Questo protocollo descrive un metodo per misurare la pressione intracranica, la pressione arteriosa media e la pressione di perfusione cerebrale a seguito di emorragia intraventricolare non traumatica nei roditori. Le pressioni arteriose intracraniche e medie possono essere misurate in modo accurato e affidabile con un sensore a fibre ottiche inserito rispettivamente nella corteccia e nell'arteria femorale del ratto. Le tecniche qui descritte sono tradotte in ambito clinico quando i pazienti con emorragia intraventricolare richiedono un monitoraggio invasivo della pressione intracranica.
Gli obiettivi di questo studio erano di stabilire un modello animale IVH con monitoraggio obiettivo di ICP, MAP e CCP dopo IVH intraventricolare, in modo che gli autori possano applicarlo ulteriormente in esperimenti futuri che si concentreranno sugli effetti delle ICP indotte da IVH sulla successiva disfunzione della memoria. Le principali difficoltà possono includere la precisione, poiché i sensori in fibra ottica sono piccoli. La dissezione dell'arteria femorale potrebbe anche rappresentare una sfida per alcuni, in particolare quelli non utilizzati nelle abilità microchirurgiche.
Dopo aver anestetizzato il ratto, inserire il termometro rettale per monitorare continuamente la temperatura. Tagliare i capelli sulla testa e sulla regione femorale e preparare la pelle con tre scrub alternati di Betadine e alcol al 70% prima dell'intervento chirurgico. Aspirare le secrezioni respiratorie accumulate rimuovendo temporaneamente il ratto dal ventilatore e aspirando le secrezioni con tubi PE-50 collegati a una siringa da 10 millilitri.
Proteggi gli occhi con lacrime artificiali sterili unguento per gli occhi. Prima dell'incisione del cuoio capelluto, iniettare bupivacaina locale nella pelle e nei tessuti sottocutanei. Posizionare il ratto in posizione prona su una cornice stereotassica e sbarrarlo all'orecchio.
Fai un'incisione del cuoio capelluto di 1,5 centimetri lungo la linea mediana con un bisturi a 15 lame. Applicare una leggera pressione con una garza per l'emostasi. Utilizzando un applicatore sterile di cotone, separare il periostio dal cranio fino a quando il punto di riferimento del bregma è visibile.
Individuare e contrassegnare il bregma usando stereotassi, e segnare la posizione di due fori bilaterali di bava di 1,4 millimetri laterali e negativi di 0,9 millimetri posteriori al bregma. Utilizzando un trapano portatile, creare questi due piccoli fori di bava cranica negli emisferi destro e sinistro. Irrigare eventuali frammenti ossei in eccesso con la soluzione sterile di Ringer lattato.
Nell'emisfero destro, posizionare una cannula guida di calibro 22 a livello del foro di bava per inserire l'ago di calibro 28 attraverso la cannula fino alla profondità del ventricolo laterale destro per creare emorragia intraventricolare. Collegare il sensore di pressione in fibra ottica all'unità di lettura. Accendere l'unità di lettura e assicurarsi che le unità selezionate siano espresse in millimetri di mercurio.
Quindi innescare il sensore immergendo la sua punta in un piccolo becher con la soluzione di Ringer lattato fino a quando l'unità di lettura legge zero ed è pronta per l'uso. Nell'emisfero sinistro, inserire delicatamente il sensore di pressione a due o tre millimetri di profondità nella corteccia per il monitoraggio in tempo reale dell'ICP. Dopo l'inserimento del monitor ICP, ruotare il tronco inferiore del ratto per un facile accesso alla coscia sinistra e alla zona inguinale.
Dopo la preparazione sterile e la somministrazione locale di bupivacaina, praticare un'incisione cutanea di 1,5 centimetri sull'arto posteriore con un bisturi a 15 lame. Sezionare superficialmente l'arteria femorale sinistra con un emostato e poi strati più profondi usando una pinza con punte sottili al microscopio. Identificare la vena femorale blu profondo per aiutare a localizzare l'arteria adiacente.
Legare l'arteria femorale distale usando una sutura di seta 3-0 e posizionare una clip metallica temporanea sulla porzione prossimale dell'arteria femorale. Avere un secondo sensore di pressione in fibra ottica collegato all'unità di lettura già innescato. Inserire il sensore di pressione nel tubo PE-50, che viene inserito in un Tuohy Borst che viene quindi chiuso.
Collegare il Tuohy Borst a un rubinetto a tre vie collegato a una siringa da un millimetro a un'estremità e un ago calibro 22 con tubo PE-50 all'altra estremità. Sotto il microscopio, eseguire un'arteriotomia femorale di due millimetri con micro forbici e incannularla con tubi PE-50 collegati al resto della configurazione. Aspirare 500 microlitri di sangue utilizzando una siringa da un millimetro e ruotare il rubinetto a tre vie per far sì che il sensore di pressione legga MAP.
Innescare l'ago intraventricolare calibro 28 collegato al tubo PE-50 con il sangue aspirato per gli animali IVH e Ringer lattato per gli animali di controllo del veicolo. Quindi inserire questo ago nella cannula guida fino alla profondità del ventricolo laterale destro. Utilizzando una frequenza di 100 microlitri al minuto, iniettare il sangue o 200 microlitri di soluzione sterile di Ringer nel ventricolo laterale destro pompando la siringa da un millimetro con il pollice.
Monitorare e registrare ICP, pressione arteriosa e temperatura rettale. Monitorare e registrare i valori ICP e MAP post-iniezione. Dopo aver completato l'iniezione intraventricolare, prelevare il tubo PE-50 contenente il sensore di pressione inserito nell'arteria femorale e applicare la clip temporanea all'arteria femorale per prevenire il sanguinamento.
Legare la porzione prossimale dell'arteria femorale usando la sutura di seta 3-0 e chiudere l'incisione femorale in modo interrotto usando la seta 3-0. Rimuovere la cannula guida con l'ago intraventricolare nel monitor ICP. Sigillare i fori di bava con cera ossea.
E chiudere l'incisione cranica con sutura di seta 3-0 interrottamente. Applicare bupivacaina topica all'incisione e iniettare 0,5 milligrammi per chilogrammo di carprofene. Non lasciare gli animali incustoditi fino a quando non hanno riacquistato sufficiente coscienza per mantenere la recumenza sternale.
Consentire ai ratti di riprendersi completamente dopo l'intervento chirurgico sotto supervisione e riportarli nelle loro gabbie di casa con libero accesso al cibo e all'acqua dopo il recupero. Escludendo il gruppo sham, le ICP sono aumentate significativamente durante l'iniezione intraventricolare nei gruppi IVH e di controllo del veicolo. I PIC erano più elevati nel gruppo IVH rispetto al controllo del veicolo.
Gli ICP sono poi diminuiti rapidamente e normalizzati entro cinque minuti dall'iniezione intraventricolare in quei gruppi animali. È stato osservato che le MAP sono rimaste simili durante tutta la procedura, mentre le CPP sono diminuite durante l'iniezione intraventricolare di sangue o della soluzione di Ringer lattato. I passaggi vitali dell'intervento chirurgico includono la corretta localizzazione e la perforazione dei fori di bava e dell'arteriotomia femorale.
I passaggi sopra menzionati devono essere seguiti attentamente per garantire che i sensori svolgano il loro lavoro nella lettura accurata delle variazioni di pressione.
