Cette étude a été financée par NIH-NINDS (R21NS130241), IND DEPT HLTH (55051, 74247, 74244) et US ARMY (HT94252310700).

Le protocole d’étude sur les animaux a été approuvé par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de la faculté de médecine de l’Université de l’Indiana. Code d’approbation : 21098MD/R/MSS/HZ Date d’approbation : 29 septembre 2021.
1. Préparation du cathéter
<ol><li>Coupez un tube en polyéthylène PE-30 de 30 cm (0,017 pouce x 0,030 pouce). Utilisez un briquet pour évaser une extrémité du tube, en vous assurant qu’il ne touche pas la flamme, et retirez le briquet une fois que le tube a formé une pointe ronde en forme de cloche.</li>
	<li>Insérez avec précaution environ 3/4 de l’aiguille 25G dans l’autre extrémité du tube. Préparez une seringue de 1 mL et remplissez-la de NaCl stérile à 0,9 %. Connectez la seringue à l’aiguille de 25 G.</li>
	<li>Infusez doucement une solution saline pour vérifier qu’il n’y a pas de pointe ronde et qu’il n’y a pas de fuite aux extrémités de l’aiguille. Assurez-vous qu’aucune pression n’est ressentie et que la solution saline s’écoule doucement à travers le cathéter.</li>
</ol>2. Préparation des électrodes
<ol><li>Préparez 2 fils d’acier de 20 cm de long. Prenez les fils d’acier et appliquez du vernis à sable aux deux extrémités de la zone de revêtement pour dénuder 5 mm du fil.</li>
	<li>Prenez une aiguille 25G et insérez-la d’un côté du fil. Assurez-vous d’insérer l’aiguille avec précaution pour éviter d’endommager le fil. Pliez la partie dénudée du fil comme un crochet. Le crochet aidera à connecter le fil au muscle EUS.</li>
	<li>Utilisez de la soudure pour fixer la broche à l’autre extrémité du fil dénudé. La soudure aidera à fixer la broche au fil et à assurer une connexion solide. Assurez-vous de chauffer la soudure étain-plomb jusqu’à ce qu’elle fonde et recouvre le fil et la broche.</li>
</ol>3. Préparation de l’animal
<ol><li>Hébergez la souris femelle C57BL/6 (âgée de 8 semaines, poids corporel de 18 à 20 g) dans l’animalerie selon Institutional Animal Care avec un cycle lumière-obscurité de 12 h et un accès illimité à l’eau et aux granulés de nourriture standard.</li>
</ol>4. Anesthésie pendant la chirurgie
<ol><li>Placez les animaux dans une chambre à 2 % d’isoflurane et d’oxygène pur (1 L/min). Confirmez l’anesthésie complète de l’animal à l’aide d’un examen négatif par pincement des orteils avant de le transférer sur le masque. Une fois confirmé, changez l’état du gaz pour un masque.</li>
	<li>Assurez-vous que le masque d’anesthésie est fixé dans la position appropriée sur le champ opératoire stérile. Placez l’animal en décubitus dorsal sur le champ stérile avec son nez dans un petit masque d’inhalation (0,8-1 L/min avec 2% d’isoflurane) pour continuer à administrer l’anesthésie.</li>
</ol>5. Préparation chirurgicale
<ol><li>Fixez les membres de l’animal avec du ruban adhésif. Utilisez un rasoir électrique pour raser la fourrure du bas-ventre et autour du méat urétral (région génitale).</li>
	<li>Appliquez une pommade pour les yeux pour prévenir toute sécheresse potentielle des yeux. Préparez la zone rasée à l’aide de la solution de povidone iodée et essuyez la solution avec de l’éthanol à 70 %. Mettez un champ stérile sur la région chirurgicale.</li>
</ol>6. Intervention chirurgicale
<ol><li>Implantation d’un cathéter vésical<ol><li>Sous le microscope chirurgical, à l’aide de ciseaux droits et émoussés de Metzenbaum, créez une incision de 1 à 2 cm dans la ligne médiane de la peau abdomino-pelvienne. Procédez à l’incision du fascia et des muscles de la ligne médiane pour exposer la vessie à travers la plaie incisionnelle.</li>
		<li>Une fois que la vessie est visible à travers la plaie incisionnelle, procédez à la rétraction de tous les organes ou tissus environnants au besoin pour obtenir une vue claire du champ opératoire. Veillez à éviter toute manipulation ou tension inutile sur la vessie, car cela peut entraîner des complications telles que des fuites urinaires ou des blessures aux structures environnantes.</li>
		<li>Saisissez le dôme de la vessie et placez un cordon de bourse à l’aide d’une suture monofilament non résorbable 5-0 avec une aiguille à pointe conique.</li>
		<li>À l’aide de micro-ciseaux, créez une petite cystostomie dans le cordon de la bourse et faites un trou jusqu’à ce que l’urine s’écoule.</li>
		<li>Saisissez l’extrémité ronde du cathéter et insérez-la dans le trou. Une fois que l’extrémité du tube est passée dans le trou, suturez le cordon de la bourse autour du tube. Ensuite, tirez doucement le tube vers l’extérieur jusqu’à ce que la pointe soit ressentie sous la suture.</li>
		<li>Infusez lentement 1 mL de solution saline à partir de l’autre extrémité du tube pour distendre la vessie. Vérifiez qu’il n’y a pas de fuite autour du cathéter. En cas de fuite, placez une suture supplémentaire.</li>
		<li>Une fois que la solution saline sort de l’urètre, retirez-la pour décompresser la vessie.</li>
	</ol></li>
	<li>Implantation des électrodes EUS (Figure 1)<ol><li>Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour étendre l’incision abdominale jusqu’au plancher pelvien.</li>
		<li>Dans l’alignement de la vessie, déplacez les muscles et les membranes vers les canaux pudendaux et localisez l’urètre et le muscle du sphincter externe. Veillez à ne pas blesser les vaisseaux iliaques et caudaux moyens et les nerfs pudendaux.</li>
		<li>Percer la peau bilatéralement, à 1 cm du méat urétral, à l’aide de l’aiguille contenant l’électrode.</li>
		<li>Saisissez délicatement la pointe du crochet à l’aide d’une pince et retirez doucement l’aiguille de la peau.</li>
		<li>À l’aide de la pointe de l’électrode, accrochez soigneusement le muscle EUS bilatéralement. Évitez de frapper trop profondément, car cela pourrait endommager le muscle, ce qui pourrait entraîner des fuites d’urine.</li>
		<li>Utilisez le monofilament non résorbable 3-0 pour suturer les muscles et la peau du bassin et de l’abdomen.</li>
	</ol></li>
	<li>Imperméabiliser la peau<ol><li>Appliquez une fine couche de colle cyanoacrylate sur la peau à l’endroit où les électrodes sortent pour fixer les électrodes en place.</li>
		<li>Appliquez la colle cyanoacrylate à 1 cm de distance autour du méat urétral et à 3 cm en étendant davantage vers l’abdomen et la région suturée. Pour éviter tout contact avec la colle, tenez soigneusement le méat avec une pince.</li>
		<li>À l’aide d’une micropipette de 0,5 à 10 μL, prélever le liquide de l’accélérateur pour sécher la colle. ATTENTION : Le liquide d’accélérateur est un liquide combustible.</li>
		<li>Ajoutez le liquide accélérateur pour assurer une bonne réaction adhésive. Cela aidera à sécher la colle plus rapidement et à s’assurer qu’elle durcit en toute sécurité.</li>
	</ol></li>
	<li>Préparation urodynamique<ol><li>Préparez un bateau de pesée en polystyrène inversé de 4,5 cm de longueur, de largeur et de profondeur. Coupez-le en forme de triangle avec une base de 4 cm pour mettre le méat de l’urètre de la souris dans cet espace. Placez le moule de base jetable, 37 mm x 24 mm x 5 mm, sous l’espace de collecte de l’urine.</li>
		<li>Repositionnez la souris en position couchée et déplacez-la avec précaution sur une plaque sur mesure équipée d’un masque à gaz.</li>
		<li>Assurez-vous que le méat urétral est correctement positionné dans le sillon. Maintenez doucement la tête et le membre de la souris à l’aide de ruban adhésif et placez la plaque sur un coussin chauffant jusqu’à ce que la souris reprenne pleinement conscience (Figure 2).</li>
		<li>N’effectuez la cystométrie que lorsque la souris est complètement réveillée, c’est-à-dire au moins 40 minutes après la récupération de l’anesthésie.</li>
	</ol></li>
</ol>7. Cystométrie et préparation de l’enregistrement EUS-EMG
<ol><li>Installez et calibrez la pompe à perfusion selon les instructions du fabricant.</li>
	<li>Prenez une seringue de 20 ml d’un diamètre de 19,05 mm et remplissez-la de NaCl stérile à 0,9 % à température ambiante. Fixez la seringue à la pompe à perfusion. Réglez la vitesse d’infusion à 0,01 mL/min.</li>
	<li>Connectez la seringue par le tube PE-30 à un côté du connecteur à trois voies. Connectez le cathéter vésical de l’autre côté à un transducteur de pression. Avant de connecter le cathéter vésical, assurez-vous d’éliminer toutes les bulles d’air.</li>
	<li>Fixez le transducteur de pression au même niveau que la vessie de la souris. Le transducteur de pression est relié au système d’acquisition de données par l’intermédiaire d’un amplificateur.</li>
	<li>Fixez un crochet de ligne de terre à la peau et l’autre aux sites de connexion de l’électrode. Enregistrez la pression dans le logiciel.</li>
	<li>Après avoir démarré le logiciel, vérifiez les signaux de pression intravésicale (IVP) et EUS-EMG. Enregistrez le nom de l’échantillon et réglez l’heure.</li>
	<li>Démarrez l’infusion par pompe. Enregistrez les signaux.</li>
</ol>

Mesure urodynamique précise chez la souris éveillée à l’aide de barrières cutanées en cyanoacrylate

<ol>
	<li>Leslie, S. W., Tadi, P., Tayyeb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenic+bladder+and+neurogenic+lower+urinary+tract+dysfunction.">Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction.</a> Statpearls. , (2024).</li><li>Doelman, A. W., Streijger, F., Majerus, S. J., Damaser, M. S., Kwon, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+neurogenic+lower+urinary+tract+dysfunction+after+spinal+cord+injury:+Animal+models+in+preclinical+neuro-urology+research.">Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research.</a> Biomedicines. 11 (6), 1539 (2023).</li><li>Fraser, M. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Best+practices+for+cystometric+evaluation+of+lower+urinary+tract+function+in+muriform+rodents.">Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents.</a> Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).</li><li>Hashimoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+differences+in+lower+urinary+tract+function+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury.">Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury.</a> Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).</li><li>Kadekawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+bladder+and+external+urethral+activity+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury-a+comparison+study+with+rats.">Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).</li><li>Lee, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+periurethral+muscle-derived+stem+cell+injection+on+leak+point+pressure+in+a+rat+model+of+stress+urinary+incontinence.">The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence.</a> Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).</li><li>Mann-Gow, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+the+procedure+for+performing+awake+cystometry+in+a+mouse+model.">Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model.</a> J Vis Exp. (123), e55588 (2017).</li><li>Saito, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-dependent+progression+of+neurogenic+lower+urinary+tract+dysfunction+after+pinal+cord+injury+in+the+mouse+model.">Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model.</a> Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).</li><li>Schneider, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+urodynamic+model+for+lower+urinary+tract+assessment+in+awake+rats.">A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats.</a> BJU Int. 115, 8-15 (2015).</li><li>Habib, A., Mehanna, A., Medra, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyanoacrylate:+A+handy+tissue+glue+in+maxillofacial+surgery:+Our+experience+in+alexandria,+egypt.">Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt.</a> J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).</li><li>Sunjic Roguljic, V., Roguljic, L., Jukic, I., Kovacic, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+wound+closure+techniques+after+surgical+decompression+in+patients+with+carpal+tunnel+syndrome+on+sleep+disturbance+and+life+quality:+A+prospective+comparison+of+surgical+techniques.">The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques.</a> Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).</li><li>Sohn, J. J., Gruber, T. M., Zahorsky-Reeves, J. L., Lawson, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+2-ethyl-cyanoacrylate+and+2-butyl-cyanoacrylate+for+use+on+the+calvaria+of+cd1+mice.">Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).</li><li>Ren, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injectable,+self-healing+hydrogel+adhesives+with+firm+tissue+adhesion+and+on-demand+biodegradation+for+sutureless+wound+closure.">Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure.</a> Sci Adv. 9 (33), 4327 (2023).</li><li>Ito, H., Pickering, A. E., Kanai, A., Fry, C. H., Drake, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muro-neuro-urodynamics;+a+review+of+the+functional+assessment+of+mouse+lower+urinary+tract+function.">Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function.</a> Front Physiol. 8, 240395 (2017).</li><li>Abdelkhalek, A. S., Youssef, H. A., Saleh, A. S., Bollen, P., Zvara, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetic+protocols+for+urodynamic+studies+of+the+lower+urinary+tract+in+small+rodents-a+systematic+review.">Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review.</a> PloS One. 16 (6), e0253192 (2021).</li><li>Saab, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Short-term+memory+impairment+after+isoflurane+in+mice+is+prevented+by+the+&#945;5+&#947;-aminobutyric+acid+type+a+receptor+inverse+agonist+l-655,708.">Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the &#945;5 &#947;-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708.</a> J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).</li><li>Cannon, T. W., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anesthesia+on+cystometry+and+leak+point+pressure+of+the+female+rat.">Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat.</a> Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).</li><li>Weiss, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+of+the+external+genitalia+of+the+adult+male+and+female+mice+as+an+endpoint+of+sex+differentiation.">Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation.</a> Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).</li><li>Leggat, P. A., Kedjarune, U., Smith, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxicity+of+cyanoacrylate+adhesives+and+their+occupational+impacts+for+dental+staff.">Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff.</a> Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette technique urodynamique décrit une procédure améliorée pour mesurer le volume d’urine et le signal EUS-EMG chez des souris éveillées et immobilisées. La présence de fourrure autour de l’urètre, du méat et de la région abdominale peut interférer avec la précision de la mesure de la VV en absorbant l’urine. Bien que la fourrure entourant le méat urétral et l’abdomen ait été soigneusement rasée avant l’opération, les petites fourrures restantes dans ces zones et la peau absorbaient toujours...

Le stockage et la libération de l’urine dépendent de l’activité coordonnée de la vessie et du sphincter urétral externe (EUS). Dans certaines pathologies telles que la vessie neurogène, les muscles détrusors de la vessie et le sphincter peuvent devenir dysfonctionnels, entraînant d’importants problèmes de vessie, en particulier après une lésion traumatique de la moelle épinière (LME)1.
Les petits rongeurs sont couramment utilisés comme modèle expérimental pour étudier la fonction préclinique des voies urinaires inférieures (LUT)2. Les techniques d’enregistrement de la cystométrie de remplissage (FC) et de l’électromyographie EUS (EUS-EMG) peuvent fournir des informations objectives précises en fonction du choix des méthodes, de la mesure précise et de l’interprétation des résultats3. Les tests urodynamiques sont couramment utilisés pour évaluer le volume mictionnel (VV), l’efficacité mictionnelle (VE) et la capacité de la vessie4. L’EV mesure l’efficacité avec laquelle la vessie peut se vider. Il est calculé en divisant le volume évacué par la somme des volumes vides et résiduels (VV+RV). D’autre part, la capacité de la vessie est calculée en ajoutant la VV (la quantité d’urine expulsée pendant la miction) à la RV (la quantité d’urine restante dans la vessie après la miction)5. Par conséquent, la mesure de VV et de RV sont les clés pour déduire d’autres paramètres.
La mesure précise de la VV chez la souris lors d’essais urodynamiques présente divers défis. L’urine des rongeurs, lorsqu’ils sont physiquement retenus en position couchée, a tendance à être aspirée vers le bas à travers la paroi abdominale ventrale en raison de l’influence de la gravité6. Ce phénomène peut entraîner l’absorption de l’urine par la fourrure abdominale et la peau, ce qui, à son tour, sous-estime le volume d’urine excrété. Compte tenu de la faible quantité d’urine produite par la souris, l’impact de cette absorbance sur la précision des résultats est encore plus prononcé7. De plus, dans les modèles de LME, la VV est souvent plus faible que chez les souris normales en raison de l’impact de la dyssynergie du sphincter détrusor (DSD), qui augmente le risque de pressions de point de fuite et d’absorption d’urine par la fourrure8. Ces facteurs ont un impact significatif sur les résultats. Par conséquent, une mesure précise de la VV et du VD lors des études urodynamiques terminales chez la souris est cruciale9. À l’heure actuelle, il y a un manque de détails dans les méthodologies fournies dans la littérature publiée sur la façon de mesurer avec précision le volume d’urine dans des modèles murins.
L’adhésif cyanoacrylate est un type de colle couramment utilisé dans les procédures chirurgicales sur des modèles humains et animaux en raison de ses propriétés de liaison rapides et efficaces 10,11,12. Cet adhésif est particulièrement utile pour fermer les plaies et les lacérations, car il forme une liaison solide et flexible lorsqu’il est appliqué sur la peau13. De plus, il peut être une excellente barrière contre l’urine et l’humidité qui peuvent entrer en contact avec la fourrure et les plaies11.
Dans cet article, nous avons développé une technique nouvelle et rentable qui utilise un adhésif cyanoacrylate pour obtenir des résultats précis en cystométrie et en enregistrements EUS-EMG chez les souris éveillées. Cette méthode sera bénéfique pour comprendre les causes sous-jacentes du dysfonctionnement de la vessie et concevoir des traitements plus efficaces pour les troubles LUT.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Accelerator</td>
			<td>BOB SMITH INDUSTRIES</td>
			<td>BSI-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate&#160;</td>
			<td>TED PELLA, Inc</td>
			<td>14478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable base mold</td>
			<td>TED PELLA, Inc</td>
			<td>27147-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusion pump</td>
			<td>Harvard Apparatus PHD ULTRA</td>
			<td>70-3006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein Inc</td>
			<td>1182097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PIN</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene Tubing 30</td>
			<td>Braintree Scientific Inc</td>
			<td>PE30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Weighing Boat</td>
			<td>HEATHROW SCIENTIFIC</td>
			<td>797CK2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Windaq/Lite&#160;</td>
			<td>DATAQ INSTRUMENTS</td>
			<td>249022</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimizing mouse urodynamic techniques for improved accuracy

Une mesure précise des paramètres urinaires chez les souris éveillées est cruciale pour comprendre le dysfonctionnement des voies urinaires inférieures (LUT), en particulier dans des conditions telles que les lésions post-traumatiques de la moelle épinière (LME) neurogènes de la vessie. Cependant, la réalisation d’enregistrements de cystométrie chez la souris présente des défis notables. Lorsque les souris sont en position couchée et restreinte pendant les sessions d’enregistrement, l’urine a tendance à être absorbée par la fourrure et la peau, ce qui entraîne une sous-estimation du volume évasé (VV). L’objectif de cette étude était d’améliorer la précision des enregistrements de cystométrie et d’électromyographie du sphincter urétral externe (EUS-EMG) chez les souris éveillées. Nous avons développé une méthode unique utilisant un adhésif cyanoacrylate pour créer une barrière cutanée imperméable autour du méat urétral et de l’abdomen, empêchant l’absorption d’urine et assurant des mesures précises. Les résultats montrent qu’après l’application du cyanoacrylate, la somme de VV et de RV est restée cohérente avec le volume salin infusé, et qu’aucune zone humide n’a été observée après l’expérience, ce qui indique une prévention réussie de l’absorption d’urine. De plus, la méthode a simultanément stabilisé les électrodes connectées au sphincter urétral externe (EUS), assuré des signaux d’électromyographie (EMG) stables et minimisé les artefacts causés par le mouvement de la souris réveillée et la manipulation de l’expérimentateur. Les détails méthodologiques, les résultats et les implications sont discutés, soulignant l’importance d’améliorer les techniques urodynamiques dans la recherche préclinique.

The storage and release of urine are dependent on the coordinated activity of the urinary bladder and external urethral sphincter (EUS). In some pathologies such as neurogenic bladder, both the bladder detrusor muscles and the sphincter can become dysfunctional, leading to significant bladder problems, especially after traumatic spinal cord injury(SCI)1.
Small rodents are commonly used as an experimental model to study the preclinical function of the lower urinary tract (LUT)2. Filling Cystometry (FC) and EUS electromyography (EUS-EMG) recording techniques can provide precise objective information depending on the choice of methods, accurate measurement, and interpretation of results3. Urodynamic tests are commonly used to evaluate the voiding volume (VV), voiding efficiency (VE), and bladder capacity4. VE measures how effectively the bladder can empty itself. It is calculated by dividing the voided volume by the sum of voided and residual volumes (VV+RV). On the other hand, bladder capacity is calculated by adding the VV (the amount of urine expelled during urination) to the RV (the amount of urine left in the bladder after urination)5. Therefore, the measurement of VV and RV are the keys to deducing other parameters.
Precisely measuring VV in mice during urodynamic tests presents various challenges. The urine of rodents, when physically restrained in a prone position, tends to be drawn downwards through the ventral abdominal wall due to the influence of gravity6. This phenomenon can lead to the absorption of urine by the abdominal fur and skin, which, in turn, underestimates the volume of urine excreted. Considering the small amount of urine produced by mouse, the impact of this absorbance on the accuracy of results is even more pronounced7. Furthermore, in models of SCI, VV is often lower than in normal mice due to the impact of the detrusor sphincter dyssynergia (DSD), which increases the risk of leak point pressures and urine absorption by the fur8. These factors have a significant impact on the results. Therefore, accurate measurement of VV and RV during terminal urodynamic studies in mice is crucial9. Currently, there is a lack of details in the methodologies provided in published literature about how to measure urine volume accurately in mouse models.
Cyanoacrylate adhesive is a type of glue that is commonly used in surgical procedures in human and animal models due to its quick and effective bonding properties10,11,12. This adhesive is particularly useful for closing wounds and lacerations, as it forms a strong and flexible bond when applied to the skin13. Moreover, it can be a great barrier against urine and wetness that may come into contact with fur and wounds11.
In this article, we have developed a novel and cost-effective technique that utilizes cyanoacrylate adhesive to achieve precise results in cystometry and EUS-EMG recordings in awake mice. This method will be beneficial in understanding the underlying causes of bladder dysfunction and devising more effective treatments for LUT disorders.

Pleins feux sur l’auteur : Méthode urodynamique améliorée pour une mesure précise de l’urine chez des souris éveillées avec une vessie neurogène

Optimisation des techniques urodynamiques de souris pour une meilleure précision 

La cystométrie et les tracés d’activité EUS-EMG ont été utilisés pour analyser les données. La méthode de cystométrie continue consiste à injecter une solution saline dans la vessie et à mesurer simultanément les changements de pression et de volume dans la vessie. Pour mesurer la VV, 0,4 mL de solution saline a été perfusé à une vitesse de 0,01 mL/min, et l’urine a été recueillie pendant 40 minutes dans un capuchon. Le résidu post-mictionnel (PVR) peut être obtenu en aspirant la solution saline ?...

Ce protocole fournit un guide pour imperméabiliser la peau avec du cyanoacrylate afin d’éviter l’absorption d’urine par la fourrure et la peau. Il comprend des instructions pour l’application de la colle sur la peau, l’implantation d’un cathéter vésical et des électrodes pour la cystométrie et les enregistrements d’électromyographie du sphincter urétral externe chez les souris éveillées.

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Optimizing Mouse Urodynamic Techniques for Improved Accuracy

378 vues.  Indiana University School of Medicine. L’objectif de cette étude est d’améliorer la technologie urodynamique afin d’augmenter la précision de la mesure de l’urine. Une mesure précise du paramètre urinaire éveillé chez les souris est cruciale pour comprendre le dysfonctionnement des voies urinaires inférieures, en particulier dans des conditions telles qu’une vessie neurogène, une lésion vertébrale post-traumatique. Nous avons développé une méthode unique utilisant un adhés...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Méthode urodynamique améliorée pour une mesure précise de l’urine chez des souris éveillées avec une vessie neurogène

Accurate measurement of urinary parameters in awake mice is crucial for understanding lower urinary tract (LUT) dysfunction, particularly in conditions like neurogenic bladder post-traumatic spinal cord injury (SCI). However, conducting cystometry recordings in mice presents notable challenges. When mice are in a prone and restricted position during recording sessions, urine tends to be absorbed by the fur and skin, leading to an underestimation of voided volume (VV). The goal of this study was to enhance the accuracy of cystometry and external urethral sphincter electromyography (EUS-EMG) recordings in awake mice. We developed a unique method utilizing cyanoacrylate adhesive to create a waterproof skin barrier around the urethral meatus and abdomen, preventing urine absorption and ensuring precise measurements. Results show that after applying the cyanoacrylate, the sum of VV and RV remained consistent with the infused saline volume, and there were no wet areas observed post-experiment, indicating successful prevention of urine absorption. Additionally, the method simultaneously stabilized the electrodes connected with the external urethral sphincter (EUS), ensured stable electromyography (EMG) signals, and minimized artifacts caused by the movement of the awakened mouse and manipulation of the experimenter. Methodological details, results, and implications are discussed, highlighting the importance of improving urodynamic techniques in preclinical research.

This protocol provides a guide for waterproofing the skin with cyanoacrylate to prevent urine absorption by fur and skin. It includes instructions for applying the glue to the skin, implanting a bladder catheter, and electrodes for cystometry and external urethral sphincter electromyography recordings in awake mice.

Recherche

Neurosciences

Preparation of Catheter and Electrodes for Cystometry and External Urethral Sphincter Electromyography Recordings

Préparation du cathéter et des électrodes pour la cystométrie et l’enregistrement de l’électromyographie du sphincter urétral externe

Surgical Procedure for Bladder Catheter and EUS Electrode Implantation for External Urethral Sphincter Electromyography Recordings

Intervention chirurgicale pour l’implantation d’un cathéter vésical et d’une électrode EUS pour les enregistrements électromyographiques du sphincter urétral externe