We thank Filip Wymeersch and Anestis Tsakiridis for comments on the manuscript, staff in the SCRM animal unit for help with animal maintenance and Prof. Stuart Forbes for immunohistochemistry reagents. This work was supported by MRC grant Mr/K011200/1 and the China Scholarship Council

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con il Regno Unito per la casa regolamenti ufficio come specificato negli animali (Procedure Scientifiche) Act (1986) sotto licenza Progetto numero 60/4435. Per raccogliere embrioni a stadi di sviluppo specifici, accoppiamenti a tempo sono state istituite O / N. Mezzogiorno del giorno di trovare un tappo vaginale è stata designata giorno embrionale (E) 0,5. 1. Uno sguardo all&#39;interno E7.5 o E8.5 post-impianto embrioni per Ex Cultura Vivo <ol><li> Sacrifica i topi di sesso femminile in gravidanza per dislocazione cervicale. </li><li> Isolare l&#39;utero con le forbici, tenendolo con una pinza, e metterli in un piatto 30 millimetri pieno di M2 di media. </li><li> Strappare delicatamente le miometrio con due paia di pinza sottile. </li><li> Staccarsi decidua, facendo attenzione a non forare le cavità extraembrionali. </li><li> Rimuovere la membrana della Reichert pizzicando con una pinza e lentamente lo separa dal embrione. </li><li> Controllare gli embrioni sotto una dissezionestereomicroscopio per garantire che il sacco vitellino, amnios e cono ectoplacental sono intatte. </li><li> Trasferire gli embrioni ad un piatto pulito di M2 con una pipetta e posto su un 30 millimetri di plastica coperchio piastra di Petri sul ghiaccio (la &#39;piattaforma di ghiaccio&#39;) a embrioni parzialmente freddo. </li><li> Se necessario, conservare embrioni in M2 su una piattaforma di ghiaccio fino a 1,5 ore, ad es., Durante la preparazione dei media o la manipolazione di piccoli lotti di ~ 3-4 embrioni a temperatura ambiente. Nota: Il recupero e la dissezione di embrioni di roditori è stato descritto in dettaglio in precedenza 7,8,16. </li></ol> 2. Preparare il terreno di coltura degli embrioni <ol><li> Appena scongelare o siero ratto disponibile in commercio (vedi Glanville-Jones et al. 13 per le specifiche), o siero ratto preparati in casa secondo la Copp e Cockroft 16 che è stato inattivato il calore per 30 min a 56 ° C e congelato in 1 ml aliquote a -80 ° C Nota: siero ratto disponibili in commercio è accettabile<html> per i periodi di cultura di 24-36 ore, anche se il siero preparato in casa è, nella nostra esperienza, superiore per periodi di coltura fino a 48 ore. </li><li> Appena preparare un eccesso (ad es., 10 ml) di integratori definiti, rappresentati da Glasgow Minimum Essential Medium (GMEM), 1% non essenziale aminoacidi (NEAA), 2 mM di L-glutammina e 1 mm piruvato di sodio. </li><li> Calcolare il volume di terreno di coltura che è necessario in base al numero di embrioni di ogni stadio che stanno per essere coltivati ​​(vedi punto 3). Mescolare il siero di ratto con supplementi definite per compensare il 50% terreno di coltura (1: 1 (v / v) di siero di ratto: integratori definiti) e / o il 75% mezzo di coltura (3: 1 (v / v) di siero di ratto: definito integrazioni). </li><li> Passare il terreno di coltura embrione attraverso un filtro da 0,45 um e aggiungere 10.000 UI / ml di penicillina e 10 mg / ml di streptomicina. Nota: la soluzione L-glutammina e sodio piruvato appena scongelato è cruciale per lo sviluppo dell&#39;embrione durante ex vivo della cultura. </li></ol>e &quot;&gt; 3. Ex Cultura Vivo Condizioni per diverse fasi embrionali <ol><li> Per gli embrioni E7.5: cultura statico con piastre a 4 e in un incubatore fornita con 5% di CO 2 in aria a 37 ° C per 24 ore. Culture fino a due embrioni per pozzetto in 1 ml di 50% mezzo di coltura. </li><li> Per E8.5 embrioni: utilizzare un rullo cultura apparecchiatura 8 ruotante a 35 giri / min incorporando gassatura continuo con 5% di CO 2 in aria a 37 C per 24 ore (1 ml di 50% terreno di coltura per embrione). </li><li> Per embrioni E9.5: utilizzare apparecchio cultura rullo ruotante a 35 giri / min incorporando gas forniti con 5% di CO 2, O 2 40% 55% N 2 a 37 C per 24 ore (1 ml di 75% per coltura embrione). Nota: gli embrioni Cultura raggio di 3 ore dopo eutanasia i topi come periodi prolungati in M2 influenzare negativamente lo sviluppo. Per il metodo di ex vivo coltura embrionale vedere Copp e Cockroft 16. </li></ol> 4. Grafting cellule coltivate in E7.5 o E8.5 embrioni di topo <ol><li> Fisicamente raschiare EpiSCs, che esprimono GFP ubiquitariamente, da una piastra di coltura 6 pozzetti utilizzando un puntale 20-200 microlitri e metterli in un piatto 30 millimetri contenente gli embrioni Nota: Per inserire grumi di cellule negli embrioni, cellule devono essere fisicamente demolite anziché tripsinizzati. </li><li> Collegare un innesto capillare a mano tirato al tubo di aspirazione di fare una pipetta a bocca. </li><li> Succhiare delicatamente la pipetta bocca per disegnare uno o più grumi di cellule di dimensioni&gt; 20 cellule nel capillare innesto. </li><li> Soffiare delicatamente le cellule, per disperdere in parte grandi gruppi. </li><li> Selezionare un ciuffo cellula contenente ~ 10-20 cellule e succhiare nuovamente nel capillare innesto, mantenendolo vicino all&#39;apertura del capillare. Fare attenzione a non spostare il gruppo di cellule dentro e fuori del capillare più volte, per evitare di rottura in pezzi più piccoli. </li><li> Tenere l&#39;embrione senza bloccare in posizione con un paio di pinze e inserire l&#39;innestocapillare nella regione di interesse per creare un&#39;apertura. </li><li> Espellere delicatamente il gruppo fuori dal capillare innestare, lasciando il breve stringa di 10-20 cellule presentate nell&#39;embrione. </li><li> Ripetere la procedura di innesto per il numero desiderato di embrioni. Utilizzare lotti di 3-4 embrioni per convenienza. </li><li> Lasciando embrioni nello stesso piatto di M2 media, immagine gli embrioni innestate con un composto a fluorescenza dissezione microscopio con fotocamera, tenere il tempo di imaging al minimo per evitare l&#39;esposizione degli embrioni alla luce eccessiva e calore. Nota: Determinare tempi di rilevamento empiricamente poiché dipendono dalle specifiche della fotocamera e microscopio, nonché la natura e l&#39;intensità di fluorescenza del fluoroforo. </li><li> Trasferire l&#39;embrione in una pastette con un volume minimo di M2 medio pre-equilibrata terreno di coltura (vedi sezione 3) subito dopo l&#39;imaging. Nota: Esaminare attentamente la morfologia degli embrioni dopo l&#39;innesto. Solo la cultura Intact embrioni. </li></ol> 5. Handmade Elettroporazione Materiali e configurazione Apparatus (Preparare il seguito in anticipo degli Esperimenti elettroporazione): <ol><li> Per DNA pipette iniezione: tirare DNA pipette di iniezione con un estrattore micropipetta orizzontale. Pipette iniezione devono avere una punta fine con un&#39;apertura inferiore a 10 micron per evitare danni ai tessuti quando si inietta il DNA nelle cavità embrionali. </li><li> Per capillare di vetro elettroporazione: utilizzare un microforge per tagliare l&#39;apertura di pipette di iniezione del DNA per un diametro interno di 20 o 30 micron. Per evitare danni cellulari quando il capillare è in contatto con l&#39;embrione per elettroporazione, la punta del capillare di vetro deve essere tagliato in modo netto e non contenere taglienti, bordi rotti. </li><li> Per elettrodi capillare mano (anodo) (Figura 1): inserire un filo di diametro di platino 0,2 mm in un capillare di vetro elettroporazione con un&#39;apertura fissa di 20 o 30 micron di diametro a concentrarsi eletticorrente ric e consegnare il DNA plasmide di una piccola regione di interesse per l&#39;embrione. </li><li> Per elettrodo a forma di L a mano (catodo) (Figura 1): piegare un filo di diametro 0,2 mm di platino creando una forma a &quot;L&quot;, con la parte orizzontale della &quot;L&quot; intorno 1 mm di lunghezza. </li><li> Collegare ogni elettrodo di platino per un filo sottile isolato ed inserirlo in una porta microiniezione ago coperto da nastro isolante. </li><li> Montare i porta-aghi sul portastrumenti micromanipolazione standard. </li><li> Collegare il circuito come mostrato in Figura 1: collegare l&#39;elettrodo capillare all&#39;anodo dell&#39;alimentatore; collegare l&#39;elettrodo a forma di L all&#39;anodo del multimetro; collegare il catodo del mulimeter al catodo dell&#39;alimentatore. </li></ol> 6. elettroporazione E7.5 o E8.5 embrioni di topo <ol><li> Riempire il capillare di vetro elettroporazione con PBS entro 1-2 mm della parte superiore e inserire la straielettrodo di platino ght (anodo) nel capillare di vetro fino a raggiungere il fondo del capillare. </li><li> Ancorare l&#39;elettrodo a forma di L (catodo) sulla superficie di una capsula di Petri 30 mm riempita con PBS. </li><li> Trasferire l&#39;embrione da M2 medio nel piatto elettroporazione PBS-riempita. </li><li> Inserire l&#39;ago per l&#39;iniezione da epiblasto laterale nella cavità amniotica dell&#39;embrione. Utilizzando una pompa pneumatica pico, iniettare soluzione di DNA (pCAG-Cre: GFP o pCAG-GFP 1-1,5 mg / ml con 0,01% alimento verde colorante colorante) nella cavità fino a quando non è completamente pieno. Per gli embrioni E7.5-E8.5, è necessaria soluzione di DNA a meno di 5 ml per un embrione. Utilizzando il colorante verde come un indicatore, fare attenzione a non far scoppiare la embrione. </li><li> Posizionare accuratamente l&#39;embrione tra gli elettrodi e spostare l&#39;elettrodo capillare per la posizione precisa in cui il DNA deve essere consegnato. Nota: L&#39;orientamento dell&#39;embrione dipende dalla regione dove il DNA deve essere elettroporate. </li><li> Electropovalutare l&#39;embrione utilizzando 200 volt (V) in 6 impulsi, ciascuno dei 50 ms di durata con un intervallo di 1 sec tra ogni impulso. </li><li> Trasferire l&#39;embrione pre-equilibrato subito terreno di coltura dopo l&#39;elettroporazione. Se lo si desidera, ripetere il processo per il prossimo embrione. Nota: Aggiungere il terreno di coltura in un contenitore sterile e metterlo in incubatrice cultura pre-equilibrare la media. </li><li> Per rilevare le cellule elettroporate 2 ore dopo la cultura, di trasferire gli embrioni per un ambiente pulito 30 millimetri piastra di Petri di M2 mezzo utilizzando un pastette. Immagine gli embrioni come nel passaggio 5,9 utilizzando un composto a fluorescenza dissezione microscopio. </li><li> Trasferire gli embrioni di nuovo alla cultura con un pastette subito dopo l&#39;imaging. </li><li> Per rilevare cellule morte causate da elettroporazione, macchiare gli embrioni con una cella di colorante rosso lontano membrana impermeabile nucleare (1: 200 in embrione terreno di coltura) a 37 ° C per 10 min 2 ore dopo l&#39;elettroporazione (opzionale) </li><li> Per contare le cellule elettroporate, fissare la Embryos in 4% paraformaldeide (PFA) per 2-4 ore a 4 ° C, macchia il nucleo con un ultravioletti o lontano-rosso di contrasto nucleare fluorescente e immagine gli embrioni utilizzando un microscopio confocale (opzionale). Nota: la crescita embrionale è influenzata negativamente se lasciato troppo a lungo in PBS. Pertanto, assicurarsi che il tempo impiegato per l&#39;elettroporazione di ogni embrione è ridotto al minimo (&lt;5 min per embrione). </li></ol>

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The authors have no conflicts of financial or other interest to declare.

Innesto Il passaggio critico per gli esperimenti di innesto delle cellule è l&#39;inserimento di una stringa di celle coerente idealmente in una singola azione, per evitare rottura del ciuffo. Questa tecnica richiede una certa pratica nel controllo pipetta bocca. Se le cellule del donatore incorporano bene nell&#39;ospite, loro derivati ​​si disperderanno nell&#39;embrione. Per determinare ulteriormente se le cellule derivate donatore disperso differenziano opportunamente nell&#39;ospite, immunocolorazione può essere eseguita su sezioni di embrioni. Se le cellule del donatore non sono compatibili con l&#39;ambiente host, essi o non possono essere rilevati (come vengono espulsi dal embrione) o formano grumi non costituite in società gli embrioni dopo la cultura. Se sono state osservate sia le cellule disperse e grumi di cellule, questo può indicare che le troppe cellule sono stati innestati e cellule del donatore eccessivi che non possono interagire con le cellule ospiti circostanti provocato la formazione di gruppo. In questo caso, innesti aggiuntivi contenentiun minor numero di cellule può essere eseguita. La maggiore limitazione della tecnica dell&#39;innesto cellulare è che non è possibile determinare il potenziale pieno in vivo di cellule da topo ex vivo cultura su periodi di oltre 48 ore non è stata raggiunta. Tuttavia, se combinato con iniezione di cellule ecografico, può essere possibile trasferire cellule coltivate per gli embrioni in utero. Per riassumere, esperimenti sulle cellule innesti sono stati ampiamente utilizzati nel nostro gruppo e ci hanno dato preziosi indizi circa il potenziale in vivo di vari tipi cellulari 4,21,22. Si tratta di una tecnica di utilità generale per valutare il potenziale in vivo di cellule coltivate in vitro in embrioni precoci postimpianto. Elettroporazione Sebbene in questo studio abbiamo dimostrato solo che è efficiente utilizzare la tecnica capillare elettroporazione di indirizzare il epiblast, it è anche possibile indirizzare intenzionalmente altri strati germinali come cellule endoderma. Il passaggio critico per la tecnica capillare elettroporazione è ridurre al minimo il tempo impiegato per l&#39;elettroporazione ogni embrione (&lt;5 min per embrione) dal PBS è molto ottimale per gli embrioni precoci mouse. I nostri dati sopra ha dimostrato che, nella maggior parte delle aree nei embrioni, elettroporazione non influenza la crescita dell&#39;embrione. Tuttavia, elettroporazione nel nodo causato anomalie dello sviluppo e ha portato alla morte prematura dell&#39;embrione. Ciò è probabilmente dovuto a danni o la morte delle cellule che formano i centri di segnalazione importanti 23. Quindi, questa regione dovrebbe essere evitato con questa tecnica. Un ulteriore avvertimento è che, come indicato nella sezione dei risultati, mentre epiblasto o cellule stria primitiva stati presi di mira, alcune cellule endoderma sono stati elettroporate. Ciò può essere dovuto il DNA raggiunge il endoderma attraverso le lacune sotto l&#39;epitelio epiblasto. Endoderma si compone di cellule epiteliali e nella nostra esperienza thESE cellule hanno una maggiore propensione a prendere il DNA. Pertanto, quando si applica questa tecnica per mappatura destino, è importante valutare quali cellule inizialmente occupano DNA. Va inoltre notato che, sebbene pCAG-GFP e pCAG-Cre: plasmidi GFP possono essere forniti in modo efficiente utilizzando i parametri di elettroporazione mostrati in questo studio, l&#39;efficacia di altri costrutti di DNA può variare e devono ottimizzazione individuale. Alterazioni concentrazione di DNA, tensione elettroporazione o il numero di impulsi possono essere effettuate se plasmidi risultano difficili da trasfettare. In sintesi, il nostro sistema di elettroporazione capillare ottimizzato in modo efficiente e riproducibile consegnare GFP o Cre: plasmidi GFP in poche cellule in un embrione con la morte delle cellule limitato. Poiché questo metodo non richiede costose attrezzature o altamente specializzate, può essere di grande utilità per gli studi di monitoraggio cella o nel testare l&#39;effetto dell&#39;espressione ectopica o condizionale eliminazione of geni in embrioni precoci, se elettroporazione viene eseguita in embrioni aventi floxed alleli mutanti condizionali. Pertanto, questa tecnica elettroporazione fornisce uno strumento funzionale utile per comprendere su base cella per cella i ruoli di fattori cellulari intrinseca nel contesto di tipo selvatico localizzata ambienti embrionali.

Colture cellulari è stato ampiamente utilizzato in studi di biologia dello sviluppo. Le cellule staminali embrionali di topo (CES) e le cellule staminali epiblasto (EpiSCs) possono differenziarsi in tutti e tre i foglietti embrionali in vitro e sono un modello utile per la differenziazione delle cellule ai primi di embriogenesi dei mammiferi. La derivazione di queste linee cellulari ha aperto la possibilità per la manipolazione in vitro e investigazione dettagliata degli eventi localizzati di segnalazione e le reti trascrizionali che operano durante la prima patterning embrionale. Resta però importante determinare la rilevanza in vivo di eventuali manipolazioni eseguite in coltura. Il potenziale in vivo di preimpianto ottenute dagli embrioni di topo CES è stata valutata con l&#39;introduzione di nuovo in embrioni preimpianto (morule o blastocisti) 1. Tuttavia, EpiSCs che rappresentano le cellule in embrioni postimpianto epiblasto non possono integrare in modo efficiente in embrioni preimpianto 2,3. Il nostro previonoi scoperte hanno dimostrato che EpiSCs può efficacemente generare chimere e contribuire a tutti i foglietti embrionali, quando innestati in embrioni postimpianto 4. Così, il modo migliore per valutare le cellule coltivate in vitro è di introdurli al loro ambiente corrispondente in vivo. L&#39;elettroporazione è un metodo ampiamente utilizzato per trasportare molecole esogene in cellule bersaglio sia in vivo che in vitro. L&#39;energia elettrica può generare un gran numero di pori nella membrana cellulare, che consente l&#39;acido esogeno desossiribonucleico (DNA) o acido ribonucleico (RNA) per entrare nelle cellule. Una delle maggiori sfide per questa tecnica è quello di combinare la vitalità cellulare ottimale con alta efficienza electrotransfection 5,6. Per elettroporazione di acidi nucleici nei tessuti embrionali, placcati oro sono stati più comunemente usato elettrodi, permettendo il targeting di cellule in una vasta gamma spaziale 7-9. Per ottenere una più locatrasferimento genico zato, un elettrodo a forma di ago è stato utilizzato per ottenere un campo elettrico focale 10,11. Utilizzando questo metodo, gli autori hanno dimostrato che dopo l&#39;elettroporazione, circa 30-60 cellule avevano preso il DNA costruire 11. Tuttavia, sembra che regolando con precisione il numero di cellule elettroporate rimane difficile con un elettrodo a larghezza fissa. La tecnica capillare elettroporazione è stata utilizzata per fornire plasmidi di singole cellule 12-14. Tuttavia, questa tecnica non è stata applicata per electroporating plasmidi agli embrioni ex vivo. Più di recente, un microdispositivi è stato segnalato a livello locale electroporate poche cellule distali viscerali endoderma (meno di 4 celle) all&#39;inizio postimpianto embrioni di topo 15. Tuttavia, non è ancora noto se questo dispositivo può efficacemente bersaglio ectoderma e mesoderma ex vivo. In questo studio descriviamo due nuovi metodi per valutare la funzione cellulare e genica nei primi mesi dopo-implantation embrioni. Per prima cosa dimostrare come innestare cellule coltivate in vitro in siti definiti negli embrioni precoci di topo per valutare il loro potenziale in vivo. L&#39;integrazione delle cellule innestate e loro discendenti, tutti etichettati da un tag genetica (ad esempio, una proteina fluorescente verde (GFP), può essere ulteriormente esaminata mediante immunocolorazione di proteine ​​specifiche del tessuto 4. In secondo luogo, si descrive un metodo migliorato per fornire precisione DNA siti localizzati nell&#39;embrione tramite elettroporazione. Invece di utilizzare un elettrodo a forma di ago, abbiamo inserito un filo sottile all&#39;interno di una punta fine capillare di vetro, e dimostrare che tale modifica può fornire DNA per un piccolo numero di cellule con alta efficienza e limitato cella della morte. Inoltre, abbiamo dimostrato che, utilizzando capillari di vetro di diverse dimensioni di apertura, possiamo controllare il numero di cellule elettroporate. Pertanto, crediamo che questo metodo può essere di grande utilità per studiare presto patterning embrionale coinvolgendo piccoli numeri ocellule f.

<table><tbody><tr><td>Forceps</td><td>Dumostar</td><td>T5390</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting stereomicroscope&amp;nbsp;</td><td>&amp;nbsp;Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope system with fluorescence&amp;nbsp;</td><td>Nikon</td><td>AZ100</td><td></td></tr><tr><td>Inverted microscope with a digital camera</td><td>Olympus</td><td>Olympus BX61</td><td></td></tr><tr><td>Inverted confocal microscope&amp;nbsp;</td><td>Leica Microsystems</td><td>Leica TCS SP8</td><td></td></tr><tr><td>Low melting point agarose&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>16520-050</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>11397863</td><td></td></tr><tr><td>30mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>121V</td><td></td></tr><tr><td>4-well plates</td><td>Thermo scientific</td><td>179820&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>M2 medium&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7167</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Life Technologies</td><td>10010015&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (PFA)&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes&amp;nbsp;</td><td>NICHIRYO</td><td>Nichipet</td><td></td></tr><tr><td>tips&amp;nbsp;</td><td>Greiner Bio One</td><td>685280</td><td></td></tr><tr><td>Cell culture incubator&amp;nbsp;</td><td>SANYO</td><td>MCO-17AIC</td><td></td></tr><tr><td>Roller culture apparatus&amp;nbsp;</td><td>BTC Engineering</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe filters 0.45&amp;micro;m, sterile&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10462100</td><td></td></tr><tr><td>Glasgow Minimum Essential Medium (GMEM)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5154</td><td></td></tr><tr><td>non-essential amino acids (NEAA)</td><td>Life Technologies</td><td>11140050</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH30549.01</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate solution</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH30239.01</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin and Streptomycin 10.000UI/ml</td><td>Lonza</td><td>DE17-602E</td><td></td></tr><tr><td>Gas Cartridge for Portable Meker Burner</td><td>COLEMAN&amp;nbsp;</td><td>COLEMAN 250</td><td></td></tr><tr><td>Thin Wall Borosilicate Capillary Glass with Fillament, OD 1.0 mm, ID 0.78 mm</td><td>Harvard Apparatus</td><td>640798</td><td></td></tr><tr><td>Aspirator tube assemblies for calibrated microcapillary pipettes&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5177-5EA&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Flaming/Brown micropipette puller&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instrument Company</td><td>P-97&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microforge&amp;nbsp;</td><td>De Fonbrune</td><td>BS030301</td><td></td></tr><tr><td>Pneumatic pico pump&amp;nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>PV830</td><td></td></tr><tr><td>Microloader tips&amp;nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>5242956.003</td><td></td></tr><tr><td>ECM 830 square wave pulse generator&amp;nbsp;</td><td>BTX</td><td>45-0002</td><td></td></tr><tr><td>Green food coloring dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C.I. 42053</td><td></td></tr><tr><td>A far-red cell membrane-impermeable nuclear dye</td><td>Biotium</td><td>40060-T</td><td></td></tr><tr><td>pCAG-Cre:GFP&amp;nbsp;</td><td>Addgene</td><td>#13776&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>pCAG-GFP&amp;nbsp;</td><td>Addgene</td><td>#16664</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Excel</td><td>XL830L</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulators&amp;nbsp;</td><td>Leitz&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.2mm diameter platinum wire&amp;nbsp;</td><td>Agar Scientific</td><td>E404-2</td><td></td></tr><tr><td>Anti-GFP antibody</td><td>Abcam</td><td>ab13970</td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-Chicken IgY, HRP</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-2428</td><td></td></tr><tr><td>Liquid DAB+ Substrate Chromogen System&amp;nbsp;</td><td>Dako</td><td>K3467</td><td></td></tr><tr><td>4&#039;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)</td><td>Life Technologies</td><td>D21490</td><td></td></tr><tr><td>A far-red fluorescence nuclear counterstain</td><td>Life Technologies</td><td>T3605</td><td></td></tr></tbody></table>

methods for precisely localized transfer of cells or dna into early postimplantation mouse embryos

Manipolazione e la cultura di embrioni precoci di topo è un potente ma in gran parte sottoutilizzato tecnologia aumentando il valore di questo sistema modello. Viceversa, coltura cellulare è stato ampiamente utilizzato in studi di biologia dello sviluppo. Tuttavia, è importante determinare se le cellule coltivate in vitro rappresentano veramente in tipi di cellule in vivo. Innesto cellule in embrioni, seguito da una valutazione del loro contributo durante lo sviluppo è un metodo utile per determinare il potenziale di cellule coltivate in vitro. In questo studio, si descrive un metodo per cellule innesto in un sito definito di embrioni di topo presto dopo l&#39;impianto, seguita da coltura ex vivo. Introduciamo anche un metodo di elettroporazione ottimizzato che utilizza capillari di vetro di diametro noto, permettendo precisa localizzazione e regolazione del numero di cellule che ricevono DNA esogeno sia con alta efficienza di trasfezione e morte cellulare bassa. Queste tecniche, che non richiedono spattrezzature ecialized, rendono le manipolazioni sperimentali del gastrulazione e il mouse embrione precoce possibile organogenesi fase, permettendo analisi di impegno in sottopopolazioni di cellule in coltura e l&#39;effetto di manipolazioni genetiche in situ sulla differenziazione delle cellule.

Innesto EpiSCs che ubiquitariamente esprimono EGFP (R04-GFP, derivato da E6.5 epiblast, e C2, derivate in vitro da mESCs) 4 sono stati raschiati manualmente dal piatto cultura e innestate in diversi siti di embrioni E7.5 (Figura 2A). Gli embrioni sono stati coltivati ​​ex vivo e analizzati dopo 24 ore. La distribuzione delle cellule del donatore è stata valutata mediante microscopia a fluorescenza. Se le cellule donatrici incorporate, hanno proliferato e loro derivati ​​disperse all&#39;interno embrioni host (Figura 2B). È stato osservato che innesti contenenti 10-16 cellule incorporate efficientemente negli embrioni host (Figura 2A, 2B) e, comunque, l&#39;innesto più celle non comporta meglio chimaerism. Invece, le cellule innestate prodotte ciuffi prive di personalità giuridica (Figura 2C e 2D). Elettroporazione Per unssess l&#39;efficienza del nostro sistema di elettroporazione, abbiamo consegnato GFP che esprimono plasmidi (pCAG-GFP e pCAG-Cre: GFP) a siti specifici nell&#39;embrione. In linea con un precedente studio 11, le cellule GFP + sono state rilevate negli embrioni 1-2 ore dopo l&#39;elettroporazione (Figura 2E e 2G). Quando le cellule epiblasto distali al tardo primitiva fase embrionale striscia sono stati elettroporate, cellule marcate hanno contribuito alla ectoderma neurale dopo 24 ore di cultura (Figura 2E e 2F). Questo risultato corrisponde bene alle mappe destino noti di cellule epiblasto in gastrulazione fase embrioni 17. Allo stesso modo, quando il plasmide di espressione GFP è stato elettroporate nella stria primitiva al E8.5 (2-5 somites), + cellule GFP contribuito al mesoderma parassiale (Figura 2G e 2H), in linea con le mappe destino note di fine linea primitiva 18 . Inoltre, abbiamo osservato il contributo a tutti e tre i foglietti embrionali da cellule elettroporate (Figura 2I-K),suggerendo che la procedura di elettroporazione non compromette il comportamento delle cellule in vivo. Tuttavia, abbiamo anche notato che mentre epiblasto (E7.5) o cellule stria primitiva (E8.5) sono stati presi di mira, alcune cellule endoderma sono stati elettroporate (Figura 3C e Tabella 1). Uno dei principali vantaggi di utilizzare un elettrodo capillare è che il numero di cellule elettroporate può essere controllato, semplicemente cambiando il diametro della sua apertura. Per determinare il numero di cellule elettroporate, gli embrioni sono stati fissati 2 ore dopo l&#39;elettroporazione e ripreso in wholemount su un microscopio confocale. Il numero di cellule GFP + è stato contato manualmente nei confocale z-stack. Tabella 1 mostra che, per una data fase, aumentando la dimensione del capillare di vetro da 20 a 30 micron risultati in uptake DNA apertura da più celle. Quando un singolo formato di apertura è stata confrontata tra stadi (E7.5 contro E8.5), sono stati trovati per essere elettroporate in quest&#39;ultima fase più cellule. Questo effetto può essere dovuto ad una maggiore concentrazione di DNA presente nella cavità amniotica in E8.5. Poiché la soluzione di DNA è stato mescolato con il cibo colorante verde, possiamo usare il colore verde per valutare la concentrazione di DNA nella cavità amniotica. Nel microscopio, è chiaro che, se confrontato con embrioni E8.5, il colore verde dopo l&#39;iniezione del DNA è molto più leggero nella cavità di embrioni E7.5. Sebbene la stessa concentrazione di soluzione di DNA è stato iniettato in E7.5 e E8.5 embrioni, più soluzione di DNA era nella cavità amniotica di embrioni E8.5 per riempire completamente perché sono più grandi delle dimensioni. Dopo aver estratto l&#39;ago di iniezione, c&#39;è sempre un certo grado di perdita di soluzione di DNA dalla cavità amniotica, e poiché il foro di puntura è più grande rispetto alla dimensione della cavità amniotica in embrioni precedenti, è probabile che non vi era proporzionalmente più perdite da E7.5 di embrioni E8.5, portando ad una concentrazione di DNA inferiore. Il diverso numero di trasfettatecellule potrebbero anche essere dovuto a diversi diametri o tensione transmembrana indotta (ITV) soglie di cellule in diverse fasi. Un inconveniente di elettroporazione è la morte cellulare associato. Simile al tradizionale oro placcato o elettrodi aghiformi, elettroporazione usando un elettrodo capillare provoca anche la morte cellulare. Dopo l&#39;elettroporazione regione bersaglio apparso colore più scuro rispetto alle regioni confinanti (Figura 3A e 3B), indicando che un certo grado di morte cellulare deve essere avvenuto in questa zona. Per determinare ulteriormente il numero di cellule morte causate dalla procedura di elettroporazione, gli embrioni sono state colorate con un colorante nucleare di cellule fluorescenti membrana impermeabile. I nuclei di cellule morte sono stati etichettati con una fluorescenza far-rosso colorante membrana impermeabile. La colorazione confermato che questa tecnica elettroporazione capillare traduce solo in un piccolo numero di cellule morte in prossimità del sito elettroporazione (Figura 3D e Table 1). Abbiamo notato che, anche se le cellule morte appaiono nel sito elettroporazione, + cellule GFP e le cellule morte sono anche più esclusivo tra loro (Figura 3E e 3F). Inoltre, quando il epiblast laterale caudale a E8.5 stato elettroporate con pCAG-GFP e un&#39;apertura capillare di vetro di 20μm, un gran numero di cellule GFP + è stata rilevata dopo 48 ore in coltura (figura 3G e 3H). Presi insieme, questi risultati suggeriscono la maggior parte delle cellule GFP + rilevate 2 ore dopo l&#39;elettroporazione sono ancora vitale durante l&#39;ulteriore cultura. Abbiamo segnato il numero di cellule GFP + dopo 24 ore ex vivo della cultura. Sei embrioni sono stati elettroporate con pCAG-GFP a E7.5, utilizzando un&#39;apertura capillare di diametro 20μm. 107 ± 31 (media ± DS) sono stati rilevati GFP + cellule / embrione. Poiché all&#39;inizio della cultura (2 ore), 9 cellule sono state elettroporate in media per embrioni ( <s<html> trong&gt; Tabella 1), questo suggerisce che le cellule elettroporate sottoposti 3-4 divisioni in 2 ore. La cella media tempo di raddoppio da E7.5 a E8.5 embrioni è di circa 6-7 ore in tutte le cellule oltre a quelle nel nodo ventrale 19,20. Questo suggerisce che la procedura di elettroporazione non ostacoli la crescita delle cellule normali. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53295/53295fig1.jpg" /> Figura 1. Schema che mostra la configurazione elettroporazione. La soluzione di DNA embrione contenente nella cavità amniotica è posizionato tra i due elettrodi. Corrente ai parametri scelti è stato fornito da un generatore di impulsi ad onda quadra (alimentazione). Un multimetro è stato collegato in serie per rilevare la corrente elettrica che l&#39;embrione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53295/53295fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> jove_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53295/53295fig2.jpg" /> Figura 2. La distribuzione delle cellule trapiantate o elettroporate in embrioni di accoglienza. (AH) sovrapposizioni GFP fluorescenza (verdi) sulle immagini campo chiaro di embrioni wholemount (scala di grigi) (A) 10-16 GFP + EpiSCs sono stati innestati nella regione distale di un ritardo -streak embrione fase. (C) Una grande ciuffo di GFP + EpiSCs è stato innestato nella regione distale di un embrione fase intermedia striscia. (B e D) La distribuzione di EpiSCs cellule derivate (verde) negli embrioni di accoglienza (come mostrato nella A e C), dopo 24 ore di cultura. (B) GFP + cellule disperse in un embrione di accoglienza, suggerendo corretta integrazione delle cellule del donatore. (D) L&#39;innesto più grandi grumi di cellule hanno determinato la formazione di gruppo non incorporata nell&#39;embrione ospite. (EK) pCAG-Cre: GFP plasmide ele<html> ctroporated in aree specifiche di embrioni di tipo selvatico. Electroporating regione distale di una fase embrionale gemma precoce (E) o stria primitiva di un 2-5 somite fase embrionale (G) ha comportato GFP + cellule in queste regioni 2 ore dopo la procedura. (F e H) La distribuzione di + cellule GFP negli embrioni di accoglienza dopo 24 ore di cultura, mostrando che le cellule elettroporate contribuiscono alla neuroectoderma (freccia nera) (F) e mesoderma parassiale (freccia bianca) (H). (IK) DAB immunostaining per le cellule GFP + mostrano che le cellule elettroporate possono dare luogo alla neuroectoderma (I), mesoderma (J) e endoderma (J e K), dopo 24 ore di cultura. Barra di scala (AH) = 250 m; barra della scala (IK) = 100 micron. Nota: Figure 1A e 1B sono ristampati dalla nostra precedente pubblicazione 4.href = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/53295/53295fig2large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53295/53295fig3.jpg" /> Figura 3. Distribuzione delle GFP + cellule e cellule morte negli embrioni dopo l&#39;elettroporazione (AC) pCAG-Cre:. GFP plasmide elettroporate nelle caudali cellule epiblasto laterali di un E8.5 (2-5 palco somite) embrione (dimensione di apertura capillare :. 20 micron) (A) 2 ore dopo la procedura, la regione di destinazione ha un colore scuro (freccia bianca) rispetto ad altre parti dell&#39;embrione. Inserto mostra un allargamento della regione elettroporate. (B) immagine Brightfield (scala di grigi) rivestito con il canale verde fluorescente che mostra le cellule elettroporate (verde). (C) A confocale Z-slice che mostra chedue cellule endoderma (verde) hanno preso il plasmide quando sono stati mirati cellule epiblasto laterali caudale. I nuclei delle cellule sono mostrati in rosso (DF) pCAG-Cre:. Plasmide GFP è stato elettroporate nella parte caudale del nodo di un embrione E8.5 (capillare formato di apertura: 30 micron). L&#39;embrione è stato coltivato per 2 ore. Cellule elettroporate sono mostrati in cellule verdi e morti in rosso. (D) L&#39;area elettroporate contiene sia GFP + cellule così come le cellule morte. L&#39;area nella casella bianca è stato ulteriormente analizzato in un microscopio confocale. Conteggio manuale del z-stack ha dimostrato che vi sono stati 33 GFP + cellule e 23 cellule morte in questo settore. Solo due cellule erano entrambi positivi per entrambi i fluorofori. (E e F) vista XYZ di un confocale z-fetta della regione in scatola bianca in re mostrando cellule GFP + sono separati dalle cellule morte. I nuclei sono mostrati in blu (G e H) pCAG-Cre:. GFP plasmide è stato elettroporate in alcuni cells nel epiblasto laterali caudale di un embrione (E8.5 capillare dimensione di apertura: 20 micron) e ripreso dopo due (G) e 48 (H) ore ex vivo cultura Nota: (H) L&#39;embrione è stato tagliato in due dopo la cultura. Le regioni testa e del cuore sono stati rimossi. Barra di scala (A, B, D, G e H) = 250 m; barra della scala (C, E e F) = 100 micron. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53295/53295fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> Diametro apertura del tubo capillare </td><td> Fase embrionale </td><td> Efficienza elettroporazione: no. embrioni contenenti cellule GFP + dopo 2h / no totale. embrioni di elettroporate (n. GFP + embrioni che si sono sviluppate normalmente dopo 24 o cultura 48h) </td><td> Numero medio di GFP + cellule per embrione ± deviazione standard (n = no. Di embrioni esaminati) </td><td> NumeroCellule GFP + endodermico per ogni embrione ± deviazione standard (n = no. Di embrioni esaminati) </td></tr><tr><td> 20μm </td><td> E7.5 (LS-LB) </td><td> 7/9 (7) </td><td> 9 ± 3 (n = 4) </td><td> 4 ± 2 (n = 4) </td></tr><tr><td> 30μm </td><td> E7.5 (LS-LB) </td><td> 13/15 (12) </td><td> 17 ± 2 (n = 4) </td><td> 6 ± 1 (n = 4) </td></tr><tr><td> 20μm </td><td> E8.5 (2-5 somiti) </td><td> 12/13 (10) </td><td> 21 ± 4 (n = 4) </td><td> 11 ± 4 (n = 4) </td></tr><tr><td> 30μm </td><td> E8.5 (2-5 somiti) </td><td> 2/2 (2) </td><td> 33 e 26 (n = 2) </td><td> 14 e 16 (n = 2) </td></tr></tbody></table> Tabella 1. efficienza Elettroporazione di pCAG-Cre: plasmide GFP in embrioni di topo. Abbreviazione: LS, tardivamente stria primitiva; LB: fase tardiva nascere. Gli embrioni sono in scena secondoSvalutazioni e Davies 12

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Methods for Precisely Localized Transfer of Cells or DNA into Early Postimplantation Mouse Embryos

We demonstrate a method for grafting cultured cells into defined sites of early mouse embryos to determine their in vivo potential. We also introduce an optimized electroporation method that uses glass capillaries of known diameter, allowing the precise delivery of exogenous DNA into a few cells in the embryos.

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Biologia dello sviluppo

Loss- and Gain-of-function Approach to Investigate Early Cell Fate Determinants in Preimplantation Mouse Embryos

Gene silencing and overexpression techniques are instrumental for the identification of genes involved in embryonic development. Direct target gene modification in preimplantation embryos provides a means to study the underlying mechanisms of genes implicated in, for instance, cellular differentiation into the trophectoderm (TE) and the inner cell mass (ICM). Here, we describe a protocol that examines the role of neogenin as an authentic receptor for initial cell fate determination in preimplantation mouse embryos. First, we discuss the experimental manipulations that were used to produce gain and loss of neogenin function by microinjecting neogenin cDNA and shRNA; the effectiveness of this approach was confirmed by a strong correlation between the pair-wise expression levels of either red fluorescent protein (RFP) or green fluorescent protein (GFP) and the immunocytochemical quantification of neogenin expression. Secondly, overexpression of neogenin in preimplantation mouse embryos leads to normal ICM development while neogenin knockdown causes the ICM to develop abnormally, implying that neogenin could be a receptor that relays extracellular cues to drive blastomeres to early cell fates. Given the success of this detailed protocol in investigating the function of a novel embryonic developmental stage-specific receptor, we propose that it has the potential to aid in exploration and identification of other stage-specific genes during embryogenesis.

The goal of this protocol is to describe a loss- and gain-of function method that is applicable to identify neogenin as a stage-specific receptor that leads to trophectoderm and inner cell mass differentiation in preimplantation mouse embryos.

Loss e approccio guadagno-di-funzione per indagare cellulare precoce Fate Determinanti in preimpianto embrioni di topo

 Gene silencing and overexpression techniques are instrumental for the identification of genes involved in embryonic development. Direct target gene ...

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance molecules, local gene transfer or knock- out is required. Gene targeting knock-in or knock-out into local regions is possible to perform with combination with a specific CRE line, which is laborious, costly, and time consuming. Therefore, a simple transfection method, an in utero electroporation technique, which can be performed with short time, will be handy to test the possible function of candidate genes prior to the generation of transgenic animals 1,2. In addition to this, in utero electroporation targets areas of the brain where no specific CRE line exists, and will limit embryonic lethality 3,4. Here, we present a method of in utero electroporation combining two different types of electrodes for simple and convenient gene transfer into target areas of the developing brain. First, a unique holding method of embryos using an optic fiber optic light cable will make small embryos (from E9.5) visible for targeted DNA solution injection into ventricles and needle type electrodes insertion to the targeted brain area 5,6. The patterning of the brain such as cortical area occur at early embryonic stage, therefore, these early electroporation from E9.5 make a big contribution to understand entire area patterning event. Second, the precise shape of a capillary prevents uterine damage by making holes by insertion of the capillary. Furthermore, the precise shape of the needle electrodes are created with tungsten and platinum wire and sharpened using sand paper and insulated with nail polish 7, a method which is described in great detail in this protocol. This unique technique allows transfection of plasmid DNA into restricted areas of the brain and will enable small embryos to be electroporated. This will help to, open a new window for many scientists who are working on cell differentiation, cell migration, axon guidance in very early embryonic stage. Moreover, this technique will allow scientists to transfect plasmid DNA into deep parts of the developing brain such as thalamus and hypothalamus, where not many region-specific CRE lines exist for gain of function (GOF) or loss of function (LOF) analyses.

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

A gene transfer method into the developing mouse brain is described by using a unique surgical method and special shape of electrodes. This unique technique allows transfection of plasmid DNA temporally and spatially, which will aid many neuroscientists in studying brain development.

Mouse in Utero elettroporazione: controllato Transefection Gene spazio-temporale

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance ...

Neuroscienze

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and the organ of Corti in the coiled cochlea. The cristae and maculae contain vestibular hair cells that transduce mechanical stimuli to subserve the special sense of balance, while auditory hair cells in the organ of Corti are the primary transducers for hearing 1. Cell fate specification in these sensory epithelia and morphogenesis of the semicircular canals and cochlea take place during the second week of gestation in the mouse and are largely completed before birth 2,3. Developmental studies of the mouse inner ear are routinely conducted by harvesting transgenic embryos at different embryonic or postnatal stages to gain insight into the molecular basis of cellular and/or morphological phenotypes 4,5. We hypothesize that gene transfer to the developing mouse inner ear in utero in the context of gain- and loss-of-function studies represents a complimentary approach to traditional mouse transgenesis for the interrogation of the genetic mechanisms underlying mammalian inner ear development6.
The experimental paradigm to conduct gene misexpression studies in the developing mouse inner ear demonstrated here resolves into three general steps: 1) ventral laparotomy; 2) transuterine microinjection; and 3) in vivo electroporation. Ventral laparotomy is a mouse survival surgical technique that permits externalization of the uterus to gain experimental access to the implanted embryos7. Transuterine microinjection is the use of beveled, glass capillary micropipettes to introduce expression plasmid into the lumen of the otic vesicle or otocyst. In vivo electroporation is the application of square wave, direct current pulses to drive expression plasmid into progenitor cells8-10. 
We previously described this electroporation-based gene transfer technique and included detailed notes on each step of the protocol11. Mouse experimental embryological techniques can be difficult to learn from prose and still images alone. In the present work, we demonstrate the 3 steps in the gene transfer procedure. Most critically, we deploy digital video microscopy to show precisely how to: 1) identify embryo orientation in utero; 2) reorient embryos for targeting injections to the otocyst; 3) microinject DNA mixed with tracer dye solution into the otocyst at embryonic days 11.5 and 12.5; 4) electroporate the injected otocyst; and 5) label electroporated embryos for postnatal selection at birth. We provide representative examples of successfully transfected inner ears; a pictorial guide to the most common causes of otocyst mistargeting; discuss how to avoid common methodological errors; and present guidelines for writing an in utero gene transfer animal care protocol.

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mouse inner ear is a placode-derived sensory organ whose developmental program is elaborated during gestation. We define an in utero gene transfer technique consisting of three steps: mouse ventral laparotomy, transuterine microinjection, and in vivo electroporation. We use digital video microscopy to demonstrate the critical experimental embryological techniques.

Gene Transfer per l&#39;orecchio del mouse Sviluppo Inner<em&gt; In Vivo</em&gt; Elettroporazione

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and ...

Use of Freeze-thawed Embryos for High-efficiency Production of Genetically Modified Mice

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. The CRISPR/Cas9 system allows researchers to modify the genome with unprecedented efficiency, fidelity, and simplicity. Harnessing this technology, researchers are seeking a rapid, efficient, and easy protocol for generating GM mice. Here we introduce an improved method for cryopreservation of one-cell embryos that leads to a higher developmental rate of the freeze-thawed embryos. By combining it with optimized electroporation conditions, this protocol allows for the generation of knockout and knock-in mice with high efficiency and low mosaic rates within a short time. Furthermore, we show a step-by-step explanation of our optimized protocol, covering CRISPR reagent preparation, in vitro fertilization, cryopreservation and thawing of one-cell embryos, electroporation of CRISPR reagents, mouse generation, and genotyping of the founders. Using this protocol, researchers should be able to prepare GM mice with unparalleled ease, speed, and efficiency.

Here, we present a modified method for cryopreservation of one-cell embryos as well as a protocol that couples the use of freeze-thawed embryos and electroporation for the efficient generation of genetically modified mice.

Uso di embrioni congelati per la produzione ad alta efficienza di topi geneticamente modificati

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. ...

Genetica

Spatiotemporal Subcellular Manipulation of the Microtubule Cytoskeleton in the Living Preimplantation Mouse Embryo using Photostatins

The microtubule cytoskeleton forms the framework of a cell and is fundamental for intracellular transport, cell division, and signal transduction. Traditional pharmacological disruption of the ubiquitous microtubule network using, for instance, nocodazole can have devastating consequences for any cell. Reversibly photoswitchable microtubule inhibitors have the potential to overcome the limitations by enabling drug effects to be implemented in a spatiotemporally-controlled manner. One such family of drugs is the azobenzene-based photostatins (PSTs). These compounds are inactive in dark conditions, and upon illumination with UV light, they bind to the colchicine-binding site of &#946;-tubulin and block microtubule polymerization and dynamic turnover. Here, the application of PSTs in the 3-dimensional (3D) live preimplantation mouse embryo is set out to disrupt the microtubule network on a subcellular level. This protocol provides instructions for the experimental setup, as well as light activation and deactivation parameters for PSTs using live-cell confocal microscopy. This ensures reproducibility and enables others to apply this procedure to their research questions. Innovative photoswitches like PSTs may evolve as powerful tools to advance the understanding of the dynamic intracellular microtubule network and to non-invasively manipulate the cytoskeleton in real-time. Furthermore, PSTs may prove useful in other 3D structures such as organoids, blastoids, or embryos of other species.

Typical microtubule inhibitors, used widely in basic and applied research, have far-reaching effects on cells. Recently, photostatins emerged as a class of photoswitchable microtubule inhibitors, capable of instantaneous, reversible, spatiotemporally precise manipulation of microtubules. This step-by-step protocol details the application of photostatins in a 3D live preimplantation mouse embryo.

Manipolazione subcellulare spaziotemporale del citoscheletro del microtubulo nell'embrione di topo vivente preimpianto utilizzando le fotostattine

The microtubule cytoskeleton forms the framework of a cell and is fundamental for intracellular transport, cell division, and signal transduction. ...

Chromatin Immunoprecipitation Assay for Tissue-specific Genes using Early-stage Mouse Embryos

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a powerful tool to identify protein:chromatin interactions that occur in the context of living cells 1-3. This technique has been widely exploited in tissue culture cells, and to a lesser extent, in primary tissue. The application of ChIP to rodent embryonic tissue, especially at early times of development, is complicated by the limited amount of tissue and the heterogeneity of cell and tissue types in the embryo. Here we present a method to perform ChIP using a dissociated embryonic day 8.5 (E8.5) embryo. Sheared chromatin from a single E8.5 embryo can be divided into up to five aliquots, which allows the investigator sufficient material for controls and for investigation of specific protein:chromatin interactions.
We have utilized this technique to begin to document protein:chromatin interactions during the specification of tissue-specific gene expression programs. The heterogeneity of cell types in an embryo necessarily restricts the application of this technique because the result is the detection of protein:chromatin interactions without distinguishing whether the interactions occur in all, a subset of, or a single cell type(s). However, examination of tissue-specific genes during or following the onset of tissue-specific gene expression is feasible for two reasons. First, immunoprecipitation of tissue specific factors necessarily isolates chromatin from the cell type where the factor is expressed. Second, immunoprecipitation of coactivators and histones containing post-translational modifications that are associated with gene activation should only be found at genes and gene regulatory sequences in the cell type where the gene is being or has been activated. The technique should be applicable to the study of most tissue-specific gene activation events.
In the example described below, we utilized E8.5 and E9.5 mouse embryos to examine factor binding at a skeletal muscle specific gene promoter. Somites, which are the precursor tissues from which the skeletal muscles of the trunk and limbs will form, are present at E8.5-9.54,5. Myogenin is a regulatory factor required for skeletal muscle differentiation 6-9. The data demonstrate that myogenin is associated with its own promoter in E8.5 and E9.5 embryos. Because myogenin is only expressed in somites at this stage of development 6,10, the data indicate that myogenin interactions with its own promoter have already occurred in skeletal muscle precursor cells in E8.5 embryos.

We demonstrate a chromatin immunoprecipitation (ChIP) method to identify factor interactions at tissue-specific genes during or after the onset of tissue-specific gene expression in mouse embryonic tissue. This protocol should be widely applicable for the study of tissue-specific gene activation as it occurs during normal embryonic development.

Saggio di immunoprecipitazione della cromatina per geni tessuto-specifici utilizzando nella fase iniziale di embrioni di topo

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a powerful tool to identify protein:chromatin interactions that occur in the context of living cells 1-3. This ...

Cell Labeling and Injection in Developing Embryonic Mouse Hearts

Testing the fate of embryonic or pluripotent stem cell-derivatives in in vitro protocols has led to controversial outcomes that do not necessarily reflect their in vivo potential. Preferably, these cells should be placed in a proper embryonic environment in order to acquire their definite phenotype. Furthermore, cell lineage tracing studies in the mouse after labeling cells with dyes or retroviral vectors has remained mostly limited to early stage mouse embryos with still poorly developed organs. To overcome these limitations, we designed standard and ultrasound-mediated microinjection protocols to inject various agents in targeted regions of the heart in mouse embryos at E9.5 and later stages of development. &#160;Embryonic explant or embryos are then cultured or left to further develop in utero. These agents include fluorescent dyes, virus, shRNAs, or stem cell-derived progenitor cells. Our approaches allow for preservation of the function of the organ while monitoring migration and fate of labeled and/or injected cells. These technologies can be extended to other organs and will be very helpful to address key biological questions in biology of development.

We describe a series of methods to inject dyes, DNA vectors, virus, and cells in order to monitor both cell fate and phenotype of endogenous and grafted cells derived from embryonic or pluripotent cells within mouse embryos at embryonic day (E)9.5 and later stages of development.

Etichettatura cellulare e iniezione nello sviluppo embrionali Cuori mouse

Testing the fate of embryonic or pluripotent stem cell-derivatives in in vitro protocols has led to controversial outcomes that do not necessarily reflect ...

Laser-assisted Lentiviral Gene Delivery to Mouse Fertilized Eggs

Lentiviruses are efficient vectors for gene delivery to mammalian cells. Following transduction, the lentiviral genome is stably incorporated into the host chromosome and is passed on to progeny. Thus, they are ideal vectors for creation of stable cell lines, in vivo delivery of indicators, and transduction of single cell fertilized eggs to create transgenic animals. However, mouse fertilized eggs and early stage embryos are protected by the zona pellucida, a glycoprotein matrix that forms a barrier against lentiviral gene delivery. Lentiviruses are too large to penetrate the zona and are typically delivered by microinjection of viral particles into the perivitelline cavity, the space between the zona and the embryonic cells. The requirement for highly skilled technologists and specialized equipment has minimized the use of lentiviruses for gene delivery to mouse embryos. This article describes a protocol for permeabilizing the mouse fertilized eggs by perforating the zona with a laser. Laser-perforation does not result in any damage to embryos and allows lentiviruses to gain access to embryonic cells for gene delivery. Transduced embryos can develop into blastocyst in vitro, and if implanted in pseudopregnant mice, develop into transgenic pups. The laser used in this protocol is effective and easy to use. Genes delivered by lentiviruses stably incorporate into mouse embryonic cells and are germline transmittable. This is an alternative method for creation of transgenic mice that requires no micromanipulation and microinjection of fertilized eggs.

Mouse fertilized eggs and early stage embryos are protected by the zona pellucida, a glycoprotein matrix that forms a barrier against gene delivery. This article describes a protocol for perforating the zona with a laser to transduce embryonic cells with lentiviral vectors and to create transgenic mice.

Laser-assistita lentivirali Gene consegna al Mouse fecondate le uova

Lentiviruses are efficient vectors for gene delivery to mammalian cells. Following transduction, the lentiviral genome is stably incorporated into the ...