Gli autori ringraziano Christiane Pahrmann per la sua assistenza tecnica.
D.W. è stata sostenuta dalla Max Kade Foundation. T.D. ha ricevuto sovvenzioni dall'altro Kröner Fondation (2012_EKES.04) e la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1. _. S. S. ha ricevuto borse di ricerca dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Animali ha ricevuto un'assistenza umana in conformità con la guida per i principi di animali da laboratorio, preparato da Istituto di laboratorio animale risorse e pubblicato da National Institutes of Health. Tutti i protocolli di animali sono stati approvati dall'autorità locale responsabile (' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Fiuggi (ufficio per la salute e tutela dei consumatori) ').
1. preparazione del catetere
Nota: Fare riferimento alla Tabella materiali per informazioni per quanto riguarda il catetere.
<ol><li>Prendere catetere da titolare del catetere.</li>
	<li>Tirare il filo guida dal lume attraverso la porta distale fuori.</li>
	<li>Mettere in una goccia di adesivo cianoacrilato sull'estremità distale del catetere. Attenzione: Indossare guanti in lattice o nitrile.</li>
	<li>Inserire il filo guida al Porto RX del catetere e farlo avanzare attraverso il lume alla porta distale. In seguito, tirare la guida indietro leggermente per lasciare uno spazio di ~ 5 mm fino alla fine.</li>
	<li>Aspettare 5 minuti per consentire l'adesivo ad asciugare.</li>
	<li>Spostare il filo guida, dovrebbe essere fissato. Se è ancora mobile, ripetere i passaggi 1.3-1.6.</li>
	<li>Riempire una siringa da 3 mL con 1,5 mL di soluzione fisiologica 0,9% e collegarlo alla porta di gonfiaggio del palloncino.</li>
	<li>Spingere lo stantuffo della siringa per testare il gonfiaggio del palloncino. Lasciare 0,6 mL soluzione salina nella siringa.</li>
</ol>2. preparazione di Mouse
<ol><li>Ottenere topi maschi all'età di 14 settimane pesa circa 30 g. Nota: Abbiamo usato animali ottenuti dall'Istituto di animali da laboratorio. Abbiamo usato qui C57BL/6J.</li>
	<li>Utilizzare una camera di induzione per anestetizzare il mouse con 2.0-2.5% isofurane (500 mL/min portata di ossigeno).</li>
	<li>Posizionare il mouse sul dorso su un rilievo di riscaldamento e mantenere l'anestesia con una facciale che ricopre la bocca e il naso del mouse. Verifica per sufficiente profondità dell'anestesia pizzicando le zampe posteriori e la coda per verificare l'assenza di riflessi.</li>
	<li>Rimuovere i capelli addominali utilizzando un tagliacapelli.</li>
	<li>Allargare le gambe posteriori e fissare la loro posizione con del nastro.</li>
	<li>Disinfettare la zona addominale con povidone-iodio, seguito da 80% di etanolo. Ripetere questo passaggio altre due volte.</li>
	<li>Utilizzare un telo chirurgico per garantire il sito chirurgico non avere contaminato. Aprire gli strati di pelle e muscolo lungo il linea alba con una forbice (o bisturi) per esporre gli organi addominali.</li>
	<li>Posare l'intestino in un guanto idratata fisiologica 0,9% e avvolgere per tenerli umidi.</li>
	<li>Utilizzare due una pinzetta per rimuovere il tessuto adiposo sopra l'aorta addominale.</li>
	<li>Usando una siringa da insulina (30G), iniettare 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL) nella Vena Cava inferiore (IVC) e attendere 3 minuti per la sua distribuzione sistemica. Eparina sarà sopprimere l'emostasi e prevenire la coagulazione del indesiderati durante la chirurgia.</li>
	<li>Utilizzando due pinze, la dissezione dell'aorta di infrarenal fino alla relativa biforcazione e relativi vasi di ramo in uscita.</li>
	<li>Legare i vasi collaterali, che sono tenuti a essere collocato nell'area bloccata, con un cauterizzatore ad alta temperatura.</li>
	<li>Interrompere il flusso sanguigno dal serraggio di aorta di infrarenal direttamente sotto le arterie renali.</li>
	<li>Posizionare una seconda fascetta una posizione distale appena sopra la biforcazione aortica.</li>
	<li>Eseguire una piccola incisione orizzontale utilizzando forbici a metà tra i morsetti lungo la nave. Nota: La dimensione dell'incisione deve essere pari ad 1/3 della circonferenza del vaso.</li>
	<li>Inserire una siringa con un ago (30G) nell'incisione e lavare l'aorta con 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL).</li>
	<li>Usando i suturare 10-0, mettere un singolo nodo su ciascun lato dell'incisione.</li>
	<li>Dilatare l'aorta con l'inserimento di un dilatatore nell'incisione e diffondere il vaso leggermente. Ripetere la dilatazione 2 o 3 volte.</li>
	<li>Idratare il catetere a palloncino con soluzione fisiologica allo 0,9%.</li>
	<li>Inserire il catetere a palloncino appiattito nell'aorta e farlo avanzare verso il morsetto prossimale sull'aorta.</li>
	<li>Quando si raggiunge il morsetto prossimale, aprire il morsetto prossimale con cautela e gonfiare il palloncino per evitare perdite di sangue, iniettando ~0.6 mL di soluzione fisiologica. Nota: Il rapporto del palloncino gonfiato al vaso è 1,5: 1.</li>
	<li>Far avanzare il catetere retrogrado per circa 2 cm.</li>
	<li>Sfilare il catetere espanso indietro, mentre lo sgonfiamento del palloncino leggermente rilasciando la siringa.</li>
	<li>Ricollegare il morsetto prossimale quando il catetere raggiunge l'incisione dell'aorta. Sgonfiare il palloncino completamente e rimuoverlo.</li>
	<li>Sciacquare l'aorta con 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL) usando una siringa da 30G.</li>
	<li>Chiudere l'incisione aortica usando i suturare 10-0. Luogo interrotto punti su ogni lato laterale, seguita da uno o due punti sul lato ventrale.</li>
	<li>Aprire il morsetto distale. In caso di sanguinamento, richiudere la pinza e inserire ulteriori punti.</li>
	<li>Aprire il morsetto prossimale con attenzione.</li>
	<li>Posizionare due tamponi sulla sutura per sostenerla e interrompere qualsiasi sanguinamento.</li>
	<li>Posto emostatiche assorbibili sulla sutura per sostenerla. Nota: Un impulso aortico deve essere visibile distalmente dall'incisione.</li>
	<li>Gli intestini sono inserire nuovamente l'addome.</li>
	<li>Sciacquare la cavità addominale con soluzione fisiologica 0,9% sterile, che è stato pre-riscaldato a 37 ° C.</li>
	<li>Chiudere lo strato del muscolo addominale utilizzando suture in esecuzione 6-0.</li>
	<li>Chiudere la pelle con suture in esecuzione 5-0.</li>
	<li>Iniettare Carprofen 4-5 mg/kg per via sottocutanea prima di consentire il mouse a svegliarsi. Monitorare l'animale fino a quando ha acquisito coscienza, mantenere decubito sternale. Tenere l'animale da solo in una gabbia fino al recupero completo.</li>
	<li>Aggiungere metamizolo per l'acqua potabile (50 mg/100 mL) come farmaco di dolore per 3 giorni e monitorare l'animale al giorno. Di solito topi come il dolce sapore di metamizolo e iniziano a bere immediatamente dopo l'intervento chirurgico. Se si preferisce, agenti iniettabili a rilascio prolungato possono essere utilizzati invece di metamizolo. Nota: Il periodo di osservazione per questo modello è di 28 giorni.</li>
</ol>3. istopatologia
<ol><li>Raccogliere l'aorta palloncino-danneggiati dopo 28 giorni preparando i topi come descritto ai punti 2.2 a 2,9.</li>
	<li>Usare le forbici per rimuovere l'aorta palloncino-danneggiati (tra la biforcazione e 0,3 mm sopra i vasi renali) ed eutanasia il mouse tagliando fuori il suo cuore.</li>
	<li>Lavare il lume del vaso con 0,9% NaCl.</li>
	<li>Difficoltà durante la notte la nave raccolta in paraformaldeide al 4% (PFA) e si disidratano in aumento delle concentrazioni di etanolo, a partire con etanolo al 70% per 2 ore, etanolo di 80% per 1 ora, etanolo al 95% per 2 ore e 100% etanolo per 5 ore. Quindi, incubare i campioni in xilene per 2 ore 3 volte, prima che si infiltrano i campioni con paraffina. Nota: invece di vampate di calore la nave raccolta con 0,9% NaCl, esso può essere lavata con 4% PFA. Attenzione: PFA e xilene sono tossici e devono essere maneggiati con cura speciale.</li>
	<li>Incorporare il campione in paraffina e tagliati in fette di 5 µm spessore utilizzando un microtomo.</li>
	<li>Deparaffinizzare le diapositive con xilene 3 volte per 5 minuti.</li>
	<li>Reidratare i vetrini di tessuto utilizzando una serie decrescente di etanolo. Iniziare con etanolo 100% 2 volte per 5 min, seguiti da 3 minuti di etanolo 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Colorare i vetrini con la colorazione tricromica di Masson come descritto18.</li>
	<li>Disidratare i vetrini colorati in etanolo 100% 2 volte per 10 minuti ciascuno. Chiaro con xilene 2 volte per 10 minuti ciascuno e montare in mezzo di montaggio.</li>
	<li>Mostra i vetrini con un microscopio a campo chiaro. Usare una lente con ingrandimento e un'apertura numerica di 0,12: 5x per una foto panoramica o una lente con 20 ingrandimenti x con un'apertura numerica di 0.35 per osservazione dettagliata.</li>
</ol>4. microscopia di immunofluorescenza
<ol><li>Reidratare i vetrini di tessuto utilizzando una serie decrescente di etanolo. Iniziare con etanolo 100% 2 volte per 5 min, seguita da 3 min di etanolo 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Eseguire ricupero dell'antigene riscaldando i vetrini nella soluzione di ricupero dell'antigene in un vapore per 20 min.</li>
	<li>Lasciate raffreddare il vetrini a temperatura ambiente.</li>
	<li>Dopo il lavaggio le diapositive per tre volte con tampone fosfato salino (PBS), applicare la soluzione bloccante antigene sulle sezioni per 30 min.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 min con PBS.</li>
	<li>Incubare sezioni con l'anticorpo primario diluito in diluente per anticorpi primari. Nota: Il momento giusto di concentrazione e incubazione dovrebbe essere scelti separatamente per ogni anticorpo.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 min con PBS per rimuovere l'anticorpo non legato.</li>
	<li>Incubare sezioni con un anticorpo secondario pre-coniugato diluito nel diluente di anticorpo secondario. Nota: Il momento giusto di concentrazione e incubazione dovrebbe essere scelti separatamente per ogni anticorpo.</li>
	<li>Rimuovere gli anticorpi non legati da lavare i vetrini per 5 minuti tre volte.</li>
	<li>Colorante di contrasto i nuclei cellulari utilizzando 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) per 15 min; la concentrazione finale di DAPI dovrebbe essere 350 nM.</li>
	<li>Montare diapositive in immunofluorescenza compatibile soluzione di montaggio. Nota: Utilizzando la soluzione di montaggio sbagliato può oscurare il segnale di fluorescenza.</li>
	<li>Visualizzare le diapositive con un microscopio a fluorescenza. Utilizzare una lente di ingrandimento 40x con un'apertura numerica di 1,3.</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

In questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia myointimal e permette l'esplorazione dei processi patologici sottostanti e la sperimentazione di nuovi farmaci o opzioni terapeutiche.
La fase più critica in questo protocollo è il denudation dell'aorta. Cura speciale dovrebbe essere pagata durante questo passaggio come eccessiva decumulazione porterà alla formazione di aneurismi e il fallimento del modello. D'altra parte, se decumulazione viene e...

Stenosi arteriosa nelle arterie coronariche e periferiche ha un grande effetto sulla morbosità e della mortalità di pazienti1. Un meccanismo patologico di fondo è l'iperplasia myointima (MH), che è caratterizzato da aumentata proliferazione, migrazione e sintesi di proteine della matrice extracellulare da muscolo liscio vascolare cellule (SMC)2. SMC si trovano nello strato media della nave e migrare su stimolo alla superficie del lume. Segnali stimolatori includono fattori di crescita, citochine, contatto della cellula-cellula, lipidi, componenti della matrice extracellulare e cesoia meccanica e allungare le forze3,4,5,6. Lesioni della parete del vaso, patologica o iatrogena, causano delle cellule endoteliali e danno delle cellule di muscolo liscio e stimolano le reazioni infiammatorie e quindi portano ad MH7.
Diversi modelli animali sono attualmente disponibili per studiare lesioni arteriose e iperplasia myointima. Grandi animali come maiali o cani hanno il vantaggio di condividere una simile arteria e anatomia coronaria con gli esseri umani e sono particolarmente adatti per gli studi che studiano l'angioplastica tecniche, procedure e dispositivi8. Tuttavia, modelli di maiale hanno lo svantaggio di superiore trombogenicità9,10, mentre i cani hanno solo una lieve risposta a nave ferita11. Inoltre, tutti i grandi modelli animali richiedono speciale alloggiamento, attrezzature e personale, che sono collegato con costi elevati e non sempre sono disponibili presso un'istituzione. Piccoli modelli animali includono ratti e topi. Rispetto ai ratti, topi hanno i vantaggi di costo inferiore e l'esistenza di una varietà di knock out modelli. Il modello descritto in questo video può essere combinato con ApoE-/-topi alimentati con una dieta occidentale a imitare molto attentamente la regolazione clinica di angioplastia in vasi aterosclerotici12. Modelli precedenti ha indotto la lesione vascolare via filo ferita13, fluido essiccazione14, primavera15o polsino ferita16. Poiché la natura del pregiudizio inciderà notevolmente lo sviluppo e la costituzione di MH, facendo uso di un catetere a palloncino per indurre la lesione del vaso è il modo migliore per imitare la regolazione clinica.
In questo articolo descriviamo un nuovo metodo per indurre MH con un catetere a palloncino in topi. L'uso di un catetere a palloncino (1,2 x 6 mm) con un RX-porta (Figura 1A) permette la raschiatura dello strato intimal e, allo stesso tempo, l'induzione di un overdistension della nave. Entrambi questi fattori sono importanti trigger per lo sviluppo di MH. Il tempo di osservazione per questo modello è di 28 giorni17.

<table><tbody><tr><td>10-0 Ethilon suture</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>3 mL Syringe</td><td>BD Medical</td><td>309658</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>5-0 prolene suture</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 prolene suture</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Acid Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Antigen retrieval solution</td><td>Dako</td><td>S1699</td><td></td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Bepanthen Eye and Nose ointment</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Eye ointment</td></tr><tr><td>Betadine Solution</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Charles River</td><td>Stock number 000664</td><td></td></tr><tr><td>Clamp applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td>JAW DIMS: 4 x 0.75 mm
LENGTH: 13 mm</td></tr><tr><td>Collagen 3</td><td>abcam</td><td>ab7778</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fischer</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Donkey anti-Goat IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A21432</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A11055</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A31572</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>FAP</td><td>abcam</td><td>ab28246</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>Forceps fine</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Forceps standard</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Glacial Acetic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN 3862340</td><td>25.000 I.E./mL</td></tr><tr><td>High temperature cautery kit</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Image-iT FX Signal Enhancer</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Blocking solution</td></tr><tr><td>Light Green SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Microsurgical clamp</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4mm</td></tr><tr><td>MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange</td><td>Abbott</td><td>1012268-06U</td><td></td></tr><tr><td>Molybdatophosphoric acid hydrate</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizole</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>#157135S</td><td></td></tr><tr><td>Ponceau S solution</td><td>Serva Electrophoresis</td><td>33427</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Primary antibody diluent</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Mounting solution</td><td>Thermo Fischer</td><td>P36930</td><td>Mounting solution for immunofluorescence stained slides</td></tr><tr><td>Replaceable Fine Tip</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2E-30</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Scissors Vannas-style</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Secondary antibody diluent</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>Fast acting Adhesive MINIS 3x1g</td><td>UHU</td><td>45370</td><td>Cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>SM22</td><td>abcam</td><td>ab10135</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>SMA</td><td>abcam</td><td>ab21027</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>Staining dish</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Surgical microscope</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Tabotamp fibrillar</td><td>Ethicon</td><td>431962</td><td>Absorbable hemostat</td></tr><tr><td>Transpore Surgical Tape</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin syringe</td><td>BD Medical</td><td>324825</td><td></td></tr><tr><td>Vessel Dilator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18603-14</td><td></td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Weigerts iron hematoxylin Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr></tbody></table>

balloon-based injury to induce myointimal hyperplasia in the mouse abdominal aorta

L'uso di modelli animali è essenziale per una migliore comprensione della MH, una delle principale cause di stenosi arteriosa. In questo articolo, dimostriamo un modello di decumulazione palloncino murino, che è paragonabile con modelli di lesione del vaso stabilito in animali di grandi dimensioni. Il modello di decumulazione aorta con cateteri a palloncino imita la regolazione clinica e conduce ai cambiamenti fisiologici e pathobiological comparabili. Brevemente, dopo aver eseguito un'incisione orizzontale in aorta centrifugalis, un catetere a palloncino verrà inserito nel vaso, gonfiato e presentare retrogradely. Gonfiaggio del palloncino porterà a biancheria intima ferita e overdistension della nave. Dopo rimozione del catetere, l'incisione aortica sarà chiuso con singoli pinzature. Il modello mostrato in questo articolo è riproducibile, facile da eseguire e può essere stabilita in modo rapido e affidabile. È particolarmente adatto per la valutazione di agenti terapeutici sperimentali costosi, che possono essere applicati in modo economico. Utilizzando diversi ceppi di topo knockout, può essere valutato l'impatto di diversi geni sullo sviluppo di MH.

Decumulazione palloncino è un modello adatto per studiare lo sviluppo di MH in topi. Animali recupero bene dalla chirurgia e viene mostrata un'eccellente condizione fisica post-operazione. Abbiamo stabilito questo modello in 50 topi con meno di 3% di mortalità a causa della procedura chirurgica. Figure 1B -C mostrano i passaggi chiave chirurgici. Dopo un'incisione della pelle lungo il linea alba, identificare l' aorta centrifug...

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Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

Questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale (MH) dopo la ferita aortica dell'aerostato.

Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nell'Aorta addominale di Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

9.6K Views.  University Heart Center. Questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale (MH) dopo la ferita aortica dell'aerostato.

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Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase 

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of abdominal aortic aneurysm (AAA) ever since it was first described in rats by Anidjar and colleagues.1 The rationale for its development was based on the disrupted nature of elastin observed in AAAs. This rat model has been modified to produce AAAs in the infrarenal aortic region of mice.2 The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice. Moreover, it is a viable platform to test potential therapeutic agents for AAA. In this video, we demonstrate the elastase infusion AAA procedure used in our laboratory. 
Mice are anesthetized using 2.5% isoflurane, and a laparotomy is performed under sterile conditions. The abdominal aortais isolated with the assistance of an operating stereomicroscope (Leica). After placing temporary ligatures around the proximal and distal aorta, an aortotomy is created at the bifurcation with the tip of a 30-gauge needle. A heat-tapered segment of PE-10 polyethylene tubing is introduced through the aortotomy and secured. The aortic lumen is subsequently perfused for 5-15 minutes at 100 mm Hg with saline containing type I porcine pancreatic elastase (4.5 U/mL; Sigma Chemical Co.). After removing the perfusion catheter, the aortotomy is repaired without constriction of the lumen.

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase

This video shows how to induce abdominal aortic aneurysms (AAA) in mice via transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta. The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice.

Creazione di Murine aneurismi dell&#39;aorta addominale Sperimentale con elastasi

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of ...

Ricerca

Biologia

Inducing Myointimal Hyperplasia Versus Atherosclerosis in Mice: An Introduction of Two Valid Models

Various in vivo laboratory rodent models for the induction of artery stenosis have been established to mimic diseases that include arterial plaque formation and stenosis, as observed for example in ischemic heart disease. Two highly reproducible mouse models&#160;&#8211;&#160;both resulting in artery stenosis but each underlying a different pathway of development&#160;&#8211; are introduced here. The models represent the two most common causes of artery stenosis; namely one mouse model for each myointimal hyperplasia, and atherosclerosis are shown. To induce myointimal hyperplasia, a balloon catheter injury of the abdominal aorta is performed. For the development of atherosclerotic plaque, the ApoE -/- mouse model in combination with western fatty diet is used. Different model-adapted options for the measurement and evaluation of the results are named and described in this manuscript. The introduction and comparison of these two models provides information for scientists to choose the appropriate artery stenosis model in accordance to the scientific question asked.

This video shows two models of intimal plaque development in murine arteries and emphasizes the differences in myointimal hyperplasia and atherosclerosis.

Indurre miointimale Iperplasia Versus aterosclerosi nei topi: Introduzione di due modelli validi

Various in vivo laboratory rodent models for the induction of artery stenosis have been established to mimic diseases that include arterial plaque ...

Medicina

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Modello murino di dall&#39;arteria femorale Wire Injury con impianto di una Perivascolare Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.

Riproducibile arteriosa Denudation Lesioni da infrarenale aortico addominale di serraggio in un modello murino

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

The Rabbit Model of Accelerated Atherosclerosis: A Methodological Perspective of the Iliac Artery Balloon Injury

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the industrialized world. New Zealand White (NZW) rabbits are widely used as an animal model for the study of atherosclerosis. They develop spontaneous lesions when fed with atherogenic diet; however, this requires long time of 4 - 8 months. To further enhance and accelerate atherogenesis, a combination of atherogenic diet and mechanical endothelial injury is often employed. The presented procedure for inducing atherosclerotic plaques in rabbits uses a balloon catheter to disrupt the endothelium in the left iliac artery of NZW rabbits fed with atherogenic diet. Such mechanical damage caused by the balloon catheter induces a chain of inflammatory reactions initiating neointimal lipid accumulation in a time dependent fashion. Atherosclerotic plaque following balloon injury show neointimal thickening with extensive lipid infiltration, high smooth muscle cell content and presence of macrophage derived foam cells. This technique is simple, reproducible and produces plaque of controlled length within the iliac artery. The whole procedure is completed within 20 - 30 min. The procedure is safe with low mortality and also offers high success in obtaining substantial intimal lesions. The procedure of balloon catheter induced arterial injury results in atherosclerosis within two weeks. This model can be used for investigating the disease pathology, diagnostic imaging and to evaluate new therapeutic strategies.

Animal models of atherosclerosis are essential to understand the mechanism and to investigate newer approaches to prevent plaque development or rupture, a leading cause of death in the industrialized world. This protocol uses a combination of balloon injury and cholesterol rich diet to induce atherosclerotic plaques in rabbit iliac artery.

Il modello del coniglio di aterosclerosi accelerata: una prospettiva metodologica della ferita dell'aerostato dell'arteria iliaca

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Una lesione segmentale del palloncino segmentale controllato dalla pressione carotide del ratto con applicazione terapeutica periadventitiale

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell (VSMC) proliferation. Common murine models study small vessels such as the carotid and femoral arteries. Herein we describe an in vivo system in which both VSMC proliferation and endothelial barrier function can be simultaneously assessed in a large vessel. We studied the infrarenal aortic response to injury in C57BL/6 mice. The aorta was injured from the left renal vein to the aortic bifurcation by 30 transmural crushes of 5-seconds duration with a cotton-tipped applicator. Morphological changes were assessed with conventional histology. Aorta wall thickness was measured from the luminal surface to the adventitia. EdU integration and counter staining with DAPI and alpha-actin was used to demonstrate VSMC proliferation. Activation of ERK1/2, a known moderator of intimal hyperplasia formation, was determined by Western Blot analysis. The effect of inflammation was determined by immunohistochemistry for B-cells, T-cells, and macrophages. En face sections of endothelium were visualized with scanning electron microscopy (SEM). Endothelial barrier function was determined with Evans Blue staining. Transmural injury resulted in aortic wall thickening. This injury induced VSMC proliferation, most prominently at 3 days after injury, and early activation of ERK1/2 and decreased p27kip1 expression. Injury did not result in increased B-cells, T-cells, or macrophages infiltration in the vessel wall. Injury caused partial endothelial cell denudation and loss of cell-cell contact. Injury resulted in a significant loss of endothelial barrier function, which returned to baseline after seven days. The murine transmural blunt aortic injury model provides an efficient system to simultaneously study both VSMC proliferation and endothelial barrier function in a large vessel.

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Restenosis following cardiovascular procedures (bypass surgery, angioplasty, or stenting) is a significant problem reducing the durability of these procedures. An ideal therapy would inhibit smooth muscle cell (VSMC) proliferation while promoting regeneration of the endothelium. We describe a model for simultaneous assessment of VSMC proliferation and endothelial function in vivo.

Lesione aortica di crusca a murina: un efficace<em&gt; In Vivo</em&gt; Modello di proliferazione cellulare liscia e funzione endoteliale

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell ...

<meta charset="utf8"></head><body>Indagine sui meccanismi molecolari alla base dell'aneurisma dell'aorta addominale murina

A Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model by Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the abdominal aorta with at least a 50% increase in arterial diameter. Various animal models of AAA have been introduced to mimic the pathophysiological changes and study the underlying mechanisms of AAA. Among these models, the calcium chloride (CaCl2)- and elastase-induced AAA models are commonly used in mice. However, these methods have certain limitations. Traditional intraluminal porcine pancreatic elastase (PPE) perfusion is associated with high technical difficulty and a high rupture rate, while periadventitial administration of PPE yields inconsistent results. In addition, the CaCl2-induced AAA model lacks human AAA features, such as atherothrombosis and aneurysm rupture. Therefore, the combined application of CaCl2 and PPE has been proposed as an approach to enhance success rates and induce greater diameter increases in AAA animal models. This manuscript presents a comprehensive protocol for establishing a mouse AAA model through periaortic infiltration of PPE and CaCl2 in the infrarenal segment of the abdominal aorta. By following this protocol, we can achieve an AAA formation rate of approximately 90% with technical simplicity and reproducibility. Further ultrasound and histological experiments confirm that this model effectively replicates the morphological and pathological changes observed in human AAA.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: Sviluppo e caratterizzazione di un modello murino per l'aneurisma dell'aorta addominale

This manuscript presents a protocol for establishing a mouse abdominal aortic aneurysm model using calcium chloride and elastase, combining the advantages of previous modeling methods. This model can be utilized to investigate the pathophysiological mechanisms underlying abdominal aortic aneurysms.

Un modello murino di aneurisma dell'aorta addominale mediante cloruro di calcio periavventiziale e infiltrazione di elastasi

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the ...

Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nell'Aorta addominale di Mouse

Riepilogo

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Indurre miointimale Iperplasia Versus aterosclerosi nei topi: Introduzione di due modelli validi

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

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Una lesione segmentale del palloncino segmentale controllato dalla pressione carotide del ratto con applicazione terapeutica periadventitiale

Lesione aortica di crusca a murina: un efficace

Un modello murino di aneurisma dell'aorta addominale mediante cloruro di calcio periavventiziale e infiltrazione di elastasi

Un modello murino di aneurisma dell'aorta addominale mediante cloruro di calcio periavventiziale e infiltrazione di elastasi