이 작품은 건강 연구 및 심장과 BC &amp; 유콘의 스트로크 재단 (JCC)의 캐나다 연구소에서 보조금에 의해 지원되었다.

본 연구의 모든 프로토콜을 검토하고 사이먼 프레이저 대학 동물 관리 윤리위원회에 의해 승인되었다. 사용을 Balb / cYJ (H2의 d) 공여 마우스 및 C57BL / 6 (H2의 b)받는 마우스 동종 반응을 조사. 마우스는 8-12주 세 사이의 실험에 사용된다. 여성 또는 남성 어느 마우스를 사용합니다. 동계 컨트롤 C57BL / 6 수신자에 C57BL / 6 기증자로부터 대동맥 세그먼트로 구성되어 있습니다. 1. 기증자와받는 사람 준비 참고 : 기증자와받는 사람 모두 마취 이식의 허혈을 최소화하기 위해 수술 전에 준비가되어 있습니다. 주 사용 마취제는 흡입 마취제의 전달을 위해 필요한 장치에 의해 동물의 폐색을 방지하기 위해 프로토콜에 사용된다. 그러나, 원하는 경우, 흡입 마취제는 적절한 대안이다. 마취제의 초기 주입에서 전체 절차를 완료하는 데 약 90 분 소요됩니다. 이식의 허혈 시간이 덜 그쪽입니다N 30 분. <ol><li> 케타민의 복강 내 주사로 마우스를 마취 (100 ㎎ / ㎏를 10 ㎎ / ㎖)과 자일 라진 (10 ㎎ / ㎏, 1 ㎎ / ㎖). 마우스는 10 ~ 15 분 이내에 진정 될 것입니다. 동물 풋 패드의 지방산 부분을 협지함으로써 마취 깊이를 평가한다. 필요에 따라 동물이 철수 반사가 발생하지 않을 때까지, 마취 칵테일의 원래 용량의 1/3을 관리합니다. 모든 칵테일 투여 밀접 후 호흡 속도를 모니터링합니다. 수술하는 동안, 포셉 한 쌍의 전방 복벽을 곤란하게하여 마취의 레벨마다 15 분을 평가. 마우스는 깊이 60 ~ 90 분 동안 마취를 유지한다. </li><li> 마취 동안 건조를 방지하기 위해 안과 연고와 마우스의 눈을 윤활. </li><li> 치골에 중반 흉부에서 복부 복부 영역에 가능한 한 피부에 가깝게 머리를 면도. 피부에 닉에 특히 조심하지합니다. 그것이 내가 흡수 될 수 있기 때문에 제모 크림을 사용하지 마십시오피부를 NTO 염증이 될 수 있습니다. </li><li> 가열 테이블이나 패드 위에 수건에 앙와위에서 동물을 놓습니다. </li><li> 2 % 클로로 헥와 예비 스크럽 수술 부위를 청소합니다. 수술 필드를 극대화하기 위해 큰 작업 영역을 준비합니다. 수술 부위의 중앙에서 시작하여 세정 선형 또는 원형 방식으로 외부로 이동한다. 거즈 폐기하십시오. 이 절차를 적어도 5 번 이상 반복합니다. 같은 지역에 알코올 준비 패드를 적용합니다. 알코올이 건조되면, 멸균 거즈와 B​​etadine 솔루션과 드레이프와 청소 영역을 준비합니다. </li></ol> 2. 엔드 - 투 - 엔드 문합 절차 <ol><li> 기부자 운영 <ol><li> 조작에 걸쳐 무균 기술을 유지한다. 사용하기 전에 0.5 % 가속 과산화수소 모든 카운터 및 수술 테이블 표면을 청소합니다. 싸서 사용하기 전에 모든 수술기구, 거즈, 드레이프와 가운을 압력솥. 증기와 악기의 불임을 확인각 팩에 배치 살균기 표시 스트립. 무균 수술 장갑 사용과 수술 사이의 배치된다. 여러 실용 핫 유리 비드와 함께 살균 용도 사이 수술기구 소독. </li><li> 8-30X 배율에서 운영 현미경으로 멸균 드레이프와 포장 깨끗하고 얇은 유리 야 보드에 앙와위에서 기증자 마우스를 놓습니다. </li><li> 1.1 절에 설명 된대로 적절한 수술 마취를 확인한 후 수술을 진행합니다. </li><li> 멸균 가위를 사용하여 xyphoid 과정 치골에서, 하나의 중간 선 낮은 종 복부 절개를합니다. </li><li> , 복부 벽을 작은 트랙터를 열고 사용하면 구멍을 노출. </li><li> 애플리케이터를 멸균면 스쳐 사용하여 부드럽게 우량 동물의 왼쪽에있는 창자를 철회하고 생리 식염수에 적신 거즈 커버. 하방 생식 기관을 이동하고 infrarenal 대동맥과 하대 정맥 (IVC)을 찾습니다. Mois주기적으로 생리 식염수와 열 노출 된 조직. </li><li> 의료 5 호 집게를 사용하여, 분기점 좌측 신장 동맥의 수준에서, IVC에서 대동맥의 분리. 대동맥 근처의 작은 가지를 결찰하는 10-0 폴리 아미드 모노 필라멘트 봉합사를 사용합니다. </li><li> 기증자의 대동맥이 IVC에서 분리되면, 적신 거즈에 노출 된 캐비티를 포함, 식염수로 용기를 포화 및 멸균 영역에 따로 기증자를 설정합니다. 기증자 (호흡과 심장 혈관 기능, 마취의 깊이) 매 15 분의 상태를 확인합니다. (단계 2.2.7 2.2.1) 후술 대동맥을 단리, 수신자에서 작동 시작. </li><li> 수신자 대동맥 IVC로부터 분리하여 별도로되면 현미경 도너를 반환한다. 크로스 클램프 (근위 관심 세그먼트에 원위부) 기증자의 대동맥, 두 4mm 미세 혈관 클램프와 떨어져 약 5mm,. </li><li> Vannas-튀빙겐의 microscissors를 사용하여,복부 대동맥의 작은 이식​​ 세그먼트 (길이 3-4mm)를 가로로 쪼개다. </li><li> 주사기에 부착 된 25 G 바늘을 사용하여 5/8, 헤파린 (100 U / ㎖) 식염수와 절제 대동맥 플러시. 용기와 접촉하지 않는 바늘의 끝을 확인합니다. </li><li> 헤파린에 넣어 대동맥 (100 U / ㎖) 식염수 얼음에 솔루션을 따로 설정합니다. 여전히 깊은 마취, 미세 혈관 클램프를 해제하는 동안. 방혈하여 기증자를 안락사. </li><li> 절제 후 30 분 이내에 도너 용기 임플란트. 이 대동맥의 큰 길이를 절개하여 여러 수신자에 대해 하나의 도너 용기를 사용하는 것이 가능하지만, 30 분 미만에 허혈 시간을 유지한다. </li></ol></li><li> 받는 사람 운영 <ol><li> 도너 동작으로, 동작에 걸쳐 무균 기술을 유지한다. </li><li> 8-30X 배율에서 운영 현미경으로 멸균 드레이프와 포장 얇은 플렉시 글라스 보드에 앙와위에서받는 사람 마우스를 놓습니다. </li><li> AF동물이 철수 반사가 발생하지 않는 경우 적절한 마취를 보장 ter에게, 수술을 진행합니다. </li><li> 멸균 가위를 사용하여 xyphoid 과정 치골에서, 하나의 중간 선 낮은 종 복부 절개를합니다. </li><li> , 복부 벽을 작은 트랙터를 열고 사용하면 구멍을 노출. </li><li> 애플리케이터를 멸균면 스쳐 사용하여 부드럽게 우량 동물의 왼쪽에있는 창자를 철회하고 생리 식염수에 적신 거즈 커버. 하방 생식 기관을 이동하고 infrarenal 대동맥과 IVC를 찾습니다. 식염수로 주기적으로 노출 된 조직을 적 십니다. </li><li> 분기에 왼쪽 신장 동맥의 수준에서, IVC에서 대동맥을 분리합니다. 필요한 경우, 대동맥 근처 작은 지점을 결찰 할 10-0 폴리 아미드 모노 필라멘트 봉합사를 사용한다. </li><li> 크로스 클램프 (근위 관심 세그먼트에 원위부) 대동맥, 두 4mm 미세 혈관 클램프와 떨어져 약 5mm,. </li><li> Vannas-튀빙겐 microscissors를 사용하여, 하나의 수평 aortotomy을하고 도너 대동맥 이식술을 수용하기 위해 복부 대동맥의 작은 세그먼트 (이하, 0.5 mm)를 절제. </li><li> 헤파린 (100 U / ㎖) 식염수와 절제 대동맥 플러시. 기증자의 대동맥 이식받는 사람의 횡단 대동맥 끝을 연결하는 적당한 길이이어야한다. </li><li> 동 소성 위치에 기증자의 대동맥 이식을 놓고받는 사람의 그것과 각각의 이식 해부학 적 방향을 일치,받는 사람의 말에 기증자의 이식 끝을 문합. </li><li> 조심스럽게 용기의 외막을 잡고 약간 의료 5 번 집게를 사용하여 에버트. 집게를 사용하여, 수신자의 절제된 용기 도너 대동맥 이식술을 확보하기 위해서, 용기 벽의 전체 두께를 통해 (10-0) 폴리 아미드 모노 필라멘트 봉합사에 연결된 바늘을 구동한다. 용기 개방이 꺼져 인​​해 T 폐쇄되지 않도록주의하십시오선박의 뒤쪽 벽의 오 부주의 바느질. </li><li> 연속 스티치를 들어, 이식의 상단과 하단 모두 9시에 숙박 봉합을 배치합니다. 3시 그래프트의 상단에서 시작, 2 실행 봉합과 절제 끝을 문합 및 숙박 봉합사로 봉합을 고정합니다. <ol><li> 이상 이식을 뒤집고 원점 숙박 봉합을 충족, 선박의 일부를 지느러미에 실행 봉합을 계속합니다. 용기에 많은 압력을 적용하지 않고 고정합니다. 낮은 문합의 봉합을 반복합니다. 주 : 단속 봉합 용기 체류 봉합 사이 세 분리 바늘 문합되는 것을 제외하고 연속 봉합사와 동일한 방식으로 시작한다. 문합 시간은 보통 20 분입니다. </li></ol></li><li> 문합이 완료되면, 역행 혈액 흐름과 문합 부위의 누출을 검사 할 수 있도록 말초 미세 혈관 클램프를 분리. 누설, immediatel가있는 경우Y는 결함이있는 사이트를 닫 스티치를 배치합니다. 현장에서의 번짐이없는 경우, 근위 클램프를 해제. </li><li> 이식을 검토하고 이식에는 혈액 방해 및 근위과받는 사람의 혈관의 말단 부분이 없음을 확인합니다. 기증자의 사람과받는 사람의 두 배에 활발한 펄스 패턴은 혈액이 막힘없이 흐르는 지 기본 표시입니다. 집게의 쌍을 사용하여 부드럽게 체류 봉합사의 한쪽 끝을 잡고 약간 용기의 뒷벽을 검사 할 용기 에버트. 주 : 문합 부위의 양단에 용기 벽에는 퍼커이 없어야합니다. 클램프 제거한 후 불량한 혈액 흐름은 혈전증의 표시이다. </li><li> 스쳐면 애플리케이터를 사용하여, 복강 창자를 반환한다. </li><li> Castroviejo 바늘 홀더와 Graefe 씨 집게로, 연속 스티치를 사용하여 5-0 폴리 프로필렌 봉합사와 복부 벽을 닫습니다. 와 같은 스킨 층을 닫고표피 하 폐쇄를 사용하여 봉합. </li><li> 이식이 완료되면 즉시 Torbugesic (1 ㎎ / ㎏) 메신저를 관리합니다. </li><li> 순서대로, 바로 Atipamezole (1 ㎎ / ㎏), 케토 프로 펜 (5 ㎎ / ㎏)을 수득 및 락 테이트 화 링거액 피하 가온. </li><li> 즉시 수술 후, 물 담요 하룻밤 (12 시간)에서 가열 된 새장에 마우스를 놓습니다. 마취 회복 기간 동안, 깨끗하고 마른 탁 트인 지역에 단독으로 동물을 배치합니다. 라인 깨끗한 종이 타월로 (멸균) 케이지를 약 20 ° C ~ 22에 물 담요의 온도를 조절합니다. 케이지 바닥에 건식 및 습식의 kibbles 광고 무제한을 제공합니다. 주 : 수술 치료의 중요한 구성 요소는 수술 마취 및 회복 기간 동안, 필요에 따라, 동물 및 적절한 개입 관측이다. 모니터링의 필요 강도에 따라 다를 동물 및 CO와 같은 즉각적인 마취 회복 기간 동안 클 수도나중에 수술 후 회복에 mpared. </li><li> 지속적으로 그들이 완전히 회복 될 때까지 모니터링받은 마취를 가진 동물을 모니터링 할 수 있습니다. 동물은 보조를받지 흉골 드러 누움을 유지할 수 있어야하며이 방치되기 전에 그것은 조용하고 고통의 무료 나타나야합니다. </li><li> 두 피하 사흘 동안 부 프레 놀핀 (0.1 밀리그램 / kg BID) 및 케토 프로 펜 (5 ㎎ / ㎏ SID)를 얻었다. </li><li> 삼일의 최소 마취에서 회복하는 동안 심장 혈관과 호흡 기능, 체온, 수술 후 통증이나 불편을 모니터링합니다. 추가 관리는 이러한 탈수 및 전해질 손실을 최소화 진통제 및 기타 약물, 및 비경 구 투여 유체로서 요구 될 수있다. </li><li> 뒷다리의 운동 기능을 관찰함으로써 이식의 성공 여부를 평가한다. 이식의 완전한 성공은 ANIM의 회복에 따라 즉시해야 뒷다리와 꼬리에 방해받지 혈액의 흐름을 포함한다알, 두 번째 날에 뒷다리없이 마비와 완전한 회복 </li></ol></li></ol> 3. 조직 컬렉션 주 : 미리 결정된 종단점 원하는 분석의 유형과 불일치 항원의 성질에 따라 다양 3~60일. 일반적으로, 내막 비후가 완료 MHC 일치하지 않는 마우스 변종에 걸쳐 이식 후 하루 30에서 강력한이다. <ol><li> 케타민의 복강 내 주사로 마우스를 마취 (100 ㎎ / ㎏를 10 ㎎ / ㎖)과 자일 라진 (10 ㎎ / ㎏, 1 ㎎ / ㎖). 동물 풋 패드의 지방산 부분을 협지함으로써 마취 깊이를 평가한다. 동물이 철수 반사가 발생하지 않는 경우에 수술을 진행합니다. </li><li> 물과 70 % 알코올로 끝나는으로 수술 부위를 청소합니다. </li><li> 흡수 패드 늘어서 트레이에 앙와위에서 동물을 놓습니다. </li><li> 큰 중간 선 세로 절개로 복강을 엽니 다. 캐비티를 노출 자체 유지 견인기를 놓고, 하대 정맥복부 대동맥을 거라고. </li><li> 부드럽게 의료 5 호 포셉 쌍을 사용하여 이웃하는 IVC에서 이식 공여자 대동맥 세그먼트를 분리한다. 이식 된 선박의 외막을 제거하지 않도록주의하시기 바랍니다. </li><li> 모든 방법 흉부 입구에 흉추의 양쪽을 따라 갈비뼈를 통해 절단하여 흉강을 노출. 심낭을 노출하고 지혈 한 쌍의 흉곽을 확보하기 위해 우량 앞쪽에 가슴 벽을 반영한다. </li><li> 심장이 노출되면, 25 G 5/8 좌심실로 (주사기에 부착) 바늘과 헤파린의 0.1 ㎖ (100 U / ㎖) 생리 식염수와 같은 높이를 삽입합니다. </li><li> 가위를 사용하여, 혈액, 헤파린 염수 및 고정액을 관류 중에 몸을 남길 수 있도록 우심방을 제거한다. 4 % 파라 포름 알데히드를 5 ml의 액체 또는 실행 클리어까지 동물을 관류. 안락사를 보장하기 위해 마음을 제거합니다. </li><li> 소비세 선박 세그먼트를 이식하고 4 % 파라에 몰입일시간보다 더 이상에 대한 포름 알데히드. 이식 된 OCT에서 용기 (최적의 절삭 온도) 매트릭스 및 플래시 동결을 설정합니다. 제 8 UM 두께로 설정하에 저온 유지 용기. 헤 마톡 및 에오신 및 / 또는 Verhoeff 밴 Gieson (반 Gieson) 탄성 얼룩 얼룩 부분. </li></ol> 이식 4. 형태 학적 분석 참고 : TA는 내막의 비후 (13)에 의해 특징입니다. 이 모델에서, 내막의 비후 및 내강의 크기 감소는 얻어진 면역 매개 혈관 손상의 정도를 반영한​​다. Syngraft 제어는 동종 면역 반응의 부재 하에서 선박의 기준선 특성을 결정하기 위해 사용된다. 이러한 제어는 또한 외과 수술의 결과로 발생 동맥 손상의 평가를 허용한다. syngrafts에는 내막의 비후가 없어야합니다. <ol><li> 내피 세포 내에서 면적을 측정, 내막의 비후 및 내강 폐쇄를 검토층, 내부 탄성 박판 (IEL) 및 이미지 분석 소프트웨어와 탄성 판 Gieson 염색 동맥 세그먼트 외부 탄성 박판 (EEL). 아래의 파라미터가 TA의 반사 동맥의 변화를 결정하는데 사용될 수있다. <ol><li> 절대 내막의 면적을 측정 : 내부 탄성 얇은 내의 지역 - 내피 세포 층 내의 영역을. 이 TA의 특징이다 내막 확장의 절대 측정을 제공합니다. </li><li> 내부 탄성 얇은 내의 지역 - 지역 외부 탄성 얇은 내의 : 절대 중간 영역을 측정합니다. 이것은 때때로 혈관 벽의이 지역에 면역 매개 성 변화의 결과로 발생할 수있는 중간 저하 또는 성장의 절대 측정을 제공합니다. </li><li> 외부 탄성 박판 내의 지역 전체 혈관 영역을 측정한다. 이는 면역 학적 손상의 결과로서 팽창 또는 동맥의 수축을 수반 혈관 리모델링의 측정을 제공한다. </li><li> 측정(내부 탄성 얇은 내의 지역 - 내피 세포 층 내에서 면적) / (외부 탄성 얇은 내의 지역 - 내부 탄성 얇은 이내 지역) : 내막 / 미디어. 이 내막 확장의 상대 측정을 제공하며, 선박의 크기의 차이를 정상화. </li><li> %의 내강이 좁아 측정 : [(내부 탄성 얇은 내의 지역 - 내피 세포 층 내 영역) 내부 탄성 얇은 판에 / 영역)] * 100. 이 내막 확장과 혈관 벽의 리모델링 (내부 또는 외부)의 조합의 결과 내강 폐색의 정도의 측정을 제공한다. </li></ol></li></ol>

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I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD8++T+cells+mediate+aortic+allograft+vasculopathy+by+direct+killing+and+an+interferon-gamma-dependent+indirect+pathway.">CD8+ T cells mediate aortic allograft vasculopathy by direct killing and an interferon-gamma-dependent indirect pathway.</a> Cardiovasc Res. 65, 283-291 (2005).</li><li>Tellides, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+elicits+arteriosclerosis+in+the+absence+of+leukocytes.">Interferon-gamma elicits arteriosclerosis in the absence of leukocytes.</a> Nature. 403, 207-211 (2000).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+induces+human+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+intimal+expansion+by+phosphatidylinositol+3-kinase+dependent+mammalian+target+of+rapamycin+raptor+complex+1+activation.">Interferon-gamma induces human vascular smooth muscle cell proliferation and intimal expansion by phosphatidylinositol 3-kinase dependent mammalian target of rapamycin raptor complex 1 activation.</a> Circ Res. 101, 560-569 (2007).</li><li>Soulez, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+perlecan+fragment+LG3+is+a+novel+regulator+of+obliterative+remodeling+associated+with+allograft+vascular+rejection.">The perlecan fragment LG3 is a novel regulator of obliterative remodeling associated with allograft vascular rejection.</a> Circ Res. 110, 94-104 (2012).</li><li>Choy, J. C., Kerjner, A., Wong, B. W., McManus, B. M., Granville, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perforin+mediates+endothelial+cell+death+and+resultant+transplant+vascular+disease+in+cardiac+allografts.">Perforin mediates endothelial cell death and resultant transplant vascular disease in cardiac allografts.</a> Am J Pathol. 165, 127-133 (2004).</li><li>Choy, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Granzyme+B+induces+endothelial+cell+apoptosis+and+contributes+to+the+development+of+transplant+vascular+disease.">Granzyme B induces endothelial cell apoptosis and contributes to the development of transplant vascular disease.</a> Am J Transplant. 5, 494-499 (2005).</li><li>Reis, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dramatic+remodeling+of+advanced+atherosclerotic+plaques+of+the+apolipoprotein+E-deficient+mouse+in+a+novel+transplantation+model.">Dramatic remodeling of advanced atherosclerotic plaques of the apolipoprotein E-deficient mouse in a novel transplantation model.</a> Journal of vascular surgery. 34, 541-547 (2001).</li><li>Potteaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppressed+monocyte+recruitment+drives+macrophage+removal+from+atherosclerotic+plaques+of+Apoe-/-+mice+during+disease+regression.">Suppressed monocyte recruitment drives macrophage removal from atherosclerotic plaques of Apoe-/- mice during disease regression.</a> J Clin Invest. 121, 2025-2036 (2011).</li></ol>

우리는 면역 매개 성 혈관 거부와 TA를 연구하는 데 유용 쥐에 이식 대동맥 개재위한 프로토콜을 설명했다. 이 모델 TA의 요인뿐만 아니라, 신규 한 치료 전략의 개발을 조사하는데 사용될 수있다. 이것은 TA 14,17-21에서 후천성 면역, 세포 독성 T 세포 반응, 사이토 카인 - 매개 CD4 T 세포의 효과기 응답 및 항체 - 매개 그래프트 손상 중요한 역할을 확립하기 이전에 사용되어왔다. 마우스에서 ?...

지난 30 년 이상 동안, 면역 억제제의 발전으로 인해 급성 거부 반응으로 이식 거부 반응을 감소했지만 만성 거부 반응은 주요 과제로 남아. 만성 심장 이식 거부의 주요 증상은 이식 동맥 경화증 (TA) 1, 2입니다. 이 조건은 내막 증식증과 동종 동맥 혈관 운동 기능 장애를 특징으로하는 수신자 면역계 내피 및 평활근 세포의 표적화 면역의 결과로 발전된다. 호스트 선박 3을 살려주는 동안 때문에 외국 펩타이드 주요 조직 적합성 복합체 (MHC)의 인식에 이식 혈관의 구체적인 타겟팅 독점적으로 이식 동맥 (TA)의 개발에 의해 강조된다. 이을 유지받는 사람이 기증자하거나받는 사람이 T 세포와 B 세포 (4) 부족에 유 전적으로 동일한 경우 TA를 실험적으로 발생하지 않습니다 관측이다. 면역 매개 성 혈관 손상 및 dysfunctioN은 TA 5, 내막의 비후 및 섬유증의 개발뿐만 아니라, 지질 및 ECM 단백질의 비정상적 축적을 야기한다. 내막의 비후는 전체 동맥 트리 전체에 동심 4-6지는 경향이있다. 그라프 손실 및 사망은 보통 동종 이식 혈관 내강 (4)의 폐색으로 인한 시브 허혈의 결과로서 발생한다. 1991 년 Mennander 등. 7 TA를 모델 쥐의 대동맥 개재 모델을 개척했다. 몇몇 그룹은 이후 마우스에 사용하기 위해이 절차를 적용했다. 이 모델에서, 동종 이식 대동맥 세그먼트 (TA)에 필적하는 기능은 임상 이식에서 관찰이 병변을 개발한다. 이 부드러운 근육과 같은 세포와받는 사람 백혈구 (7)의 축적에 의해 특징 내막의 비후를 포함한다. 지난 20 년 동안이 모델 혈관 손상, 제거 및 TA의 기전에 중요한 통찰력을 생성하는 데 사용되어왔다. 그것은 우리가 될 수 있습니다발기 부전은 동맥 병리 동안 면역 및 혈관 반응에 관련된 질문을 검사합니다. 항원 불일치에 미치는 영향의 선택은 적절하게 이러한 문제를 해결 할 수있는 능력. 완전한 MHC 장벽 걸쳐 이식 장기 이식 거부 반응에 관여하는 것으로 알려진 면역 반응의 종합 평가를 허용한다. 이것은 그래프트 유래 세포에 의해 제시 직접 CD4 및 CD8 T 세포 인식과 외래 펩티드 MHC 표적화를 포함 간접 CD4 (및 CD8) T 세포 인식과 제시 세포받는 항원 제시 그래프트 유래 alloantigens 표적화 및 항체 혈관 세포 표면 8 alloantigens의 매개 인식. 그러나 완전한 MHC-일치하지 않는 실험에서 부상으로 혈관 반응은 임상 적 관찰과 다를 수 있습니다. 존슨 등. 9 보여, 그 대부분의 완전한 MHC 불일치 장벽에 걸쳐 이식 대동맥 개재 이식에신생 내막 세포는받는 사람의 기원이 아닌 기증자의 기원이다. 이것은 대부분의 내막 평활근 세포는 공여체 유래의 9,10- 또한 인간 이식에서 관찰 된 것보다 다르다. 이러한 제한 사항을 고려하기 위해, 작은 조직 적합성 항원 불일치 걸쳐 이식 것을 포함 대체 실험 모델은 더 가깝게 임상 이식 11에 관찰 된 것과 유사한 반응을 유발 혈관 개발되었다. 이러한 대체 모델이 중요한 결론을 허용하면서 TA 완전히 임상 환경에서 발생하는 것들 다시 굴복하지 않는 부 조직 적합성 항원이 일치하지 않는 이식 혈관 거부 반응을 일으키는 면역 과정의 개발을 이용시 혈관 반응에 대하여 이루어질 수있다. 예를 들어, 작은 조직 적합성 항원 이식 반응 항체 (12)에 의해 제대로 인식하고 있습니다. 위의 고려 사항을 감안할 때, 그것은 병적 인 questi를 고려하는 것이 중요하다대동맥 개재 모델에 사용 된 항원 불일치의 종류를 선택하는 경우에 조사된다. 여기에서 우리는 쥐의 대동맥 개재 이식에 대한 상세한 프로토콜을 설명합니다. 우리는 완전한 MHC-일치하지 않는 마우스하지만 같은 프로토콜이 다른 항원 일치하지 않는 마우스 변종에 걸쳐 이식에 사용되는 사이에 개재 이식에 대해 설명합니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name&#160;</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J (H-2b)</td>
			<td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td>
			<td>Strain# 000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balb/cBYJ</td>
			<td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td>
			<td>Strain# 001026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Ketamine Hydrochloride Injection USP 100 mg/ mL</td>
			<td rowspan="2">Ketalean</td>
			<td rowspan="2">DIN 00612316</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine Injection 20 mg/mL</td>
			<td>Rompum</td>
			<td>DIN 02169592</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketoprofen Injection 100 mg/mL</td>
			<td>Anafen</td>
			<td>DIN 01938126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butorphanol Tartrate&#160;injection 10 mg/mL</td>
			<td>Torbugesic</td>
			<td>DIN 008450000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine Injection 0.3 mg/mL</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>B.N. 5241</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atipamezole hydrochloride sterile injectable solution</td>
			<td>Antisedan</td>
			<td>DIN 02237744</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium Injection, USP, 1000 units/mL</td>
			<td>McKesson Distribution</td>
			<td>DIN 02264315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tears naturale ophthalmic ointment</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>DIN 02082519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride, sterile</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#8217;s solution, sterile</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride Injection, sterile, 10 mL</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep Pads</td>
			<td>Loris</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone Iodine</td>
			<td>Betadine</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorohexidine Gluconate 4% w/v</td>
			<td>Germi-Stat</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black Polyamide Monofilament</td>
			<td>AROSurgical Instruments</td>
			<td rowspan="2">T4A10Q07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture, 10-0 suture, 70 microns</td>
			<td>Corporation</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue monofilament suture 5-0, P3 needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8698G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1cc TB insulin syringe with 28G 1/2</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309309</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25G 7/8, hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 305124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27G 1/2, hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 305109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Colibri Retractor- 1.5cm spread 4cm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T CAF-4 Clip applying forceps, without lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00072-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supergrip forceps, S&#38;T</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical No.5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lexer Baby Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Adson forceps serrated</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11018-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-Tubingen microscissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15003-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clamps, b-1; 3.5mm x 1mm; 7mm length</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00396-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe-forceps, 10cm 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11054-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo with lock and tungsten jaws</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot glass bead sterilizer</td>
			<td>Inotech 250</td>
			<td>IS-250 - Steri-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven gauzes</td>
			<td>Progene</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beard Trimmer</td>
			<td>Wahl</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Sunbeam</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse model of alloimmune-induced vascular rejection and transplant arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

이 모델에서의 Balb / cYJ 마우스에서 복부 대동맥은 C57BL / 6 수신자의 infrarenal 대동맥에 삽입된다. 이는 동종 이식 동맥을 대상으로 동종 응답의 포괄적 인 평가를 허용한다. 이 모델에서 면역 매개 성 혈관 손상은 내막의 비후, 내강이 좁아 및 면역 세포의 모집 절정에 달하다 혈관 수복 반응 시작합니다 (그림 1, 2). 이러한 기준은 동종 반응의 정도, 혈관 제거 및 TA에 대한 판독 역할을?...

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Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

동종 유도 혈관 거부 및 이식 동맥 경화 마우스 모델

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

mouse-model-alloimmune-induced-vascular-rejection-transplant

Research

JoVE Journal

Medicine

8.4K 조회수.  Simon Fraser University. We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure. 

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Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

하부 대정 맥 혈전증의 마우스 완전한 스테이 시스 모델

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

연구

의학

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Graft arteriosclerois (GA), also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over months to years in transplanted organs characterized by diffuse, circumferential stenosis of the entire graft vascular tree. The most critical component of GA pathogenesis is the proliferation of smooth muscle-like cells within the intima. When a human coronary artery segment is interposed into the infra-renal aortae of immunodeficient mice, the intimas could be expand in response to adoptively transferred human T cells allogeneic to the artery donor or exogenous human IFN-&gamma; in the absence of human T cells. Interposition of a mouse aorta from one strain into another mouse strain recipient is limited as a model for chronic rejection in humans because the acute cell-mediated rejection response in this mouse model completely eliminates all donor-derived vascular cells from the graft within two-three weeks. We have recently developed two new mouse models to circumvent these problems. The first model involves interposition of a vessel segment from a male mouse into a female recipient of the same inbred strain (C57BL/6J). Graft rejection in this case is directed only against minor histocompatibility antigens encoded by the Y chromosome (present in the male but not the female) and the rejection response that ensues is sufficiently indolent to preserve donor-derived smooth muscle cells for several weeks. The second model involves interposing an artery segment from a wild type C57BL/6J mouse donor into a host mouse of the same strain and gender that lacks the receptor for IFN-&gamma; followed by administration of mouse IFN-&gamma; (delivered via infection of the mouse liver with an adenoviral vector. There is no rejection in this case as both donor and recipient mice are of the same strain and gender but donor smooth muscle cells proliferate in response to the cytokine while host-derived cells, lacking receptor for this cytokine, are unresponsive. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, both models can be used to assess the effect of specific genes on GA progression. Here, we describe detailed protocols for our mouse GA models.

We describe protocols for our mouse graft arteriosclerois (GA) models which involve interposition of a mouse vessel segment into a recipient of the same inbred strain. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, the model can assess the effect of specific genes on GA.

이식 동맥 경화에 대한 마우스 모델

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

마우스 Aortocaval 누관의 기술적 측면

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

쥐 이소성 심장 이식 기술

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

마우스 신장 이식 : 동종 이식 거부의 모델

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric chloride injury is now a well-established technique to rapidly and accurately induce the formation of thrombi in exposed veins or artery of small and large diameter. This model has played a key role in the study of the pathophysiology of thrombosis, in the discovery and validation of novel antithrombotic drugs and in the understanding of the mechanism of action of these new agents. Here, the implementation of this technique on a mesenteric vessel and carotid artery in mice is presented. The method describes how to label circulating leukocytes and platelets with a fluorescent dye and to observe, by intravital microscopy on the exposed mesentery, their accumulation at the injured vessel wall which leads to the formation of a thrombus. On the carotid artery, the occlusion caused by the clot formation is measured by monitoring the blood flow with a Doppler probe.

The FeCl3 induced thrombosis model in mice is described herein. A method to monitor thrombus growth by intravital microscopy observation on a mesenteric vessel and by blood flow measurement in the carotid artery is presented.

철 염화물에 의한 경동맥 및 장간막 용기에 혈전증 마우스 모델

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The simple murine AVF model was combined with intraluminal administration of drug solution to the venous endothelium at the same time as fistula creation. Technical aspects of this model are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The infra-renal aorta and IVC are dissected for clamping. After proximal and distal clamping, the puncture site is exposed and a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta and into the IVC. Immediately after the puncture, a reporter gene-expressing viral vector was infused in the IVC via the same needle, followed by 15 min of incubation. The intraluminal administration method enabled more robust viral gene delivery to the venous endothelium compared to administration by the external route. This novel method of delivery will facilitate studies that explore the role of the endothelium in AVF maturation and enable intraluminal drug delivery at the time of surgical operation.

After puncturing the aorta through the inferior vena cava (IVC) to create an aorto-caval fistula in the mouse, solution containing a drug is infused into the IVC via the same needle, followed by incubation. This method enables more robust drug delivery to the venous endothelium compared to the external route.

마우스 동정맥루 내피에 관내 약물 전달

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

정맥 삽입 위치 모델 : 바이 패스 이식 개통을 연구하기위한 적절한 모델

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

대동맥 이식-교육용 비디오의 마우스 모델에서 소매 기법을 사용 하 여

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of aortic disease exist, in vivo imaging of the vasculature has been limited. In recent years, micro-computerized tomography (micro-CT) has emerged as a preferred modality for imaging both large and small vessels both in vivo and ex vivo. In conjunction with a method of vascular casting, we have successfully used micro-CT to characterize the frequency and distribution of aortic pathology in &#946;-aminopropionitrile-treated C57/Bl6 mice. Technical limitations of this method include variations in the quality of the perfusion introduced by poor animal preparation, the application of proper methodologies for vessel size quantification, and the non-survivability of this procedure. This article details a methodology for the intravascular perfusion of a lead-based radiopaque silicone rubber for the quantitative characterization of aortopathy in a mouse model of aneurysm and dissection. In addition to visualizing aortic pathology, this method may be used for examining other vascular beds in vivo or vascular beds removed post-mortem.

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &amp;#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

This article describes a detailed methodology of using a radiopaque lead-based silicone rubber to perfuse the murine vasculature for aortic diameter quantification in a mouse model of aortic aneurysm and dissection.

Β-aminopropionitrile-유도 대동맥 동맥 및 해 부의 마우스 모델에서 Aortopathy의 양적 마이크로 CT 분석

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of ...