Questo studio è stato supportato da NIH-NINDS (R21NS130241), IND DEPT HLTH (55051, 74247, 74244) e US ARMY (HT94252310700).

Il protocollo di studio sugli animali è stato approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Indiana University School of Medicine. Codice di omologazione: 21098MD/R/MSS/HZ Data di omologazione: 29 settembre 2021.
1. Preparazione del catetere
<ol><li>Taglia un tubo di polietilene PE-30 da 30 cm (.017 pollici x .030 pollici). Usa un accendino per svasare un'estremità del tubo, assicurandoti che non tocchi la fiamma, e ritira l'accendino una volta che il tubo ha formato una punta a forma di campana adeguatamente rotonda.</li>
	<li>Inserire con cautela circa 3/4 dell'ago da 25 G nell'altra estremità del tubo. Preparare una siringa da 1 ml e riempirla con NaCl sterile allo 0,9%. Collegare la siringa all'ago da 25 G.</li>
	<li>Infondere delicatamente soluzione salina per verificare che la punta rotonda sia corretta e che non vi siano perdite dalle estremità dell'ago. Assicurarsi che non si avverta alcuna pressione e che la soluzione salina scorra senza intoppi attraverso il catetere.</li>
</ol>2. Preparazione degli elettrodi
<ol><li>Preparare 2 fili d'acciaio di 20 cm di lunghezza. Prendi i fili di acciaio e applica la lucidante a sabbia su entrambe le estremità della zona di rivestimento per spellare 5 mm del filo.</li>
	<li>Prendi un ago da 25G e inseriscilo su un lato del filo. Assicurati di inserire l'ago con attenzione per evitare di danneggiare il filo. Piega la parte spelata del filo come un gancio. Il gancio aiuterà a collegare il filo al muscolo EUS.</li>
	<li>Utilizzare la saldatura per fissare il pin all'altra estremità del filo a strisce. La saldatura aiuterà a fissare il pin al filo e garantirà una connessione forte. Assicurati di riscaldare la saldatura stagno-piombo fino a quando non si scioglie e copre il filo e il perno.</li>
</ol>3. Preparazione dell'animale
<ol><li>Allestire la femmina di topo C57BL/6 (8 settimane di età, 18-20 g di peso corporeo) nella struttura per animali secondo Institutional Animal Care con un ciclo luce-buio di 12 ore e accesso illimitato all'acqua e ai pellet alimentari standard.</li>
</ol>4. Anestesia durante l'intervento chirurgico
<ol><li>Mettere gli animali in una camera di isoflurano al 2% e ossigeno puro (1 L/min). Confermare l'anestesia completa dell'animale utilizzando l'esame negativo del pizzicamento delle dita dei piedi prima di trasferirlo nella maschera. Una volta confermato, cambia la condizione del gas con una maschera.</li>
	<li>Assicurarsi che la maschera per anestesia sia fissata nella posizione appropriata sul campo chirurgico sterile. Posizionare l'animale supino sul telo sterile con il naso in una piccola maschera per inalazione (0,8-1 L/min con isoflurano al 2%) per continuare a somministrare l'anestesia.</li>
</ol>5. Preparazione chirurgica
<ol><li>Fissa gli arti dell'animale con del nastro adesivo. Usa un rasoio elettrico per radere il pelo del basso addome e intorno al meato uretrale (regione genitale).</li>
	<li>Applicare un unguento per gli occhi per prevenire qualsiasi potenziale secchezza degli occhi. Preparare l'area rasata utilizzando la soluzione di iodio povidone e rimuovere la soluzione con etanolo al 70%. Metti un telo sterile sulla regione chirurgica.</li>
</ol>6. Procedura chirurgica
<ol><li>Impianto di catetere vescicale<ol><li>Al microscopio operatorio, utilizzando le forbici dritte e smussate di Metzenbaum, creare un'incisione di 1-2 cm nella linea mediana della pelle addominopelvica. Procedere all'incisione della fascia e dei muscoli della linea mediana per esporre la vescica attraverso la ferita incisionale.</li>
		<li>Una volta che la vescica è visibile attraverso la ferita incisionale, procedere a ritrarre eventuali organi o tessuti circostanti secondo necessità per ottenere una visione chiara del campo chirurgico. Fare attenzione a evitare qualsiasi manipolazione o tensione non necessaria sulla vescica, in quanto ciò può portare a complicazioni come perdite urinarie o lesioni alle strutture circostanti.</li>
		<li>Afferrare la cupola della vescica e posizionare un cordino della borsa utilizzando una sutura monofilamento 5-0 non assorbibile con un ago a punta conica.</li>
		<li>Usando le micro forbici, crea una piccola cistostomia all'interno del cordone della borsa e fai un buco fino a quando l'urina non fuoriesce.</li>
		<li>Afferrare l'estremità della punta rotonda del catetere e inserirla attraverso il foro. Una volta che la punta del tubo è passata attraverso il foro, sutura il cordino della borsa attorno al tubo. Quindi, tirare delicatamente il tubo verso l'esterno fino a quando la punta non si sente sotto la sutura.</li>
		<li>Infondere lentamente 1 mL di soluzione fisiologica dall'altra estremità della provetta per distendere la vescica. Verificare la presenza di eventuali perdite intorno al catetere. Se sono presenti perdite, posizionare una sutura aggiuntiva.</li>
		<li>Una volta che la soluzione salina esce dall'uretra, ritira la soluzione salina per decomprimere la vescica.</li>
	</ol></li>
	<li>Impianto di elettrodi EUS (Figura 1)<ol><li>Utilizzare le forbici chirurgiche per estendere l'incisione addominale fino al pavimento pelvico.</li>
		<li>In linea con la vescica, spostare i muscoli e le membrane verso i canali pudendo e localizzare l'uretra e il muscolo sfintere esterno. Fare attenzione a non ferire i vasi iliaci e caudali medi e i nervi pudendo.</li>
		<li>Perforare la pelle bilateralmente, a 1 cm di distanza dal meato uretrale, utilizzando l'ago contenente l'elettrodo.</li>
		<li>Afferra con cautela la punta dell'uncino con una pinza e allontana delicatamente l'ago dalla pelle.</li>
		<li>Usando la punta dell'elettrodo, agganciare con cura il muscolo EUS bilateralmente. Evita di dare pugni troppo profondi, in quanto ciò potrebbe danneggiare il muscolo, il che potrebbe portare a possibili perdite di urina.</li>
		<li>Utilizzare il monofilamento non assorbibile 3-0 per suturare i muscoli pelvici e addominali e la pelle.</li>
	</ol></li>
	<li>Impermeabilizzazione della pelle<ol><li>Applicare uno strato sottile di colla cianoacrilica sulla pelle dove escono gli elettrodi per fissare gli elettrodi in posizione.</li>
		<li>Applicare la colla cianoacrilica a 1 cm di distanza che circonda il meato uretrale e a 3 cm che si estende ulteriormente fino all'addome e alla regione suturata. Per evitare il contatto con la colla, tenere accuratamente sollevato il meato con una pinza.</li>
		<li>Utilizzare una micropipetta da 0,5-10 μl per prelevare il liquido acceleratore e asciugare la colla. ATTENZIONE: Il liquido acceleratore è un liquido combustibile.</li>
		<li>Aggiungere il liquido acceleratore per garantire una corretta reazione adesiva. Ciò contribuirà ad asciugare la colla più rapidamente e ad assicurarsi che si fissi in modo sicuro.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparazione urodinamica<ol><li>Preparare una barca per pesare in polistirene rovesciato di 4,5 cm di lunghezza, larghezza e profondità. Taglialo a forma di triangolo con una base di 4 cm per inserire il meato dell'uretra del topo in questo spazio. Mettere lo stampo di base monouso, 37 mm x 24 mm x 5 mm, sotto lo spazio per la raccolta dell'urina.</li>
		<li>Riposizionare il mouse in posizione prona e spostarlo con cautela su una piastra su misura dotata di maschera antigas.</li>
		<li>Assicurarsi che il meato uretrale sia posizionato correttamente all'interno del solco. Trattenere delicatamente la testa e l'arto del mouse con del nastro adesivo e posizionare la piastra su un termoforo fino a quando il mouse non riprende piena coscienza (Figura 2).</li>
		<li>Eseguire la cistometria solo quando il topo è completamente sveglio, ovvero almeno 40 minuti dopo il recupero dall'anestesia.</li>
	</ol></li>
</ol>7. Preparazione della cistometria e della registrazione EUS-EMG
<ol><li>Installare e calibrare la pompa di infusione secondo le istruzioni del produttore.</li>
	<li>Prendere una siringa da 20 mL con un diametro di 19,05 mm e riempirla con NaCl sterile allo 0,9% a temperatura ambiente. Fissare la siringa alla pompa di infusione. Impostare la velocità di infusione su 0,01 ml/min.</li>
	<li>Collegare la siringa tramite il tubo PE-30 a un lato del connettore a tre vie. Collegare il catetere vescicale all'altro lato a un trasduttore di pressione. Prima di collegare il catetere vescicale, assicurarsi di rimuovere tutte le bolle d'aria.</li>
	<li>Fissare il trasduttore di pressione allo stesso livello della vescica del topo. Il trasduttore di pressione è collegato tramite un amplificatore al sistema di acquisizione dati.</li>
	<li>Collegare un gancio della linea di messa a terra alla pelle e l'altro ai siti del connettore dell'elettrodo. Registrare la pressione nel software.</li>
	<li>Dopo aver avviato il software, controllare la pressione intravescicale (IVP) e i segnali EUS-EMG. Salva il nome del campione e imposta l'ora.</li>
	<li>Avviare l'infusione con pompa. Registra i segnali.</li>
</ol>

Misurazione urodinamica precisa in topi svegli utilizzando barriere cutanee cianoacriliche

<ol>
	<li>Leslie, S. W., Tadi, P., Tayyeb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenic+bladder+and+neurogenic+lower+urinary+tract+dysfunction.">Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction.</a> Statpearls. , (2024).</li><li>Doelman, A. W., Streijger, F., Majerus, S. J., Damaser, M. S., Kwon, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+neurogenic+lower+urinary+tract+dysfunction+after+spinal+cord+injury:+Animal+models+in+preclinical+neuro-urology+research.">Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research.</a> Biomedicines. 11 (6), 1539 (2023).</li><li>Fraser, M. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Best+practices+for+cystometric+evaluation+of+lower+urinary+tract+function+in+muriform+rodents.">Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents.</a> Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).</li><li>Hashimoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+differences+in+lower+urinary+tract+function+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury.">Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury.</a> Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).</li><li>Kadekawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+bladder+and+external+urethral+activity+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury-a+comparison+study+with+rats.">Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).</li><li>Lee, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+periurethral+muscle-derived+stem+cell+injection+on+leak+point+pressure+in+a+rat+model+of+stress+urinary+incontinence.">The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence.</a> Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).</li><li>Mann-Gow, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+the+procedure+for+performing+awake+cystometry+in+a+mouse+model.">Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model.</a> J Vis Exp. (123), e55588 (2017).</li><li>Saito, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-dependent+progression+of+neurogenic+lower+urinary+tract+dysfunction+after+pinal+cord+injury+in+the+mouse+model.">Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model.</a> Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).</li><li>Schneider, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+urodynamic+model+for+lower+urinary+tract+assessment+in+awake+rats.">A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats.</a> BJU Int. 115, 8-15 (2015).</li><li>Habib, A., Mehanna, A., Medra, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyanoacrylate:+A+handy+tissue+glue+in+maxillofacial+surgery:+Our+experience+in+alexandria,+egypt.">Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt.</a> J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).</li><li>Sunjic Roguljic, V., Roguljic, L., Jukic, I., Kovacic, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+wound+closure+techniques+after+surgical+decompression+in+patients+with+carpal+tunnel+syndrome+on+sleep+disturbance+and+life+quality:+A+prospective+comparison+of+surgical+techniques.">The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques.</a> Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).</li><li>Sohn, J. J., Gruber, T. M., Zahorsky-Reeves, J. L., Lawson, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+2-ethyl-cyanoacrylate+and+2-butyl-cyanoacrylate+for+use+on+the+calvaria+of+cd1+mice.">Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).</li><li>Ren, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injectable,+self-healing+hydrogel+adhesives+with+firm+tissue+adhesion+and+on-demand+biodegradation+for+sutureless+wound+closure.">Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure.</a> Sci Adv. 9 (33), 4327 (2023).</li><li>Ito, H., Pickering, A. E., Kanai, A., Fry, C. H., Drake, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muro-neuro-urodynamics;+a+review+of+the+functional+assessment+of+mouse+lower+urinary+tract+function.">Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function.</a> Front Physiol. 8, 240395 (2017).</li><li>Abdelkhalek, A. S., Youssef, H. A., Saleh, A. S., Bollen, P., Zvara, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetic+protocols+for+urodynamic+studies+of+the+lower+urinary+tract+in+small+rodents-a+systematic+review.">Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review.</a> PloS One. 16 (6), e0253192 (2021).</li><li>Saab, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Short-term+memory+impairment+after+isoflurane+in+mice+is+prevented+by+the+&#945;5+&#947;-aminobutyric+acid+type+a+receptor+inverse+agonist+l-655,708.">Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the &#945;5 &#947;-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708.</a> J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).</li><li>Cannon, T. W., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anesthesia+on+cystometry+and+leak+point+pressure+of+the+female+rat.">Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat.</a> Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).</li><li>Weiss, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+of+the+external+genitalia+of+the+adult+male+and+female+mice+as+an+endpoint+of+sex+differentiation.">Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation.</a> Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).</li><li>Leggat, P. A., Kedjarune, U., Smith, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxicity+of+cyanoacrylate+adhesives+and+their+occupational+impacts+for+dental+staff.">Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff.</a> Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questa tecnica urodinamica descrive una procedura migliorata per misurare il volume delle urine e il segnale EUS-EMG in topi svegli e trattenuti. La presenza di pelo intorno al meato uretrale e all'area addominale può interferire con l'accuratezza della misurazione VV assorbendo l'urina. Sebbene la pelliccia che circonda il meato uretrale e l'addome fosse stata accuratamente rasata prima dell'intervento chirurgico, le piccole pellicce rimanenti all'interno di queste aree e la pelle assorbivano ancora l'urina, lasciando ...

L'immagazzinamento e il rilascio dell'urina dipendono dall'attività coordinata della vescica urinaria e dello sfintere uretrale esterno (EUS). In alcune patologie come la vescica neurogena, sia i muscoli detrusori vescicali che lo sfintere possono diventare disfunzionali, portando a problemi significativi alla vescica, soprattutto dopo una lesione traumatica del midollo spinale (SCI)1.
I piccoli roditori sono comunemente usati come modello sperimentale per studiare la funzione preclinica del tratto urinario inferiore (LUT)2. Le tecniche di registrazione della cistometria di riempimento (FC) e dell'elettromiografia EUS (EUS-EMG) possono fornire informazioni oggettive precise a seconda della scelta dei metodi, della misurazione accurata e dell'interpretazione dei risultati3. I test urodinamici sono comunemente usati per valutare il volume minzionale (VV), l'efficienza minzionale (VE) e la capacità vescicale4. VE misura l'efficacia con cui la vescica può svuotarsi. Si calcola dividendo il volume vuoto per la somma dei volumi vuoti e residui (VV+RV). D'altra parte, la capacità della vescica viene calcolata sommando il VV (la quantità di urina espulsa durante la minzione) al RV (la quantità di urina rimasta nella vescica dopo la minzione)5. Pertanto, la misurazione di VV e RV sono le chiavi per dedurre altri parametri.
La misurazione precisa del VV nei topi durante i test urodinamici presenta diverse sfide. L'urina dei roditori, quando è fisicamente trattenuta in posizione prona, tende ad essere aspirata verso il basso attraverso la parete addominale ventrale a causa dell'influenza della gravità6. Questo fenomeno può portare all'assorbimento dell'urina da parte del pelo addominale e della pelle, che, a sua volta, sottostima il volume di urina escreta. Considerando la piccola quantità di urina prodotta dal topo, l'impatto di questa assorbanza sull'accuratezza dei risultati è ancora più pronunciato7. Inoltre, nei modelli di lesione midollare, il VV è spesso inferiore rispetto ai topi normali a causa dell'impatto della dissinergia dello sfintere detrusore (DSD), che aumenta il rischio di pressioni del punto di perdita e l'assorbimento dell'urina da parte del pelo8. Questi fattori hanno un impatto significativo sui risultati. Pertanto, è fondamentale una misurazione accurata di VV e RV durante gli studi urodinamici terminali nei topi9. Attualmente, mancano dettagli nelle metodologie fornite nella letteratura pubblicata su come misurare accuratamente il volume delle urine nei modelli murini.
L'adesivo cianoacrilato è un tipo di colla comunemente utilizzata nelle procedure chirurgiche in modelli umani e animali grazie alle sue proprietà di adesione rapide ed efficaci 10,11,12. Questo adesivo è particolarmente utile per la chiusura di ferite e lacerazioni, poiché forma un legame forte e flessibile quando viene applicato sulla pelle13. Inoltre, può essere un'ottima barriera contro l'urina e l'umidità che possono entrare in contatto con il pelo e le ferite11.
In questo articolo, abbiamo sviluppato una tecnica nuova ed economica che utilizza l'adesivo cianoacrilato per ottenere risultati precisi nella cistometria e nelle registrazioni EUS-EMG nei topi svegli. Questo metodo sarà utile per comprendere le cause alla base della disfunzione della vescica e ideare trattamenti più efficaci per i disturbi della LUT.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Accelerator</td>
			<td>BOB SMITH INDUSTRIES</td>
			<td>BSI-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate&#160;</td>
			<td>TED PELLA, Inc</td>
			<td>14478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable base mold</td>
			<td>TED PELLA, Inc</td>
			<td>27147-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusion pump</td>
			<td>Harvard Apparatus PHD ULTRA</td>
			<td>70-3006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein Inc</td>
			<td>1182097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PIN</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene Tubing 30</td>
			<td>Braintree Scientific Inc</td>
			<td>PE30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Weighing Boat</td>
			<td>HEATHROW SCIENTIFIC</td>
			<td>797CK2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Windaq/Lite&#160;</td>
			<td>DATAQ INSTRUMENTS</td>
			<td>249022</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimizing mouse urodynamic techniques for improved accuracy 

La misurazione accurata dei parametri urinari nei topi svegli è fondamentale per comprendere la disfunzione del tratto urinario inferiore (LUT), in particolare in condizioni come la lesione post-traumatica del midollo spinale (SCI) della vescica neurogena. Tuttavia, l'esecuzione di registrazioni cistometriche nei topi presenta notevoli sfide. Quando i topi sono in una posizione prona e ristretta durante le sessioni di registrazione, l'urina tende ad essere assorbita dal pelo e dalla pelle, portando a una sottostima del volume svuotato (VV). L'obiettivo di questo studio era migliorare l'accuratezza della cistometria e delle registrazioni dell'elettromiografia dello sfintere uretrale esterno (EUS-EMG) nei topi svegli. Abbiamo sviluppato un metodo unico che utilizza l'adesivo cianoacrilato per creare una barriera cutanea impermeabile attorno al meato uretrale e all'addome, impedendo l'assorbimento dell'urina e garantendo misurazioni precise. I risultati mostrano che dopo l'applicazione del cianoacrilato, la somma di VV e RV è rimasta coerente con il volume salino infuso e non sono state osservate aree umide dopo l'esperimento, indicando un successo nella prevenzione dell'assorbimento delle urine. Inoltre, il metodo ha stabilizzato contemporaneamente gli elettrodi collegati allo sfintere uretrale esterno (EUS), ha assicurato segnali elettromiografici stabili (EMG) e ha ridotto al minimo gli artefatti causati dal movimento del topo risvegliato e dalla manipolazione dello sperimentatore. Vengono discussi i dettagli metodologici, i risultati e le implicazioni, evidenziando l'importanza di migliorare le tecniche urodinamiche nella ricerca preclinica.

The storage and release of urine are dependent on the coordinated activity of the urinary bladder and external urethral sphincter (EUS). In some pathologies such as neurogenic bladder, both the bladder detrusor muscles and the sphincter can become dysfunctional, leading to significant bladder problems, especially after traumatic spinal cord injury(SCI)1.
Small rodents are commonly used as an experimental model to study the preclinical function of the lower urinary tract (LUT)2. Filling Cystometry (FC) and EUS electromyography (EUS-EMG) recording techniques can provide precise objective information depending on the choice of methods, accurate measurement, and interpretation of results3. Urodynamic tests are commonly used to evaluate the voiding volume (VV), voiding efficiency (VE), and bladder capacity4. VE measures how effectively the bladder can empty itself. It is calculated by dividing the voided volume by the sum of voided and residual volumes (VV+RV). On the other hand, bladder capacity is calculated by adding the VV (the amount of urine expelled during urination) to the RV (the amount of urine left in the bladder after urination)5. Therefore, the measurement of VV and RV are the keys to deducing other parameters.
Precisely measuring VV in mice during urodynamic tests presents various challenges. The urine of rodents, when physically restrained in a prone position, tends to be drawn downwards through the ventral abdominal wall due to the influence of gravity6. This phenomenon can lead to the absorption of urine by the abdominal fur and skin, which, in turn, underestimates the volume of urine excreted. Considering the small amount of urine produced by mouse, the impact of this absorbance on the accuracy of results is even more pronounced7. Furthermore, in models of SCI, VV is often lower than in normal mice due to the impact of the detrusor sphincter dyssynergia (DSD), which increases the risk of leak point pressures and urine absorption by the fur8. These factors have a significant impact on the results. Therefore, accurate measurement of VV and RV during terminal urodynamic studies in mice is crucial9. Currently, there is a lack of details in the methodologies provided in published literature about how to measure urine volume accurately in mouse models.
Cyanoacrylate adhesive is a type of glue that is commonly used in surgical procedures in human and animal models due to its quick and effective bonding properties10,11,12. This adhesive is particularly useful for closing wounds and lacerations, as it forms a strong and flexible bond when applied to the skin13. Moreover, it can be a great barrier against urine and wetness that may come into contact with fur and wounds11.
In this article, we have developed a novel and cost-effective technique that utilizes cyanoacrylate adhesive to achieve precise results in cystometry and EUS-EMG recordings in awake mice. This method will be beneficial in understanding the underlying causes of bladder dysfunction and devising more effective treatments for LUT disorders.

Autore in primo piano: Metodo urodinamico avanzato per la misurazione precisa delle urine in topi svegli con vescica neurogena

Ottimizzazione delle tecniche urodinamiche del topo per una maggiore precisione 

The goal of this study is to improve the urodynamic technology to increase the accuracy of the urine measurement. Accurate measurement of the urinary parameter awake mice is crucial understanding lower urinary tract dysfunction, particularly in condition like a neurogenic bladder, post-traumatic spinal injury. We developed a unique method utilizing cyanoacrylate adhesive to create a waterproof skin barrier around the and abdomen, preventing urine absorption and ensuring precise measurements of voided volume.We would use this more accurate assay to evaluate urinary function in the spinal cord injury animal models, and another neurodegenerative disease.

Per analizzare i dati sono stati utilizzati la cistometria e i tracciati dell'attività EUS-EMG. Il metodo della cistometria continua prevede l'infusione di soluzione salina nella vescica e la misurazione simultanea delle variazioni di pressione e volume nella vescica. Per misurare la VV, sono stati infusi 0,4 ml di soluzione fisiologica a una velocità di 0,01 ml/min e l'urina è stata raccolta per oltre 40 minuti in un tappo. Il residuo post-minzionale (PVR) può essere ottenuto aspirando la soluzione fisiologica attra...

Questo protocollo fornisce una guida per impermeabilizzare la pelle con cianoacrilato per prevenire l'assorbimento dell'urina da parte del pelo e della pelle. Include le istruzioni per l'applicazione della colla sulla pelle, l'impianto di un catetere vescicale ed elettrodi per la cistometria e le registrazioni elettromiografiche dello sfintere uretrale esterno nei topi svegli.

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Optimizing Mouse Urodynamic Techniques for Improved Accuracy 

319 Views.  Indiana University School of Medicine. L'obiettivo di questo studio è migliorare la tecnologia urodinamica per aumentare l'accuratezza della misurazione delle urine. La misurazione accurata del parametro urinario nei topi svegli è fondamentale per comprendere la disfunzione del tratto urinario inferiore, in particolare in condizioni come una vescica neurogena, lesioni spinali post-traumatiche. Abbiamo sviluppato un metodo unico che utilizza l'adesivo cianoacrilato per creare una barriera cutanea...

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Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions like neurogenic bladder post-traumatic spinal cord injury (SCI). However, conducting cystometry recordings in mice presents notable challenges. When mice are in a prone and restricted position during recording sessions, urine tends to be absorbed by the fur and skin, leading to an underestimation of voided volume (VV). The goal of this study was to enhance the accuracy of cystometry and external urethral sphincter electromyography (EUS-EMG) recordings in awake mice. We developed a unique method utilizing cyanoacrylate adhesive to create a waterproof skin barrier around the urethral meatus and abdomen, preventing urine absorption and ensuring precise measurements. Results show that after applying the cyanoacrylate, the sum of VV and RV remained consistent with the infused saline volume, and there were no wet areas observed post-experiment, indicating successful prevention of urine absorption. Additionally, the method simultaneously stabilized the electrodes connected with the external urethral sphincter (EUS), ensured stable electromyography (EMG) signals, and minimized artifacts caused by the movement of the awakened mouse and manipulation of the experimenter. Methodological details, results, and implications are discussed, highlighting the importance of improving urodynamic techniques in preclinical research.

This protocol provides a guide for waterproofing the skin with cyanoacrylate to prevent urine absorption by fur and skin. It includes instructions for applying the glue to the skin, implanting a bladder catheter, and electrodes for cystometry and external urethral sphincter electromyography recordings in awake mice.

Ricerca

Neuroscienze

Preparation of Catheter and Electrodes for Cystometry and External Urethral Sphincter Electromyography Recordings

To begin, cut a 30-centimeter polyethylene PE-30 tube. Carefully insert about three-fourths of the 25-gauge needle into one end of the tube. After preparing a 1-milliliter syringe, fill it with sterile 0.9%sodium chloride solution, and connect it to the 25-gauge needle.Then, gently infuse saline to check for a proper round tip and no leakage from the ends of the needle. Prepare two steel wires, each 20 centimeters in length. Then, insert a 25-gauge needle on one side of the wire.Use solder to attach the pin to the other end of the striped wire.

Preparazione di catetere ed elettrodi per la cistometria e le registrazioni elettromiografiche dello sfintere uretrale esterno

Surgical Procedure for Bladder Catheter and EUS Electrode Implantation for External Urethral Sphincter Electromyography Recordings

To begin, fix the limbs of the anesthetized animal with tape. Use an electric razor to shave the fur of the lower abdomen and around the urethral meatus. Under the surgical microscope, use Metzenbaum straight blunt scissors to create a one to two centimeter incision in the midline of the abdominal pelvic skin.Incise the fascia and muscles in the midline to expose the bladder through the incisional wound. Once the bladder is visible through the wound, retract any surrounding organs or tissues, as needed, to obtain a clear view of the surgical field. Then, grasp the bladder dome and use a 5-0 non-absorbable monofilament suture with a taper tip needle to place a purse string.Using micro scissors, create a small cystostomy within the purse string and make a hole until urine flows out. Now, grasp the round tip end of the catheter and insert it through the hole. Once the tip of the tube has passed through the hole, suture the purse string around the tube.After that, gently pull the tube outward until the tip is felt under the suture. Then, slowly infuse one milliliter of saline from the other end of the tube to distend the bladder, and check for any leakage around the catheter. Once the saline comes out of the urethra, withdraw the saline to decompress the bladder.Use surgical scissors to extend the abdominal incision up to the pelvic floor. In line with the bladder, move the muscles and membranes to the pudendal canals and locate the urethra and external sphincter muscle. Using the needle containing the electrode, puncture the skin bilaterally one centimeter away from the urethral meatus.Then, carefully grab the hook tip with forceps and gently pull the needle away from the skin. Using the electrode's tip, carefully hook the external urethral sphincter muscle bilaterally. Use the 3-0 non-absorbable monofilament to suture the pelvic and abdomen muscles and skin.To fix the electrodes in place, apply a thin layer of cyanoacrylate glue to the skin where the electrodes exit. Next, use a 0.5 to 10 microliter micro pipette to withdraw the accelerator liquid to dry the glue. Then, add the accelerator liquid to ensure a proper adhesive reaction.Prepare an inverted polystyrene weighing boat, 4.5 centimeters in length, width and depth. Cut it into a triangle shape with a base of four centimeters to place the mouse's urethral meatus in this space. Put the disposable base mold under the space for collecting the urine.Then, reposition the mouse in a prone position and carefully move it onto a custom-made plate equipped with a gas mask. Ensure that the urethral meatus is properly positioned within the groove. Gently restrain the head and limbs of the mouse with tape and place the plate on a heating pad until the mouse regains full consciousness.

Procedura chirurgica per l'impianto di catetere vescicale e elettrodo EUS per registrazioni elettromiografiche dello sfintere uretrale esterno

Cystometry and EUS-EMG Recording Preparation in Awake Mice

To begin, implant a bladder catheter and EUS electrode in the anesthetized mouse. After waterproofing the mouse's skin, prepare it for the urodynamic procedure. Ensure that the mouse is fully recovered from anesthesia, monitoring respiratory function throughout.Then take a 20-milliliter syringe and fill it with sterile 0.9%sodium chloride solution at room temperature. Secure the syringe to the infusion pump and set the infusion speed to 0.01 milliliters per minute. Now connect the syringe by the PE-30 tube to one side of the three-way connector.Connect the bladder catheter to the other side and to a pressure transducer. Fix the pressure transducer at the same level as the mouse bladder. Then attach one ground line hook to the skin and the other to the electrode connector sites.Record the pressure in the software. After starting the software, check the intravesical pressure and external urethral sphincter electromyography signals. Save the sample name and set the time.Finally, start the pump infusion and record the signals.