マウスにおけるフリーハンド脳室内注射

要約

ここでは、フリーハンドアプローチを用いて(すなわち、脳定位装置なしで)マウスに脳室内注射を行うための簡便かつ迅速なアプローチが記載される。

要約

神経内分泌系の調査では、多くの場合、薬物、ウイルス、またはその他の実験薬をマウスの脳に直接送達する必要があります。脳室内(ICV)注射により、実験薬を脳全体(特に心室近くの構造)に広範囲に送達することができます。ここでは、成体マウスにフリーハンドでICV注射を施す方法について説明する。マウスの頭部に視覚的および触覚的なランドマークを使用することにより、側脳室への注射を迅速かつ確実に行うことができます。注射は、実験者の手に持ったガラス注射器で行われ、ランドマークからおおよその距離に置かれます。したがって、この技術は脳定位固定装置フレームを必要としません。さらに、この技術は短時間のイソフルラン麻酔のみを必要とするため、覚醒して自由に行動するマウスのマウスの行動および/または生理機能をその後評価することができます。フリーハンドICV注射は、生きたマウスの脳に実験薬を効率的に送達するための強力なツールであり、頻繁な採血、神経回路操作、または神経内分泌プロセスを調べるための in vivo 記録などの他の技術と組み合わせることができます。

概要

神経内分泌研究には、薬物¹、ウイルス²、細胞³などの実験薬を脳に送達することがしばしば必要になります。薬剤が血液脳関門を容易に通過しない場合、または実験目的が薬剤の中枢効果を特異的に試験することである場合、脳に注射を送達するための信頼できる方法を持つことが重要です。さらに、脳室内(ICV)腔への注射は、薬剤を脳内に広く分布させる機会を提供し、大きな標的領域を提供するため、注射が成功する可能性が高まります²。

ICV注射を行うための一般的な方法は、永久留置カニューレの留置を含む。このアプローチでは、カニューレが所定の位置に接着またはセメントで固定されるときに、市販またはカスタムメイドのカニューレを位置決めするために脳定位固定装置フレームが必要である。多くの場合、回復時に、超生理学的用量のアンジオテンシンIIがカニューレを通して投与され、飲酒行動がすぐに観察された場合、カニューレは^{正しく配置されている}と見なされます4。このアプローチには、長期注入を行う能力や、同じ動物を複数回注射する能力など、多くの利点があります。さらに、アンジオテンシンIIを採用する場合、実験化合物の投与前に正しい配置を確認できます。しかし、永久カニューレの留置には、高価な機器(脳定位固定装置フレーム)の必要性、留置後のカニューレの損傷の可能性(例えば、マウスがケージメイトのカニューレを噛む可能性がある)、永久カニューレ周辺の感染の可能性など、いくつかの制限があります。単回ICV注射は、脳定位固定装置^{フレーム3}を使用して行うことができるが、これは効果的であるが、麻酔への相当な曝露を必要とするため、治療のいくつかの急性生理学的および行動的影響を不明瞭にする可能性がある。さらに、マウスを脳定位固定装置に留置するには、安定した留置を行い、外耳道の破裂を防ぐために、かなりのトレーニングが必要です。

ここでは、マウスにフリーハンド注射をするための確立された方法が記載される。この方法は、以前のレポート^5,6に基づいています。この技術の利点は、シンプルで迅速であり、脳定位固定装置フレームなどの特殊な機器を必要としないことです。後述するように、この手順では、マウスの頭部のランドマークに対してガラス製の注射器を操作して注射を行いますが、これは迅速に行うことができるため、実験当日に数分のガス麻酔で済みます。

プロトコル

すべての手順は、コロラド州立大学(#3960)およびカリフォルニア大学サンディエゴ校の動物実験委員会によって承認され、代表的なデータが収集されました(S13235、PI Kellie Breen Church)。C57/BL6マウス(9-16週齢)の成体雌5匹と成体雄2匹のデータを代表データセクションに示します。雌マウスは^{、前述のように}ICV注射および採血の3〜4週間前に卵巣摘出されました7。実験に先立ち、これらのマウスは12時間の光/12時間の暗光サイクルで飼育され、実験動物のケアと使用のためのガイドに従って飼料と水に自由にアクセスできました。

1.開頭術の実施

注:開頭術は、実際の注射の1日以上前に行うことができるため、実験当日の注射プロセスが速くなります。

1. 開頭手術の材料は、以下のように準備します。
   1. 作業台にクリーンベンチパッドまたはドレープ素材を置きます。イソフルラン気化器のノーズコーンを作業面にテープで固定します(実験台の近くを向いていますが、実験者の反対側を向いています; 図1Aを参照)。
   2. 滅菌済みの鋭利な18G針の端にシラスティックチューブを置き、針先の~1mmが突き出るようにします。滅菌鈍針の端にシラスティックチューブを置き、針先の~1mmが突き出るようにします。
      注:各マウスには、個別に滅菌済みのパッケージ済み針(鋭利な針と鈍い針)を使用する必要があります。
   3. 注射部位を準備するために、電気シェーバー、ヨウ素スクラブ、滅菌ガーゼ、アルコールパッドを用意します。
2. 以下に説明するように、針を横方向に2mm、尾側に1mm動かす練習をします。
   1. 定規とペンを使用して、開始点(ブレグマ)、左または右に2 mmのマーク、最後のマークの1 mm上に別のマーク(これが注入部位になります; 図1Bを参照)で紙に印を付けます。
   2. 針をスタート地点からマークポイント1、マークポイント2(ブレグマから注射部位まで)まで、ガイドなしで動きが再現可能であると確信できるまで、練習します。
      注:ここに記載されている座標は、成体のC57/BL6マウスでは有効ですが、他の系統または年齢層では調整が必要な場合があります。
3. 以下に説明するように、開頭術のためにマウスを準備します。
   1. マウスを誘導チャンバーに入れ、医療グレードの酸素中で3%〜4%のイソフルランでマウスに麻酔をかけます。練習して手順に慣れたら、開頭術手順のイソフルラン曝露の合計時間を10分未満に減らします。.
      注意: イソフルランへの曝露は人間の健康に有害です。承認および検査済みのイソフルラン気化器を換気の良い場所で使用し、廃ガスを除去します。
   2. つま先反射がなくなったら、動物の頭を剃ります。目の潤滑剤を塗ります。
   3. 麻酔を維持するために、頭をノーズコーンに入れてマウスを作業台に置きます。
   4. ブプレノルフィン(0.6〜0.8 mg / kgマウス体重、皮下)などの鎮痛剤を、サプライヤーの指示に従って投与します。.
   5. ヨウ素溶液に浸した滅菌ガーゼで頭を拭いて注射部位を洗浄し(3回スクラブを実行)、次にアルコールスクラブパッドで拭きます(3回実行)。
      注:毛皮を取り除き、注射部位の周りの皮膚をきれいにし、感染を防ぐために米国獣医師会が推奨しているように、滅菌器具と針を使用してください。
4. 利き手ではない方の手でマウスの頭をしっかりと持ちます。ヘッドを作業面上でできるだけ平らに配置します。
5. 注入部位を特定します。
   1. 準備した鋭利な18G針を使用して、最初にブレグマを特定します。このためには、正中線に沿って頭の皮膚を横切って針をドラッグし、吻側尾側面を移動します。2つの頂点が目であり、3番目の頂点がブレグマのおおよその位置である正三角形を想像してください( 図1Cを参照)。
   2. ブレグマから、針を横方向に2mm、尾側に1mm動かして注射部位に移動します。
6. 針を垂直に持ちながら、チューブが皮膚と同じ高さになるまで針を皮膚と骨にしっかりと押し込みます。
7. 針を引っ込め、針を回転させ、再び皮膚と骨を押し込みます。骨に小さな穴が開くまで、このプロセスを繰り返します。
8. 鈍い針を使用して、骨に十分な穴が開いていることを確認します。鈍い針が通るのに十分な大きさの開口部を骨に開けることを目指します。
9. マウスをノーズコーンから外し、注射部位から滅菌ガーゼで血液を洗い流し、マウスをケージウォーマーのケージに入れて、目を覚ますまで置きます。開頭術によって作られた開口部は小さい(18G針)ので、縫合糸や創傷クリップで部位を閉じる必要はありません。
   注:ここで生成される開口部は小さい(18 G)ため、多くの施設はこの手順を手術ではなく注射と見なしています。また、皮膚や骨を貫通して脳に通じる開口部が作られているが、皮膚をピンと張ったままにしておくと穴が揃わなくなるため、皮膚フローラやケージの寝具が脳に接触するのを防ぐのに役立っていると考えられます。

2.注射を打つ

1. 以下に説明するように、注入用の材料を準備します。
   1. 作業台にクリーンベンチパッドまたはドレープ素材を置きます。イソフルラン気化器のノーズコーンを作業面にテープで固定します(実験台の近くを向いていますが、実験者の反対側を向いています; 図1Aを参照)。
   2. 長さ10 mm、開角45°の27 G針を5 μLのガラスシリンジに取り付けます。針先の3.5mmが突き出るように、針にシラスティックチューブを置きます。ラボ用テープを使用して、チューブをシリンジ本体に固定します( 図1Dを参照)。
   3. 注射用培地(薬剤、ウイルス、その他の注射用液体)をチューブに調製します。この研究の代表的な結果については、滅菌等張生理食塩水を注射しました。
      注意: 2 mLの微量遠心チューブなど、ガラス製のシリンジとニードルでアクセスできるチューブを選択してください。
   4. 3 μLの注入液をガラスシリンジに引き込みます。まず、所望の容量よりも多く吸引し、シリンジ内に3μLが残るまで排出します。
   5. ヨウ素スクラブ、滅菌ガーゼ、アルコールパッドを集めて、注射部位を準備します。
   6. ラボタイマーをカウントアップモードで起動し、注射中に実験者に見えるようにタイマーを配置します。
   7. 前日と同じように針を横に2mm、尾側に1mm動かす練習をします。
2. 以下に説明するように、マウスを注射用に準備します。
   1. マウスを誘導チャンバーに入れ、イソフルランで麻酔をかけます。つま先反射がなくなったら、目の潤滑剤を塗布し、頭をノーズコーンに入れてマウスを作業台に置きます。
   2. ヨウ素とアルコールをそれぞれ3枚ずつ拭いて注射部位を洗浄します。ステップ1.8の説明に従って、18Gの針(または鈍い針)で注射部位を特定します。開頭術中にできた穴は検出可能であるはずです。
      注:開頭術が事前に行われていない場合、または頭蓋骨の穴が検出されない場合は、ここで開頭術を行うことができます。
3. 下記のようにガラスシリンジで注入を行う。
   1. 利き手ではない方の手でマウスの頭をしっかりと持ちます。ヘッドを作業面上でできるだけ平らに配置します。
   2. ガラス注射器の針を頭蓋骨の穴に通し、ステップ2.1.2で準備した針の上に置かれたチューブがマウスの皮膚に当たるまで置きます。
   3. シリンジをできるだけ垂直に持ち、冠状面と矢状面の両方に注意を払います。1分間かけて培地をゆっくりと注入します。
   4. 注射終了後、シリンジとニードルを所定の位置に保持して、逆流を最小限に抑えます。.針をマウスの頭からゆっくりと引っ込めます。
   5. マウスをノーズコーンから外し、注射部位から滅菌ガーゼ(存在する場合)で血液を洗い流し、マウスをケージウォーマーのケージに入れて、目を覚ますまで置きます。

3. 噴射位置の確認

1. 前述のように、生理食塩水と4%パラホルムアルデヒドをリン酸緩衝生理食塩水(PBS)でマウスに深く麻酔し、灌流^{します8。}脳が沈むまで(通常2日間)、PBS中の30%ショ糖で4°Cで脳を保管します。
2. ^{前述のように}、クライオスタットで20〜50μmの冠状切片を切断します9。切片化しながら、組織ブロック内の注射路を観察します。注射路が側脳室と明確に交差しているかどうかを記録します。.

結果

この技術が首尾よく実行されると、実験薬を心室系に迅速に送達することができます。多くの薬理学的化合物のビヒクルである滅菌等張生理食塩水 3 μL の ICV 注射を受けた卵巣摘出マウスの黄体形成ホルモン(LH)パルスプロファイルを 図 2A に示します。この例は、ガス麻酔への短時間の曝露と心室系への3μLの液体の注入のみでは、拍動性LH分泌が変化しなかったことを?...

ディスカッション

ここでは、マウスにICV注射を行なうための簡便かつ効果的な手段について説明する。この技術は脳定位固定装置を必要としないため、薬物や実験薬を中央に送達するためのこのアプローチは、より多くの研究者が利用することができます。さらに、このアプローチは、調製と注入手順を迅速に実行できるため、比較的高いスループットです。

この手順では、針とガラス?...

資料

Name	Company	Catalog Number	Comments
18-gauge blunt needles	SAI Infusion	B18-150
18-gauge needles	BD Medical	305195
Alcohol pads	Fisher Scientific	22-363-750
Bench pad	Fisher Scientific	14-206-62AC22
Betadine solution	Fisher Scientific	NC1696484
Buprenorphine	Patterson Vet Supply	07-892-5235	Controlled substance
Eyelube	Fisher Scientific	50-218-8442
Glass syringe	Hamilton	7634-01
Injection needle	Hamilton	7803-01	27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45
Isoflurane	Patterson Vet Supply	07-893-8441
Isoflurane vaporizer	Vet Equip	V-10
Laboratory Tape	VWR	89098-128
Medical grade oxygen	Airgas	OX USPEA
Paraformaldehyde	Millipore-Sigma	8.18715.1000
Phosphate Buffered Saline	Fisher Scientific	J67802.K2
PulsaR Software	Open source, University of Otago		See ref 9
Ruler	Fisher Scientific	12-00-152
Silastic tubing (0.040" I.D.)	DOW	508-005
Silastic tubing (0.078" I.D.)	DOW	508-009
Sterile saline	VWR	101320-574
Sucrose	Fisher Scientific	S5-500