著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

ここでは、急性リンパ芽球性白血病患者由来の異種移植片モデルを、CD19標的キメラ抗原受容体T細胞関連毒性を評価および監視するための戦略として使用するプロトコルについて説明します。

要約

キメラ抗原受容体T(CART)細胞療法は、複数のタイプのCD19+ 悪性腫瘍を治療するための強力なツールとして登場し、最近、いくつかのCD19標的CART(CART19)細胞療法のFDA承認につながっています。ただし、CART細胞療法は、独自の罹患率と死亡率を伴う独自の毒性のセットに関連しています。これには、サイトカイン放出症候群(CRS)および神経炎症(NI)が含まれます。前臨床マウスモデルの使用は、CARTの有効性とCART毒性の両方を評価するためのCART技術の研究開発において非常に重要です。この養子細胞免疫療法をテストするために利用可能な前臨床モデルには、同系、異種移植片、トランスジェニック、およびヒト化マウスモデルが含まれます。人間の免疫システムをシームレスに反映する単一のモデルはなく、各モデルには長所と短所があります。この論文は、CART19関連毒性、CRS、およびNIを評価するための戦略として、急性リンパ芽球性白血病患者からの白血病芽球を使用した患者由来の異種移植片モデルを説明することを目的としています。このモデルは、クリニックで見られるように、CART19関連の毒性と治療効果を再現することが示されています。

概要

キメラ抗原受容体T(CART)細胞療法は、がん免疫療法の分野に革命をもたらしました。再発/難治性の急性リンパ芽球性白血病(ALL)、大細胞型B細胞リンパ腫、マントル細胞リンパ腫、濾胞性リンパ腫、および多発性骨髄腫の治療に成功することが証明されており、最近のFDA承認につながっています。臨床試験での最初の成功にもかかわらず、CART細胞療法による治療は、しばしば重篤で時には致命的な毒性をもたらします。CART細胞療法後の最も一般的な毒性には、免疫エフェクター細胞関連神経毒性症候群(ICANS)とも呼ばれるCRSおよびNIの発症が含まれます8,9。CRSは、in vivoでのCART細胞の過剰活性化と大規模な増殖によって引き起こされ、その後、インターフェロンγ、腫瘍壊死因子-α、顆粒球-マクロファージコロニー刺激因子(GM-CSF)、およびインターロイキン-6(IL-6)を含む複数の炎症性サイトカインの分泌につながります。これは、低血圧、高熱、毛細血管漏出症候群、呼吸不全、多臓器不全、そして場合によっては死に至る10,11をもたらします。CRSは、CART19細胞療法後の症例の50〜100%で発症する11、12、13。ICANSは、CART細胞療法に関連する別のユニークな有害事象であり、全身性脳浮腫、混乱、鈍化、失語症、運動衰弱、そして時には発作を特徴としています9,14。ICANSのどのグレードも患者の最大70%で発生し、グレード3〜4は患者の20〜30%で報告されています5、10、15、16。全体として、CRSとICANSは一般的であり、致命的となる可能性があります。

CART細胞療法後のICANSの管理は困難です。ICANSのほとんどの患者はCRS17も経験し、IL-6受容体拮抗薬トシリズマブまたはステロイド18で治療できることがよくあります。以前の報告では、トシリズマブの早期介入は重症CRSの発生率を低下させたが、ICANS19の発生率または重症度には影響しなかったことが明らかになった。現在、ICANSに対する有効な治療法や予防薬は存在せず、予防戦略を検討することが重要です20。

骨髄系細胞および関連するサイトカイン/ケモカインは、CRSおよびICANS21の開発の主な推進力であると考えられています。CRSはサイトカインの極端な上昇とT細胞増殖に直接関係していますが、ICANSの病態生理はほとんど知られていません22,23。したがって、CART細胞療法後のこれらの毒性を再現するマウスモデルを確立し、メカニズムを研究し、予防戦略を開発することが不可欠です。

現在、CART細胞の有効性を研究、最適化、検証し、関連する毒性を監視するために使用されている複数の前臨床動物モデルがあります。これらには、霊長類モデルに加えて、同系、異種移植片、免疫適格トランスジェニック、ヒト化トランスジェニック、および患者由来の異種移植片マウスが含まれる。しかしながら、これらのモデルの各々は欠点を有し、そしていくつかはCART細胞の真の有効性または安全性の懸念を反映していない24、25。したがって、研究の意図された目的に最適なモデルを慎重に選択することが不可欠です。

この記事では、ALL患者由来の異種移植片(PDX)in vivoモデルを使用して、CART細胞関連毒性であるCRSおよびNIを評価するために使用される方法論について説明します(図1)。具体的には、ここに記載の方法では、著者らの研究室で作製したCART19細胞を、前述のプロトコールに従って使用する。簡単に説明すると、ヒトT細胞は、密度勾配法を介して健康なドナー末梢血単核細胞(PBMC)から単離され、0日目にCD3 / CD28ビーズで刺激され、1日目に4-1BBおよびCD3ζシグナル伝達ドメインに融合したCD19標的一本鎖可変断片で構成されるCARでレンチウイルス形質導入されます。次に、これらのCART細胞を増殖させ、6日目にビーズを除去し、8日目に凍結保存します26、27、28、29、30日目。先に概説したように、マウスはリンパ球枯渇治療を受け、続いて患者由来の白血病芽球(ALL)を投与される28。まず、腫瘍の生着が顎下採血によって検証されます。適切な腫瘍量の確立に続いて、CART19細胞をマウスに投与する。次に、マウスの体重を毎日測定して、健康状態を評価します。小動物磁気共鳴画像法(MRI)は、T細胞の増殖とサイトカイン/ケモカイン産生を評価するために尾部出血とともにNIを評価するために実行されます。以下に説明する手法は、PDXモデルでCART細胞関連毒性を研究するためのモデルとして使用することを強くお勧めします。

プロトコル

このプロトコルは、メイヨークリニックの治験審査委員会(IRB)、施設動物の管理および使用委員会(IACUC A00001767)、および施設バイオセーフティ委員会(IBC、Bios00000006.04)のガイドラインに従います。

注:マウスを扱うために使用されるすべての材料は無菌でなければなりません。

1. NSGマウスへのブスルファン注射

  1. 8〜12週齢の雄、免疫不全のNOD-SCID IL2rγnull(NSG)マウスを入手し、注射前に体重を測定します。
    注:統計的有意性のために、グループごとに少なくとも5匹のマウスを使用し、メスマウスでこの実験を少なくとももう一度繰り返すことをお勧めします。
  2. 腹腔内(i.p.)注射用のブスルファンを準備します。1 mLのインスリンシリンジを使用して、シリンジに正確に30 mg / kgのブスルファンをゆっくりと注意深く満たし、続いてマウスにi.p注射し、ケージに戻します。

2.NSGマウスへのすべての患者由来芽球(CD19+)の注射

注:このプロトコルは、メイヨークリニックの施設バイオセーフティ委員会(IBC、Bios00000006.04)のガイドラインに従います。

  1. 再発および難治性のALL患者の末梢血から原発性白血病芽球を収集します。
  2. 静脈内(IV)注射用の標的細胞を準備します。
    1. 血球計算盤を使用してCD19+ 標的細胞をカウントし、細胞の最終体積と濃度を記録します。
      注:細胞の生存率を判断するには、細胞のカウント中にトリパンブルーを使用することを強くお勧めします。
    2. 細胞を300 × g で4°Cで5分間遠心分離してペレット化します。
    3. 細胞ペレットをリン酸緩衝生理食塩水(PBS)に最終濃度50 × 106 細胞/mLまで1.5 mLマイクロ遠心チューブに再懸濁し、氷上に置きます。
    4. 細胞が完全に均質になるまで、標的細胞を含む1.5 mLマイクロ遠心チューブを指で渦流します。
    5. 1 mLのインスリンシリンジを使用して、調製した標的細胞を正確に100 μLずつゆっくりと慎重にシリンジに充填し、シリンジをフリックして気泡を除去します。
      注:100 μLの容量は、各マウスに5×106 細胞を投与します。
    6. マウスを暖かい光の下に5〜10分間置きます。尾静脈が充血し、肉眼で見やすくなったら、マウスを適切な閉じ込め/拘束室に置きます。
    7. アルコール綿棒でマウスの尾を拭きます。標的細胞を尾静脈(i.v.)に直接注入し、マウスをケージに戻します。標的細胞の接種後、毎日、または地元の動物倫理委員会の推奨に従ってマウスを監視します。

3. 腫瘍生着評価

  1. 標的細胞注入の6週間後から、フローサイトメトリーを使用して末梢血中のCD19+ 細胞の発現を測定することにより、腫瘍の生着を評価します。
  2. CD19+ 拡大を評価するための末梢血アッセイ
    1. CART19細胞注射の6〜8週間後にマウスから血液を採取する。
      注:採血にはいくつかの方法を使用できます。このプロトコルでは、顎下採血が好ましい方法です。
    2. マウスを5%イソフルランを含む誘導チャンバー内でイソフルランで麻酔する。麻酔が達成されたら、鼻錐体を通して吸入されたイソフルランを1〜3%に維持する。
      注:目の乾燥を防ぐために眼科用軟膏を塗布することを強くお勧めします。
    3. マウスをチャンバーから取り外し、首の上の緩んだ皮膚をつかんで、利き手でない手でマウスを持ちます。下顎骨の少し後ろのランセットで静脈を穿刺します。
      注意: 静脈に入るには、針の先端(1〜2 mm)のみが必要です。
    4. 血液が滴り落ちるので、ヘパリンコートチューブに50μL以上集め、チューブを数回上下に反転させてよく混ぜます。30 μLの血液を5 mLの丸底ポリスチレンチューブに移します。
      注:残りの血液については、チューブを17,000 × g で4°Cで10分間回転させます。 血清(上清層)を清潔で標識された1.5 mLマイクロ遠心チューブに移し、-80°Cで保存します(サイトカインアッセイで使用するため)。
    5. 血液を含む5 mLの丸底チューブに2 mLの溶解バッファー(ヌクレアーゼフリー水を使用して1倍に希釈した10x塩化アンモニウムベースの溶解バッファー)を追加します。チューブをボルテックスしてよく混ぜます。赤血球の適切な溶解を確実にするために、チューブを室温で20分間インキュベートします。
    6. 2 mLのフローバッファー(PBS、0.2 g/Lの塩化カリウム、0.2 g/Lのリン酸一カリウム、8 g/Lの塩化ナトリウム、および2%ウシ胎児血清と1%のアジ化ナトリウムを含む1.15 g/Lのリン酸二塩基性ナトリウム)を追加します。
    7. チューブを300 × g で4°Cで5分間遠心分離します。 上清をデカントし、2mLのフローバッファーを加える。この洗浄手順を2回繰り返します。
    8. チューブの内容物を慎重にデカントします。チューブ内にペレットが残っている少量の液体を観察します。100 μLのフローバッファーを加え、よく再懸濁します。
    9. 5 mLフローチューブ内の残りの液体をすべて96ウェルプレートに移します。各サンプルが適切にラベル付けされていることを確認してください。対応するウェルに100 μLのフローバッファーを加え、96ウェルプレートを650 × g で4°Cで3分間遠心分離します。
  3. CD19+ 標的細胞の増殖をフローサイトメトリーで評価します(図2)。
    1. 0.3 μLの生/死染色剤、0.13 μg(2.5 μL)の抗ヒトCD19抗体、0.06 μg(2.5 μL)の抗ヒトCD45抗体、5 μg(2.5 μL)の抗マウスCD45、および42.2 μLのフローバッファーを含むマスターミックスを、サンプルあたり合計50 μLで調製します。暗所で室温で15分間インキュベートします。
    2. 150 μLのフローバッファーで洗浄した後、650 × g で4°Cで3分間遠心分離します。 上清をデカントし、ペレットを195μLのフローバッファーおよび5μLの計数ビーズに再懸濁する。
    3. フローサイトメーターで取得し、CD19+ 細胞発現のレベルを測定します。ゲーティングと解析の目的で、最初に前方散乱特性と側方散乱特性に基づいて対象集団(CD19+)をゲートし、次に単一のゲーティング集団をゲートし、次に生細胞をゲートします。生細胞がゲートされたら、ヒトCD45対マウスCD45集団を評価し、ヒト集団からCD19+ 標的集団をゲートします。
  4. 定量して70 μLに存在する量を決定し、式(1)を使用して細胞/μLで表します。
    CD19+絶対細胞数=([CD19+細胞/カウントビーズ]×5 μL以内のカウントビーズ数)/70
    注:末梢血アッセイを5日ごとに繰り返して、CD19 + 細胞の増殖を評価します。地域の動物倫理委員会のガイドラインに従って、2週間ごとに累積的に200μL以下の血液を収集します。マウスが≥10細胞/μLの疾患負荷に達したら、CART19細胞群または対照群に無作為化します(セクション4)。

4. CART19細胞の生体内投与

  1. CART19細胞の調製(~80日目):
    注:CART19細胞の生成は、以前に公開されている27、30、31。この手順は、バイオセーフティキャビネットレベル2+内で、無菌技術と個人用保護具を使用して実行する必要があります。
    1. CART19細胞を水浴容器(37°C)で解凍する。次いで、温T細胞培地(TCM)で細胞を洗浄し、ジメチルスルホキシドを除去した。
      注:TCMは、10%ヒトAB血清(v / v)、1%ペニシリン-ストレプトマイシン-グルタミン(v / v)、および無血清造血細胞培地27,30でできています。
    2. CART19細胞を300 × g で4°Cで8分間遠心分離し、温かいTCMに最終濃度2 × 106 細胞/mLまで再懸濁します。CART細胞をインキュベーター(37°C、5%CO2)で一晩、ただし16時間以内で休ませます。
  2. IV注射 による CART19細胞の投与(~80日目)
    1. CART19細胞をカウントし、300 × g で4°Cで8分間スピンダウンします。
    2. CART19細胞を10 mLのPBSで再懸濁し、300 × g で4°Cで8分間スピンダウンします。
    3. CART19細胞をPBSで最終濃度40 × 106 細胞/mLに再懸濁し、細胞を滅菌1.5 mLマイクロ遠心チューブに移し、氷上に置きます。
    4. 100μLの再懸濁細胞i.v.を注入することにより、CART19細胞尾静脈注射(上記で詳述)を実行します。
      注:100 μLの容量は、各マウスに4×106 細胞を投与します。陰性対照として未処置マウスの群を含む。

第5章 CART19細胞関連毒性の評価

  1. CART19細胞投与後、マウスを1日2回モニターして、運動衰弱、猫背、体重減少などの健康状態の変化を評価します。
    注:これらの物理的変化はすべて、このモデル28のCRS症状と相関しています。
  2. マウスが運動衰弱と体重減少(ベースラインから10〜20%減少)を発症し始めたら、末梢血を収集して腫瘍量を分析し、セクション3(図3)で説明されている方法論に従ってサイトカインの血清分離を行います。
  3. 血清微小遠心チューブを-80°Cで保存し、血清を使用してマルチプレックスアッセイを使用してケモカインとサイトカインを分析します(図4)。
    注:マウスが後肢麻痺の兆候を示し、瀕死または無気力に見え、体重減少が体重の20%>、食物および/または水に到達する能力を制限するまでである場合、安楽死の対象となります。

6. MRIイメージング

注:垂直ボア磁石を備えた前臨床(小動物用)MRIスキャナーを、in vivo磁気共鳴および画像取得に使用しました32,33。

  1. 120 μLのガドリニウム+ 880 μLの生理食塩水を混合し、1 mLのインスリンシリンジにロードします。各マウスに100 μLを注入します(i.p.)。
    注:ガドリニウムは、実験開始の15〜20分前に注射する必要があります。
  2. 誘導チャンバー内でイソフルラン(2〜3%)を使用してマウスを10〜15分間麻酔します。
    注:目の乾燥を防ぐために眼科用軟膏を塗布することを強くお勧めします。
  3. マウスの背骨をげっ歯類互換クレードルプローブに置きます。次に、マウスをバイトバーに歯を引っ掛けて配置します。
  4. マウスの頭部を25mmの体積コイルに引き込み、イソフルラン麻酔システムにつながれたノーズコーンを調整します。バイトバーのノブを締めて、スキャン中は位置を維持します。
    注意: 造影MRIスキャンを実施する場合は、装置をボアマグネットに入れる少なくとも10分前に、ガドリニウム(この場合)または造影剤を注入してください。イメージングの時間を通して、マウスは鼻錐を介して空気中の2〜3%イソフルランを吸入することによって麻酔され、それらの呼吸数は同時に監視されます。
  5. 呼吸評価には、呼吸/呼吸モニタリングデバイスを使用します。
    注:麻酔への長時間の曝露による低体温の可能性を防ぐために、体温も評価することが重要です。体温を制御するためにヒートパッドを使用することをお勧めします。
    1. 呼吸モニタープローブを横隔膜の近くに取り付け、サージカルテープで固定します。マウスの状態が安定するように、呼吸数を毎分20〜60回の呼吸に保ちます。
      注:このレートは、より安定したMRI画像を提供し、取得した画像のモーションアーチファクトを防ぎます。呼吸数が毎分20〜60回の呼吸範囲よりも高い場合は、イソフルランの濃度を上げます。呼吸数が毎分20呼吸未満の場合、麻酔は深すぎます。したがって、濃度を下げる必要があります。
  6. 動物用プローブを垂直口径小動物MRIシステム内の小口径に挿入します。コイルの中央で動物の頭を調整します。装置を直立できるようにロックで固定し、機器をコンピューターに接続します。
  7. ソフトウェア(Paravisionなど)を開いて使用し、スキャンの位置とスキャンの種類を設定します。すべての実験グループで一貫性を保ちながら、最適な軸方向と矢状位置を決定します。
    注意: 実際の全長MRIスキャンの前に、トライアルスキャンの取得を参照として使用することをお勧めします。
  8. MRIデータ収集を続行します(前述の32、34、35、36を参照)。下記の推奨セットアップを使用して、T1強調MRI画像とT2強調MRI画像の両方を取得します。
    1. T1 強調 MRI 画像の場合は、繰り返し時間(TR)が 300 ミリ秒、エコー時間 (TE) が 9.5 ミリ秒、視野 (FOV) が 4 cm x 2 cm x 2 cm、マトリックスが 192 x 96 x 96 の T1 強調マルチスライス マルチエコー (MSME) シーケンスを使用します。
    2. T2強調MRI画像には、TRが300ミリ秒、TEが9.5ミリ秒、FOVが4 cm x 2 cm x 2 cm、マトリックスが192 x 96 x 96のマルチスライスマルチエコー(MSME)シーケンスを使用しました。
  9. スキャンが完了したら、プローブをボアから取り外します。バイトバーから歯を外して、マウスをそっと抽出します。動物が完全に意識を持ち、適切な運動機能を取り戻すまで、別のケージで動物を監視します。
  10. ソフトウェアからデータを抽出した後、解析ソフトウェアを使用して、超高強度領域の定量化と3Dボリュームレンダリング(図4)を行います。
    注:可能であれば、データ分析のために2人の別々の盲検オブザーバーを用意することを強くお勧めします。

結果

このプロトコルの目的は、ALL患者の腫瘍細胞からのPDXマウスモデルを使用してCART細胞関連毒性を評価することです(図1)。まず、NSGマウスにブスルファン(30 mg/kg)のi.p.注射を行い、免疫抑制とCART細胞の生着促進を目的として投与しました28。翌日、彼らはすべての患者に由来する106 PBMC (i.v.)×~5を受け取りました。マウスは、尾出血アッセイ ?...

ディスカッション

本報告では、ALL PDXモデルを用いてCART細胞関連毒性を評価する方法論について述べる。より具体的には、このモデルは、患者がCART細胞の注入後にしばしば経験する2つの生命を脅かす毒性、CRSおよびNIを模倣しようとしています。これは、クリニックで観察されたCART毒性の多くの特徴を要約します:体重減少、運動機能障害、神経炎症、炎症性サイトカインおよびケモカイン産生、および中

開示事項

S.S.K.は、CAR免疫療法の分野における特許の発明者であり、ノバルティス(メイヨークリニック、ペンシルベニア大学、ノバルティスの間の契約を通じて)およびメッタフォージ(メイヨークリニックを通じて)にライセンス供与されています。R.L.S.とS.S.K.は、ヒューマニジェンにライセンス供与されているCAR免疫療法の分野における特許の発明者です。S.S.K.は、Kite、Gilead、Juno、Celgene、Novartis、Humanigen、MorphoSys、Tolero、Sunesis、Leahlabs、Lentigenから研究資金を受けています。

謝辞

この作業の一部は、国立衛生研究所(R37CA266344、1K99CA273304)、国防総省(CA201127)、メイヨークリニックK2Rパイプライン(S.S.K.)、メイヨークリニック個別化医療センター(S.S.K.)、およびプレドリン財団(R.L.S.)を通じて支援されました。また、メイヨークリニックNMRコア施設のスタッフにも感謝申し上げます。 図 1 は BioRender.com で作成されたものです

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
 APC Anti-Human CD19Biolegend302211
Alcohol Prep PadWecol6818
Analyze 14.0 softwareAnalyzeDirect Inc.N/Ahttps://analyzedirect.com/analyze14/
Artificial tears (Mineral oil and petrolatum)Akorn17478-062-35Topical ophtalmic gel to prevent eye dryness
BD FACS Lysing Solution BD349202Red blood cells lysing buffer
BD Micro-Fin IV insulin syringesBD329461
Brillian Violet 421 Anti-Human CD45Biolegend304032
Bruker Avance II 7 Tesla Bruker BiospinN/AMRI machine
Busulfan (NSC-750)SelleckchemS1692
CountBright absolute counting beadsInvitrogenC36950
CytoFLEX System B4-R2-V2Beckman CoulterC10343flow cytometer
Dulbecco's Phosphate-Buffered SalineGibco14190-144 
ERT Control/Gating Module SA InstrumentsModel 1030Small Animal Monitoring Respiratory and Gating System
Fetal bovine serumMillipore SigmaF8067
HemocytometerBright-LineZ359629-1EA
Human AB Serum; Male Donors; type AB; USCorning35-060-CI
Isoflurane (Liquid)Sigma-Aldrich792632
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitationInvitrogenL34966
Microvette 500 Lithium heparinSarstedt20.1345.100Blood collection tube
MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chemokine Magnetic Beads PanelMillipore SigmaHCYTMAG-60K-PX38Immunology Multiplex Assay to identify cytokines and chemokines
OmniscanGe Healthcare Inc.0407-0690-10Gadolinium-based constrast agent
Pd Anti-Mouse CD45Biolegend103106
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), LiquidGibco10378-016
Round Bottom Polysterene Test tubeCorning352008
Sodium Azide, 5% (w/v)Ricca Chemical7144.8-16
Stainless Steel Surgical BladeBard-Parker371215
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell MediumLonza04-418Q

参考文献

  1. Turtle, C. J., et al. Immunotherapy of non-Hodgkin's lymphoma with a defined ratio of CD8+ and CD4+ CD19-specific chimeric antigen receptor-modified T cells. Science Translational Medicine. 8 (355), (2016).
  2. Kochenderfer, J. N., et al. Long-duration complete remissions of diffuse large B cell lymphoma after anti-CD19 chimeric antigen receptor T cell therapy. Molecular Therapy. 25 (10), 2245-2253 (2017).
  3. Kochenderfer, J. N., et al. Lymphoma remissions caused by anti-CD19 chimeric antigen receptor T cells are associated with high serum interleukin-15 levels. Journal of Clinical Oncology. 35 (16), 1803-1813 (2017).
  4. Maude, S. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells for sustained remissions in leukemia. New England Journal of Medicine. 371 (16), 1507-1517 (2014).
  5. Park, J. H., et al. Long-term follow-up of CD19 CAR therapy in acute lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 449-459 (2018).
  6. Kochenderfer, J. N., et al. Chemotherapy-refractory diffuse large B-cell lymphoma and indolent B-cell malignancies can be effectively treated with autologous T cells expressing an anti-CD19 chimeric antigen receptor. Journal of Clinical Oncology. 33 (6), 540-549 (2015).
  7. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: A systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  8. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T cell therapy: Insights into mechanisms and novel therapies. Frontiers in immunology. 11, 1973 (2020).
  9. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  10. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  11. Teachey, D. T., et al. Identification of predictive biomarkers for cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T-cell therapy for acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 6 (6), 664-679 (2016).
  12. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  13. Locke, F. L., et al. Long-term safety and activity of axicabtagene ciloleucel in refractory large B-cell lymphoma (ZUMA-1): A single-arm, multicentre, phase 1-2 trial. The Lancet. Oncology. 20 (1), 31-42 (2019).
  14. Hunter, B. D., Jacobson, C. A. CAR T-cell associated neurotoxicity: Mechanisms, clinicopathologic correlates, and future directions. Journal of the National Cancer Institute. 111 (7), 646-654 (2019).
  15. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  16. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  17. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
  18. Lee, D. W., et al. Current concepts in the diagnosis and management of cytokine release syndrome. Blood. 124 (2), 188-195 (2014).
  19. Chen, F., et al. Measuring IL-6 and sIL-6R in serum from patients treated with tocilizumab and/or siltuximab following CAR T cell therapy. Journal of Immunological Methods. 434, 1-8 (2016).
  20. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A concise review of neurologic complications associated with chimeric antigen receptor T-cell immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  21. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: Implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  22. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  23. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  24. Siegler, E. L., Wang, P. Preclinical models in chimeric antigen receptor-engineered T-cell therapy. Human Gene Therapy. 29 (5), 534-546 (2018).
  25. Mhaidly, R., Verhoeyen, E. Humanized mice are precious tools for preclinical evaluation of CAR T and CAR NK cell therapies. Cancers. 12 (7), 1915 (1915).
  26. Sakemura, R., et al. Development of a clinically relevant reporter for chimeric antigen receptor T-cell expansion, trafficking, and toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  27. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  28. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  29. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Dynamic imaging of chimeric antigen receptor T cells with [18F]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (180), e62334 (2022).
  31. Cox, M. J., Kenderian, S. S., et al. GM-CSF disruption in CART cells modulates T cell activation and enhances CART cell anti-tumor activity. Leukemia. 36 (6), 1635-1645 (2022).
  32. Pirko, I., Suidan, G. L., Rodriguez, M., Johnson, A. J. Acute hemorrhagic demyelination in a murine model of multiple sclerosis. Journal of Neuroinflammation. 5, 31 (2008).
  33. Denic, A., et al. MRI in rodent models of brain disorders. Neurotherapeutics. 8 (1), 3-18 (2011).
  34. Johnson, H. L., et al. CD8 T cell-initiated blood-brain barrier disruption is independent of neutrophil support. Journal of Immunology. 189 (4), 1937-1945 (2012).
  35. Johnson, H. L., et al. Perforin competent CD8 T cells are sufficient to cause immune-mediated blood-brain barrier disruption. PLoS One. 9 (10), 111401 (2014).
  36. Huggins, M. A., et al. Perforin expression by CD8 T cells is sufficient to cause fatal brain edema during experimental cerebral malaria. Infection and Immunity. 85 (5), 00985 (2017).
  37. Pennell, C. A., et al. Human CD19-targeted mouse T cells induce B cell aplasia and toxicity in human CD19 transgenic mice. Molecular Therapy. 26 (6), 1423-1434 (2018).
  38. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  39. Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Annals of Oncology. 27 (7), 1190-1198 (2016).
  40. Mardiana, S., et al. A multifunctional role for adjuvant anti-4-1BB therapy in augmenting antitumor response by chimeric antigen receptor T cells. Cancer Research. 77 (6), 1296-1309 (2017).
  41. Pegram, H. J., et al. Tumor-targeted T cells modified to secrete IL-12 eradicate systemic tumors without need for prior conditioning. Blood. 119 (18), 4133-4141 (2012).
  42. Kalscheuer, H., et al. A model for personalized in vivo analysis of human immune responsiveness. Science Translational Medicine. 4 (125), (2012).
  43. Xia, J., et al. Modeling human leukemia immunotherapy in humanized mice. EBioMedicine. 10, 101-108 (2016).
  44. Holzapfel, B. M., Wagner, F., Thibaudeau, L., Levesque, J. P., Hutmacher, D. W. Concise review: humanized models of tumor immunology in the 21st century: Convergence of cancer research and tissue engineering. Stem Cells. 33 (6), 1696-1704 (2015).
  45. Cogels, M. M., et al. Humanized mice as a valuable pre-clinical model for cancer immunotherapy research. Frontiers in Oncology. 11, 784947 (2021).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

192 CART CART PDX in vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved