in their etiology, histopathology, clinical presentation, prognosis, and response to&#160;treatment. Despite significant progress in the last years, PH remains an uncured disease. Understanding the underlying mechanisms can pave the way for the development of new therapies. Animal models are important research tools to achieve this goal. Currently, there are several models available for recapitulating PH. This protocol describes a two-hit mouse PH model. The stimuli for PH development are hypoxia and the injection of SU5416, a vascular endothelial growth factor (VEGF) receptor antagonist. Three weeks after initiation of Hypoxia/SU5416, animals develop pulmonary vascular remodeling imitating the histopathological changes observed in human PH (predominantly Group 1). Vascular remodeling in the pulmonary circulation results in the remodeling of the right&#160;ventricle (RV). The procedures for measuring RV pressures (using the open chest method), the morphometrical analyses of the RV (by dissecting and weighing both cardiac ventricles) and the histological assessments of the remodeling (both pulmonary by assessing vascular remodeling and cardiac by assessing RV cardiomyocyte hypertrophy and fibrosis) are described in detail. The advantages of this protocol are the possibility of the application both in wild type and in genetically modified mice, the relatively easy and low-cost implementation, and the quick development of the disease of interest (3 weeks). Limitations of this method are that mice do not develop a severe phenotype and PH is reversible upon return to normoxia. Prevention, as well as therapy studies, can easily be implemented in this model, without the necessity of advanced skills (as opposed to surgical rodent models).

This protocol describes the induction of pulmonary hypertension (PH) in mice based on the exposure to hypoxia and the injection of a VEGF receptor antagonist. The animals develop PH and right ventricular (RV) hypertrophy 3 weeks after the initiation of the protocol. The functional and morphometrical characterization of the model is also presented.

Induzione e caratterizzazione dell'ipertensione polmonare nei topi utilizzando il modello Ipossia/SU5416

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by ...