Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni dal Canadian Institutes of Health Research e Heart and Stroke Foundation of BC &amp; Yukon (CCM).

Tutti i protocolli di questo studio sono stati esaminati e approvati dal comitato etico per la cura degli animali Simon Fraser University. Utilizzare Balb / CYJ (H2 d) topi donatori e topi C57BL / 6 (H2 b) destinatario per esaminare le reazioni allogeniche. I topi sono utilizzati per esperimenti di età compresa tra 8 a 12 settimane tra. Utilizzare i topi o sesso femminile o maschile. Controlli singenico costituiti da segmenti aortici da C57Bl / 6 donatori in C57BL / 6 destinatari. 1. donatore e del ricevente Preparazione Nota: Sia il donatore e il ricevente sono anestetizzati e preparati prima della chirurgia per ridurre al minimo l&#39;ischemia dell&#39;innesto. Anestetici iniettabili sono utilizzati nel protocollo per impedire l&#39;ostruzione dell&#39;animale da attrezzature necessarie per l&#39;erogazione di anestetici inalatori. Tuttavia, se desiderato, l&#39;anestetico inalato è un&#39;alternativa appropriata. Dalla iniezione iniziale degli anestetici, l&#39;intera procedura richiede circa 90 minuti per completare. Tempo ischemica dell&#39;innesto è meno than 30 min. <ol><li> Anestetizzare il mouse con iniezioni intraperitoneali di ketamina (100 mg / kg; 10 mg / ml) e xilazina (10 mg / kg, 1 mg / ml). Il mouse sarà sedato entro 10 o 15 minuti. Valutare la profondità dell&#39;anestesia pizzicando la parte grassa del pad piede animale. Somministrare 1/3 della dose originale del cocktail anestetico, come necessario, fino a quando l&#39;animale non presenta recesso reflex. Monitorare la frequenza respiratoria strettamente dopo ogni cocktail viene somministrato. Durante l&#39;intervento, valutare il livello di anestesia ogni 15 minuti pizzicando la parete addominale anteriore con un paio di pinze. I topi dovrebbe rimanere profondamente anestetizzati per 60 a 90 min. </li><li> Lubrificare gli occhi del topo con una pomata oftalmica per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Radere capelli come vicino alla pelle il più possibile sulla regione ventrale addominale dalla metà del torace al pube. Prestare particolare attenzione a non nick tutta la pelle. Non usare la crema depilatoria perché può essere assorbito into la pelle e potrebbe essere infiammatorio. </li><li> Posto l&#39;animale in posizione supina su un asciugamano sopra il tavolo riscaldamento o pad. </li><li> Pulire il sito chirurgico con uno scrub preliminare con il 2% clorexidina. Preparare una grande area di lavoro per massimizzare il campo chirurgico. Avviare lavaggio al centro del sito chirurgico e spostare verso l&#39;esterno in modo lineare o circolare. Smaltire la garza. Ripetere questa procedura almeno 5 volte di più. Applicare un tampone di alcool preparazione alla stessa area. Una volta che l&#39;alcol è asciutto, preparare l&#39;area pulita con una soluzione di Betadine e drappeggio con garza sterile. </li></ol> Anastomosi procedura 2. end-to-end <ol><li> Donor Operazione <ol><li> Mantenere tecnica asettica durante tutta l&#39;operazione. Pulire tutte le superfici del controsoffitto e da tavolo chirurgico con 0,5% di soluzione di perossido di idrogeno accelerato prima dell&#39;uso. Avvolgere e autoclave tutti chirurgiche strumenti, garze, tende e abiti prima dell&#39;uso. Verificare la sterilità degli strumenti con un bagno turcostriscia indicatrice sterilizzatrice posto in ogni confezione. Guanti chirurgici sterili vengono usati e smaltiti tra interventi chirurgici. In caso di più interventi chirurgici, sterilizzare gli strumenti chirurgici tra impieghi con il caldo perle di vetro sterilizzatore. </li><li> Posizionare il mouse donatore in posizione supina su una superficie pulita, consiglio plexiglas sottile avvolto con telo sterile sotto il microscopio operatorio a 8-30X ingrandimento. </li><li> Dopo aver verificato l&#39;anestesia chirurgica adeguati come indicato nella sezione 1.1, procedere con un intervento chirurgico. </li><li> Utilizzando forbici sterili, fare un unico mediana inferiore incisione longitudinale addominale, dal pube al processo xifoideo. </li><li> Usando un piccolo divaricatore, aprire le pareti addominali per esporre la cavità. </li><li> Utilizzando cotone sterile con punta applicatori, ritrarre delicatamente l&#39;intestino superiormente all&#39;animale di sinistra e coprire con una garza inumidita con soluzione fisiologica. Spostare gli organi riproduttivi inferiormente e individuare sottorenale e la vena cava inferiore (IVC). Moisdieci tessuti esposti periodicamente con soluzione salina. </li><li> Utilizzando i No. medico 5 pinze, separare l&#39;aorta dal IVC, dal livello dell&#39;arteria renale sinistra alla biforcazione. Utilizzare 10-0 monofilamento poliammide per legare i piccoli rami in prossimità dell&#39;aorta. </li><li> Una volta aorta del donatore è stato separato dal IVC, saturare il recipiente con soluzione salina, coprire la cavità esposta con garza inumidita e impostare il donatore parte su una zona sterile. Controllare lo stato del donatore (funzione respiratoria e cardiovascolare, e la profondità dell&#39;anestesia) ogni 15 min. Inizia operano sul destinatario, isolando l&#39;aorta come descritto di seguito (passaggi da 2.2.1 a 2.2.7). </li><li> Una volta che l&#39;aorta destinatario è stato separato dal IVC e mettere da parte, restituire il donatore sotto il microscopio. Morsetto a croce (prossimale e distale al segmento di interesse) dell&#39;aorta donatore, a circa 5 mm di distanza, con due morsetti 4 millimetri microvascolari. </li><li> Utilizzando le microscissors Vannas-Tübingen,transezione un piccolo segmento graft (3 a 4 mm di lunghezza) dell&#39;aorta addominale. </li><li> Utilizzando un ago 25 G 5/8 attaccato ad una siringa, svuotare l&#39;aorta escissa con eparinizzata (100 U / ml) di soluzione salina. Assicurare la punta dell&#39;ago non venire a contatto con il recipiente. </li><li> Luogo aorta in eparina (100 U / ml) di soluzione salina in ghiaccio e mettere da parte. Mentre era ancora sotto anestesia profonda, rilasciare i morsetti microvascolari. Euthanize il donatore per dissanguamento. </li><li> Impiantare la nave cedente entro 30 min di escissione. Anche se è possibile utilizzare una nave cedente per più destinatari escissione una lunghezza maggiore di aorta, mantenere il tempo ischemico per meno di 30 min. </li></ol></li><li> Operazione Destinatario <ol><li> Mantenere asettiche durante l&#39;operazione, come nel funzionamento donatore. </li><li> Posizionare il mouse destinatario in posizione supina su una tavola di plexiglas sottile avvolto con telo sterile sotto il microscopio operatorio a 8-30X ingrandimento. </li><li> After garantire un&#39;adeguata anestesia, procedere con la chirurgia quando l&#39;animale non presenta ritiro reflex. </li><li> Utilizzando forbici sterili, fare un unico mediana inferiore incisione longitudinale addominale, dal pube al processo xifoideo. </li><li> Usando un piccolo divaricatore, aprire le pareti addominali per esporre la cavità. </li><li> Utilizzando cotone sterile con punta applicatori, ritrarre delicatamente l&#39;intestino superiormente all&#39;animale di sinistra e coprire con una garza inumidita con soluzione fisiologica. Spostare gli organi riproduttivi inferiormente e individuare sottorenale e IVC. Bagnare i tessuti esposti periodicamente con soluzione salina. </li><li> Separare l&#39;aorta dal IVC, dal livello dell&#39;arteria renale sinistra alla biforcazione. Se necessario, utilizzare 10-0 suture monofilamento poliammide per legare i piccoli rami vicino l&#39;aorta. </li><li> Morsetto a croce (prossimale e distale al segmento di interesse) dell&#39;aorta, a circa 5 mm di distanza, con due morsetti 4 millimetri microvascolari. </li><li> Utilizzando le microscissors Vannas-Tübingen, fare un unico aortotomy orizzontale e resecare un piccolo segmento (non più di 0.5 mm) dell&#39;aorta addominale per accogliere il donatore trapianto aortica. </li><li> Lavare l&#39;aorta escissa con eparinizzata (100 U / ml) di soluzione salina. Il trapianto aortico donatore dovrebbe essere di lunghezza adeguata per collegare le estremità aortica transected del destinatario. </li><li> Posizionare il donatore trapianto aortica in posizione ortotopica e anastomosi fine innesto del donatore alla fine del destinatario, che corrisponde con la graft orientamento anatomico con quello del destinatario. </li><li> Afferrare il externa tunica della nave e rovesciare leggermente con le pinze No.5 mediche. Utilizzando le pinze, guidare l&#39;ago per il gol del 10-0 poliammide monofilamento sutura attraverso l&#39;intero spessore della parete del vaso, al fine di garantire l&#39;innesto aortico donatore nave resezione del destinatario. Prestare attenzione al fine di garantire che l&#39;apertura nave non è chiusa a causa to cucitura involontaria della parete di fondo del recipiente. </li><li> Per punti continui, posizionare suture alle 9 entrambe le estremità superiore ed inferiore dell&#39;innesto. Partendo all&#39;estremità superiore dell&#39;innesto dalle 3, anastomosi le estremità resecate con 2 suture corsa e fissare la sutura al soggiorno suture. <ol><li> Capovolgere l&#39;innesto sopra e continuare la sutura corsa per dorsale parte della nave, incontrando il soggiorno provenienza di sutura. Fissare senza applicare molta pressione sulla nave. Ripetere la sutura per l&#39;anastomosi inferiore. Nota: i punti staccati iniziano allo stesso modo come la sutura continua con l&#39;eccezione che la nave è anastomizzato con tre punti separati fra le suture. Tempo anastomosi è di solito di 20 min. </li></ol></li><li> Una volta che l&#39;anastomosi è completa, rilasciare il morsetto microvascolare distale per permettere al sangue di fluire retrogrado e controllo delle perdite dei siti anastomizzato. Se vi è una perdita, immediately posizionare un punto di chiudere il sito difettoso. Se non c&#39;è sanguinamento nei siti, quindi rilasciare il morsetto prossimale. </li><li> Esaminate il trapianto e verificare che non vi siano ostacoli sangue nel trapianto, e prossimale e distale del vaso del destinatario. Vigoroso modello impulso nel recipiente sia il destinatario del donatore e di una indicazione primaria che il sangue scorre liberamente. Utilizzando la coppia di pinze, afferrare delicatamente un&#39;estremità delle suture e rovesciare leggermente il vaso di ispezionare la parete di fondo del recipiente. Nota: Non ci dovrebbero essere increspature della parete del vaso ad entrambe le estremità dei siti anastomizzato. Scadente flusso sanguigno dopo la rimozione dei morsetti è un segno di trombosi. </li><li> Utilizzando cotone punta applicatori, restituire l&#39;intestino nella cavità addominale. </li><li> Con il porta-aghi Castroviejo e pinze Graefe, chiudere la parete addominale con 5-0 punti di sutura in polipropilene con cucitura continua. Chiudere lo strato di pelle con la stessasuture con chiusura sottocuticolare. </li><li> Somministrare immediatamente Torbugesic (1 mg / kg) im al termine del trapianto. </li><li> Dare immediatamente, nell&#39;ordine, Atipamezolo (1 mg / kg), ketoprofene (5 mg / kg) e riscaldato soluzione sottocutanea Ringer lattato. </li><li> Immediatamente dopo l&#39;intervento chirurgico, collocare topi in una gabbia riscaldato sotto una coperta acqua per una notte (12 ore). Durante il periodo di anestetico recupero, posizionare gli animali da solo in un ambiente pulito zona libera asciutta,. Linea gabbia (autoclave) con carta assorbente pulita e regolare la temperatura della coperta di acqua a circa 20 a 22 ° C. Fornire crocchette secche e umide ad libitum sul pavimento della gabbia. Nota: Una componente importante di cura post-chirurgica è l&#39;osservazione dell&#39;intervento animali e opportuno, come richiesto, durante il recupero da anestesia e chirurgia. L&#39;intensità necessaria di monitoraggio varia con l&#39;animale e potrebbe essere maggiore durante il periodo di recupero anestetico immediato come compared a tardi nel recupero post-operatorio. </li><li> Continuamente controllare gli animali che hanno subito l&#39;anestesia monitorati fino a che non guariscono completamente. L&#39;animale deve essere in grado di mantenere senza aiuto decubito sternale e deve apparire calmo e priva di dolore prima di poter essere lasciato incustodito. </li><li> Dare buprenorfina (0,1 mg / kg BID) e ketoprofene (5 mg / kg SID) per un periodo di tre giorni, sia per via sottocutanea. </li><li> Monitorare cardiovascolare e la funzione respiratoria, la temperatura corporea, e il dolore post-operatorio o disagio durante il recupero dall&#39;anestesia per un minimo di tre giorni. Cura supplementare può essere richiesto, come ad esempio la somministrazione di analgesici e altri farmaci, e liquidi per via parenterale per ridurre al minimo la disidratazione e la perdita di elettroliti. </li><li> Valutare il successo della chirurgia dei trapianti osservando la funzione motoria degli arti posteriori. Completa il successo del trapianto comporta ostruita flusso di sangue al dell&#39;arto posteriore e la coda, che dovrebbe essere immediata recupero del Animal, e il recupero completo senza paralisi degli arti posteriori il secondo giorno </li></ol></li></ol> 3. Tissue Collection Nota: punti finali predeterminata gamma 3-60 giorni a seconda del tipo di analisi desiderata e la natura del disallineamento antigene. In generale, ispessimento intimale è robusto a 30 giorni dopo il trapianto attraverso complete MHC ceppi di topi non corrispondenti. <ol><li> Anestetizzare il mouse con iniezioni intraperitoneali di ketamina (100 mg / kg; 10 mg / ml) e xilazina (10 mg / kg, 1 mg / ml). Valutare la profondità dell&#39;anestesia pizzicando la parte grassa del pad piede animale. Procedere con la chirurgia quando l&#39;animale non presenta ritiro reflex. </li><li> Pulire il sito chirurgico con acqua e termina con il 70% di alcol. </li><li> Posto l&#39;animale in posizione supina su un vassoio rivestito con tampone assorbente. </li><li> Aprire la cavità addominale con una incisione longitudinale grande linea mediana. Posizionare un divaricatore di auto-mantenimento per esporre la cavità, l&#39;una IVCd l&#39;aorta addominale. </li><li> Separare delicatamente il segmento aortico donatore trapiantato dalla vicina IVC con un paio di n medico 5 pinze. Prestare particolare attenzione a non mettere a nudo l&#39;avventizia della nave trapiantato. </li><li> Esporre la cavità toracica tagliando attraverso le nervature lungo entrambi i lati della colonna vertebrale toracica fino toracico. Riflettere parete toracica anteriore superiormente per esporre il pericardio e fissare la gabbia toracica con un paio di emostatico. </li><li> Una volta che il cuore è esposto, inserire un ago 25 G 5/8 (attaccato ad una siringa) nel ventricolo sinistro ea filo con 0,1 ml di soluzione salina eparinizzata (100 U / ml). </li><li> Utilizzando un paio di forbici, rimuovere l&#39;atrio destro per permettere al sangue, soluzione salina eparinizzata e fissativo per lasciare il corpo durante la perfusione. Profumato l&#39;animale con 5 ml di paraformaldeide al 4% o fino a quando viene eseguito il liquido chiaro. Rimuovere il cuore al fine di garantire l&#39;eutanasia. </li><li> Excise trapiantato segmento nave e immergere nel 4% paraformaldeide per non più di un&#39;ora. Impostare la nave trapiantato in OCT (temperatura ottimale di taglio) matrice e flash freeze. Sezione della nave in un criostato fissato a 8 spessori um. Sezioni Macchia con Ematossilina e eosina e / o Verhoeff-van Gieson (van Gieson) macchia elastico. </li></ol> 4. Analisi morfologica di innesti Nota: TA è caratterizzata da ispessimento intimale 13. In questo modello, ispessimento intimale e una conseguente riduzione delle dimensioni del lume sono riflettenti della gravità delle lesioni vascolari immuno-mediata. Controlli Syngraft vengono utilizzati per determinare le caratteristiche di base delle navi, in assenza di risposte immunitarie allogenici. Questi controlli permettono anche la valutazione del danno arterioso che si verifica come risultato della procedura chirurgica. Non ci dovrebbero essere ispessimento intimale in syngrafts. <ol><li> Per esaminare ispessimento intimale e luminale occlusione, misurare l&#39;area all&#39;interno della cellula endotelialestrato, lamina interna elastica (IEL) e lamina elastica esterna (EEL) su elastici van Gieson segmenti delle arterie macchiato con un software di analisi delle immagini. I parametri di seguito possono essere utilizzati per determinare i cambiamenti arteriosi riflettenti di TA. <ol><li> Misurare l&#39;area intimale assoluto: area all&#39;interno della lamina elastica interna - l&#39;area all&#39;interno dello strato di cellule endoteliali. Ciò fornisce una misura assoluta di espansione intimale, che è il segno distintivo di TA. </li><li> Misurare l&#39;area mediale assoluto: area all&#39;interno della lamina elastica esterna - area all&#39;interno della lamina elastica interna. Questo fornisce una misura assoluta di degradazione mediale o di crescita, che occasionalmente può verificarsi a seguito di variazioni immunomediate a questa regione della parete del vaso. </li><li> Misurare l&#39;area totale del vaso come l&#39;area all&#39;interno della lamina elastica esterna. Questo fornisce una misura del rimodellamento nave che coinvolge espansione o costrizione di un&#39;arteria a causa di danno immunologico. </li><li> Misural&#39;intima / Media: (area all&#39;interno della lamina elastica interna - area all&#39;interno dello strato di cellule endoteliali) / (area all&#39;interno della lamina elastica esterna - area all&#39;interno della lamina elastica interna). Ciò fornisce una misura relativa di espansione intimale e normalizza le differenze di dimensioni delle navi. </li><li> Misurare la Restringimento% Luminal: [(area all&#39;interno della lamina elastica interna - area all&#39;interno dello strato di cellule endoteliali) / area con la lamina elastica interna)] * 100. Questo fornisce una misura del grado di occlusione del lume, che deriva da una combinazione di espansione intimale e rimodellamento (verso l&#39;interno o verso l&#39;esterno) della parete del vaso. </li></ol></li></ol>

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I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD8++T+cells+mediate+aortic+allograft+vasculopathy+by+direct+killing+and+an+interferon-gamma-dependent+indirect+pathway.">CD8+ T cells mediate aortic allograft vasculopathy by direct killing and an interferon-gamma-dependent indirect pathway.</a> Cardiovasc Res. 65, 283-291 (2005).</li><li>Tellides, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+elicits+arteriosclerosis+in+the+absence+of+leukocytes.">Interferon-gamma elicits arteriosclerosis in the absence of leukocytes.</a> Nature. 403, 207-211 (2000).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+induces+human+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+intimal+expansion+by+phosphatidylinositol+3-kinase+dependent+mammalian+target+of+rapamycin+raptor+complex+1+activation.">Interferon-gamma induces human vascular smooth muscle cell proliferation and intimal expansion by phosphatidylinositol 3-kinase dependent mammalian target of rapamycin raptor complex 1 activation.</a> Circ Res. 101, 560-569 (2007).</li><li>Soulez, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+perlecan+fragment+LG3+is+a+novel+regulator+of+obliterative+remodeling+associated+with+allograft+vascular+rejection.">The perlecan fragment LG3 is a novel regulator of obliterative remodeling associated with allograft vascular rejection.</a> Circ Res. 110, 94-104 (2012).</li><li>Choy, J. C., Kerjner, A., Wong, B. W., McManus, B. M., Granville, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perforin+mediates+endothelial+cell+death+and+resultant+transplant+vascular+disease+in+cardiac+allografts.">Perforin mediates endothelial cell death and resultant transplant vascular disease in cardiac allografts.</a> Am J Pathol. 165, 127-133 (2004).</li><li>Choy, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Granzyme+B+induces+endothelial+cell+apoptosis+and+contributes+to+the+development+of+transplant+vascular+disease.">Granzyme B induces endothelial cell apoptosis and contributes to the development of transplant vascular disease.</a> Am J Transplant. 5, 494-499 (2005).</li><li>Reis, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dramatic+remodeling+of+advanced+atherosclerotic+plaques+of+the+apolipoprotein+E-deficient+mouse+in+a+novel+transplantation+model.">Dramatic remodeling of advanced atherosclerotic plaques of the apolipoprotein E-deficient mouse in a novel transplantation model.</a> Journal of vascular surgery. 34, 541-547 (2001).</li><li>Potteaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppressed+monocyte+recruitment+drives+macrophage+removal+from+atherosclerotic+plaques+of+Apoe-/-+mice+during+disease+regression.">Suppressed monocyte recruitment drives macrophage removal from atherosclerotic plaques of Apoe-/- mice during disease regression.</a> J Clin Invest. 121, 2025-2036 (2011).</li></ol>

Abbiamo descritto un protocollo per interposizione aortica innesti in topi che è utile per studiare il rigetto vascolare immunomediata e TA. Questo modello può essere utilizzato per analizzare le cause dei TA nonché lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche. E &#39;stato usato in passato per stabilire un ruolo essenziale di immunità adattativa, citotossici risposte delle cellule T, le risposte effettrici CD4 T cellule citochine-mediata, e danni trapianto mediata da anticorpi in TA 14,17-21. Trapianto Ar...

Nel corso degli ultimi 30 anni, i progressi in materia di farmaci immunosoppressori sono diminuiti rigetto del trapianto a causa di rigetto acuto, ma il rigetto cronico rimane una sfida. La manifestazione principale del rigetto del trapianto cardiaco cronico è arteriosclerosi trapianto (TA) 1,2. Questa condizione è caratterizzata da iperplasia intimale e vasomotoria disfunzione delle arterie allogenico e si sviluppa come risultato di immunologica Il targeting delle cellule muscolari lisce endoteliali e dal sistema immunitario ricevente. La gestione mirata del sistema vascolare del trapianto a causa di riconoscimento del complesso di istocompatibilità straniera peptide-major (MHC) è evidenziata dallo sviluppo di TA esclusivamente nelle arterie innesto risparmiando vasi ospitanti 3. In linea con questo è l&#39;osservazione che TA non si verifica sperimentalmente quando il destinatario è geneticamente identico al donatore o quando il destinatario manca cellule T e B 4. Danno vascolare immuno-mediata e dysfunction provoca lo sviluppo di ispessimento intimale e fibrosi, così come l&#39;accumulo anormale di lipidi e proteine ​​ECM, in TA 5. Ispessimento intimale tende ad essere concentrici in tutto l&#39;albero arterioso 4-6. Perdita del trapianto e la morte di solito si verificano a seguito di ischemia progressiva derivante dalla occlusione del lume delle arterie allotrapianto 4. Nel 1991, Mennander et al. 7 ha favorito un modello di interposizione aortica nei ratti per modellare TA. Diversi gruppi hanno successivamente adattato questo procedimento per l&#39;utilizzo nei topi. In questo modello, i segmenti aortici trapianto allogenico di sviluppare lesioni che hanno caratteristiche analoghe a TA osservate nei trapianti clinici. Questo include ispessimento intimale caratterizzata da accumulo di cellule come-muscolari lisce e leucociti destinatari 7. Nel corso degli ultimi 2 decenni questo modello è stato utilizzato per generare importanti informazioni sui meccanismi di danno vascolare, il rifiuto e TA. Può essere noied esaminare le questioni relative alla risposta immunitaria e vascolari durante la patologia arteriosa. La scelta degli impatti antigene disadattamento la capacità di affrontare in modo appropriato a queste domande. Trapianto attraverso le barriere complete MHC permette una valutazione completa delle risposte immunitarie che sono noti per essere coinvolti nel rigetto dei trapianti d&#39;organo. Questo include il riconoscimento delle cellule CD4 e CD8 T diretta e la destinazione di stranieri peptide-MHC presentato da cellule innesto di derivazione, CD4 indiretta (e possibilmente CD8) il riconoscimento delle cellule T e la destinazione dei alloantigeni innesto di derivazione presentati da antigene destinatario presentano cellule, e anticorpi riconoscimento mediata di alloantigeni sulla superficie delle cellule vascolari 8. Tuttavia, la risposta vascolare al danno in completi esperimenti MHC-non corrispondenti possono variare rispetto a quello osservato clinicamente. Johnson et al. 9 hanno mostrato che, negli innesti interposizione aortici trapiantati attraverso una barriera completa MHC disallineamento, la maggior parte dile cellule neointimal sono di origine destinatario e non di provenienza dei donatori. Questo è diverso da quello osservato nei trapianti umani, dove la maggior parte delle cellule muscolari lisce intimale di origine donatore 9,10. Per tenere conto di questa limitazione, modelli sperimentali alternativi che coinvolgono innesto attraverso piccoli disallineamenti antigene di istocompatibilità sono stati sviluppati che innescano le risposte vascolari che si avvicinano maggiormente a quelli osservati nel trapianto clinica 11. Anche se questi modelli alternativi permettono di conclusioni importanti da effettuare per quanto riguarda le risposte vascolari che guidano lo sviluppo della TA, i processi immunologici che causano il rigetto vascolare in antigene di istocompatibilità minore innesti corrispondenti non completamente ri-capitolare quelle che si verificano in ambito clinico. Ad esempio, antigeni di istocompatibilità minori sono riconosciuti male da innesto anticorpi reattivi 12. Alla luce delle considerazioni che precedono, è importante considerare il QUESTI patologicosu essere esaminato quando si sceglie il tipo di antigene disadattamento utilizzato un modello interposizione aortica. Qui si descrive un protocollo dettagliato per murino aortica interposizione innesto. Descriviamo interposizione innesto tra completi topi MHC-non corrispondenti, ma lo stesso protocollo viene utilizzato per l&#39;innesto su altri ceppi di antigene non corrispondenti mouse.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name&#160;</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J (H-2b)</td>
			<td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td>
			<td>Strain# 000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balb/cBYJ</td>
			<td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td>
			<td>Strain# 001026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Ketamine Hydrochloride Injection USP 100 mg/ mL</td>
			<td rowspan="2">Ketalean</td>
			<td rowspan="2">DIN 00612316</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine Injection 20 mg/mL</td>
			<td>Rompum</td>
			<td>DIN 02169592</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketoprofen Injection 100 mg/mL</td>
			<td>Anafen</td>
			<td>DIN 01938126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butorphanol Tartrate&#160;injection 10 mg/mL</td>
			<td>Torbugesic</td>
			<td>DIN 008450000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine Injection 0.3 mg/mL</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>B.N. 5241</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atipamezole hydrochloride sterile injectable solution</td>
			<td>Antisedan</td>
			<td>DIN 02237744</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium Injection, USP, 1000 units/mL</td>
			<td>McKesson Distribution</td>
			<td>DIN 02264315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tears naturale ophthalmic ointment</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>DIN 02082519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride, sterile</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#8217;s solution, sterile</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride Injection, sterile, 10 mL</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep Pads</td>
			<td>Loris</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone Iodine</td>
			<td>Betadine</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorohexidine Gluconate 4% w/v</td>
			<td>Germi-Stat</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black Polyamide Monofilament</td>
			<td>AROSurgical Instruments</td>
			<td rowspan="2">T4A10Q07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture, 10-0 suture, 70 microns</td>
			<td>Corporation</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue monofilament suture 5-0, P3 needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8698G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1cc TB insulin syringe with 28G 1/2</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309309</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25G 7/8, hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 305124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27G 1/2, hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 305109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Colibri Retractor- 1.5cm spread 4cm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T CAF-4 Clip applying forceps, without lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00072-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supergrip forceps, S&#38;T</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical No.5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lexer Baby Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Adson forceps serrated</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11018-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-Tubingen microscissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15003-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clamps, b-1; 3.5mm x 1mm; 7mm length</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00396-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe-forceps, 10cm 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11054-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo with lock and tungsten jaws</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot glass bead sterilizer</td>
			<td>Inotech 250</td>
			<td>IS-250 - Steri-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven gauzes</td>
			<td>Progene</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beard Trimmer</td>
			<td>Wahl</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Sunbeam</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse model of alloimmune-induced vascular rejection and transplant arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

In questo modello, l&#39;aorta addominale da un topo Balb / CYJ è interposto in aorta sottorenale di un / 6 ricevente C57Bl. Questo permette una valutazione completa di alloimmuni risposte che colpiscono le arterie trapianto allogenico. Danno vascolare Immune-mediata in questo modello inizia risposte riparative vascolari che culminano in ispessimento dell&#39;intima, restringimento del lume e il reclutamento di cellule immunitarie (figure 1 e 2). Questi criteri agiscono come uno-out le...

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Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Modello murino della alloimmune indotta Rifiuto vascolare e trapianto Arteriosclerosi

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

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JoVE Journal

Medicine

8.4K Views.  Simon Fraser University. We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure. 

Video: Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

Modello del mouse completa stasi della vena cava inferiore Trombosi

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

Ricerca

Medicina

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Graft arteriosclerois (GA), also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over months to years in transplanted organs characterized by diffuse, circumferential stenosis of the entire graft vascular tree. The most critical component of GA pathogenesis is the proliferation of smooth muscle-like cells within the intima. When a human coronary artery segment is interposed into the infra-renal aortae of immunodeficient mice, the intimas could be expand in response to adoptively transferred human T cells allogeneic to the artery donor or exogenous human IFN-&gamma; in the absence of human T cells. Interposition of a mouse aorta from one strain into another mouse strain recipient is limited as a model for chronic rejection in humans because the acute cell-mediated rejection response in this mouse model completely eliminates all donor-derived vascular cells from the graft within two-three weeks. We have recently developed two new mouse models to circumvent these problems. The first model involves interposition of a vessel segment from a male mouse into a female recipient of the same inbred strain (C57BL/6J). Graft rejection in this case is directed only against minor histocompatibility antigens encoded by the Y chromosome (present in the male but not the female) and the rejection response that ensues is sufficiently indolent to preserve donor-derived smooth muscle cells for several weeks. The second model involves interposing an artery segment from a wild type C57BL/6J mouse donor into a host mouse of the same strain and gender that lacks the receptor for IFN-&gamma; followed by administration of mouse IFN-&gamma; (delivered via infection of the mouse liver with an adenoviral vector. There is no rejection in this case as both donor and recipient mice are of the same strain and gender but donor smooth muscle cells proliferate in response to the cytokine while host-derived cells, lacking receptor for this cytokine, are unresponsive. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, both models can be used to assess the effect of specific genes on GA progression. Here, we describe detailed protocols for our mouse GA models.

We describe protocols for our mouse graft arteriosclerois (GA) models which involve interposition of a mouse vessel segment into a recipient of the same inbred strain. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, the model can assess the effect of specific genes on GA.

Modelli murini per l&#39;arteriosclerosi Graft

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

Aspetti tecnici della fistola aorto-cavale mouse

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murini eterotopica cuore Tecnica Trapianto

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric chloride injury is now a well-established technique to rapidly and accurately induce the formation of thrombi in exposed veins or artery of small and large diameter. This model has played a key role in the study of the pathophysiology of thrombosis, in the discovery and validation of novel antithrombotic drugs and in the understanding of the mechanism of action of these new agents. Here, the implementation of this technique on a mesenteric vessel and carotid artery in mice is presented. The method describes how to label circulating leukocytes and platelets with a fluorescent dye and to observe, by intravital microscopy on the exposed mesentery, their accumulation at the injured vessel wall which leads to the formation of a thrombus. On the carotid artery, the occlusion caused by the clot formation is measured by monitoring the blood flow with a Doppler probe.

The FeCl3 induced thrombosis model in mice is described herein. A method to monitor thrombus growth by intravital microscopy observation on a mesenteric vessel and by blood flow measurement in the carotid artery is presented.

Cloruro ferrico-indotta Trombosi modello murino sulla carotide e Mesentere Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The simple murine AVF model was combined with intraluminal administration of drug solution to the venous endothelium at the same time as fistula creation. Technical aspects of this model are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The infra-renal aorta and IVC are dissected for clamping. After proximal and distal clamping, the puncture site is exposed and a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta and into the IVC. Immediately after the puncture, a reporter gene-expressing viral vector was infused in the IVC via the same needle, followed by 15 min of incubation. The intraluminal administration method enabled more robust viral gene delivery to the venous endothelium compared to administration by the external route. This novel method of delivery will facilitate studies that explore the role of the endothelium in AVF maturation and enable intraluminal drug delivery at the time of surgical operation.

After puncturing the aorta through the inferior vena cava (IVC) to create an aorto-caval fistula in the mouse, solution containing a drug is infused into the IVC via the same needle, followed by incubation. This method enables more robust drug delivery to the venous endothelium compared to the external route.

Intraluminale Drug Delivery per il mouse fistola artero-venosa endotelio

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

Vena interposizione Modello: un modello adatto per studiare Bypass Graft pervietà

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of aortic disease exist, in vivo imaging of the vasculature has been limited. In recent years, micro-computerized tomography (micro-CT) has emerged as a preferred modality for imaging both large and small vessels both in vivo and ex vivo. In conjunction with a method of vascular casting, we have successfully used micro-CT to characterize the frequency and distribution of aortic pathology in &#946;-aminopropionitrile-treated C57/Bl6 mice. Technical limitations of this method include variations in the quality of the perfusion introduced by poor animal preparation, the application of proper methodologies for vessel size quantification, and the non-survivability of this procedure. This article details a methodology for the intravascular perfusion of a lead-based radiopaque silicone rubber for the quantitative characterization of aortopathy in a mouse model of aneurysm and dissection. In addition to visualizing aortic pathology, this method may be used for examining other vascular beds in vivo or vascular beds removed post-mortem.

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &amp;#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

This article describes a detailed methodology of using a radiopaque lead-based silicone rubber to perfuse the murine vasculature for aortic diameter quantification in a mouse model of aortic aneurysm and dissection.

Analisi quantitativa di Micro-CT di Aortopathy in un modello murino di indotta da β-aminopropionitrile aneurisma e dissezione

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of ...