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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats Représentatifs
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ici, une approche simple et rapide pour effectuer des injections intra-ventriculaires chez la souris en utilisant une approche à main levée (c’est-à-dire sans dispositif stéréotaxique) est décrite.

Résumé

L’étude des systèmes neuroendocriniens nécessite souvent l’administration de médicaments, de virus ou d’autres agents expérimentaux directement dans le cerveau des souris. Une injection intracérébroventriculaire (ICV) permet l’administration généralisée de l’agent expérimental dans tout le cerveau (en particulier dans les structures proches des ventricules). Ici, les méthodes d’injections d’ICV à main levée chez les souris adultes sont décrites. En utilisant des repères visuels et tactiles sur la tête des souris, les injections dans les ventricules latéraux peuvent être effectuées rapidement et de manière fiable. Les injections sont faites à l’aide d’une seringue en verre tenue dans la main de l’expérimentateur et placée à des distances approximatives des points de repère. Ainsi, cette technique ne nécessite pas de trame stéréotaxique. De plus, cette technique ne nécessite qu’une brève anesthésie à l’isoflurane, ce qui permet d’évaluer ultérieurement le comportement et/ou la physiologie de la souris chez des souris éveillées et au comportement libre. L’injection d’ICV à main levée est un outil puissant pour l’administration efficace d’agents expérimentaux dans le cerveau de souris vivantes et peut être combinée avec d’autres techniques telles que des prélèvements sanguins fréquents, la manipulation des circuits neuronaux ou l’enregistrement in vivo pour étudier les processus neuroendocriniens.

Introduction

L’administration d’agents expérimentaux, tels que les médicaments1, les virus2 ou les cellules3, au cerveau est souvent nécessaire pour la recherche neuroendocrinienne. Si l’agent ne traverse pas facilement la barrière hémato-encéphalique ou si l’objectif expérimental est de tester spécifiquement les effets centraux de l’agent, il est important de disposer d’une méthode fiable pour administrer les injections dans le cerveau. De plus, l’injection dans l’espace intra-cérébroventriculaire (ICV) offre la possibilité de distribuer largement l’agent dans le cerveau et fournit une grande zone cible, augm....

Protocole

Toutes les procédures ont été approuvées par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux de l’Université d’État du Colorado (#3960) et de l’Université de Californie à San Diego, où les données représentatives ont été recueillies (S13235, PI Kellie Breen Church). Les données de cinq souris femelles adultes et de deux souris mâles adultes C57/BL6 (âgées de 9 à 16 semaines) sont présentées dans la section des données représentatives. Les souris femelles ont été ovariectomisées 3 à 4 semaines avant l’injection d’ICV et le prélèvement sanguin comme décrit précédemment7. Avant l’expérimentation, ces souris étaient logées avec un....

Résultats Représentatifs

Lorsqu’elle est exécutée avec succès, cette technique permet l’administration rapide d’un agent expérimental dans le système ventriculaire. La figure 2A montre un profil de pouls de l’hormone lutéinisante (LH) d’une souris ovariectomisée qui a reçu une injection ICV de 3 μL de solution saline isotonique stérile, le véhicule de nombreux composés pharmacologiques. Cet exemple démontre qu’une brève exposition à l’anesthésie gazeuse et l’injection de 3 μL de liqu.......

Discussion

Nous décrivons ici un moyen simple et efficace de faire des injections d’ICV chez la souris. Étant donné que cette technique ne nécessite pas de cadre stéréotaxique, cette approche pour l’administration centralisée de médicaments et d’agents expérimentaux est accessible à un plus grand nombre de chercheurs. De plus, cette approche est relativement rapide puisque la procédure de préparation et d’injection peut être effectuée rapidement.

Étant donné que cette procédure n.......

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous tenons à remercier la Dre Kellie Breen Church, M. Michael Kreisman et Mme Jessica Jang pour leur contribution à la collecte des données présentées dans les résultats représentatifs. Ce travail a été soutenu par le National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
18-gauge blunt needlesSAI InfusionB18-150
18-gauge needlesBD Medical305195
Alcohol padsFisher Scientific22-363-750
Bench padFisher Scientific14-206-62AC22
Betadine solutionFisher ScientificNC1696484
BuprenorphinePatterson Vet Supply07-892-5235Controlled substance
EyelubeFisher Scientific50-218-8442
Glass syringeHamilton7634-01
Injection needleHamilton7803-0127 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45
Isoflurane  Patterson Vet Supply07-893-8441
Isoflurane vaporizerVet EquipV-10
Laboratory TapeVWR89098-128
Medical grade oxygenAirgasOX USPEA
ParaformaldehydeMillipore-Sigma8.18715.1000
Phosphate Buffered SalineFisher ScientificJ67802.K2
PulsaR SoftwareOpen source, University of OtagoSee ref 9
RulerFisher Scientific12-00-152
Silastic tubing (0.040" I.D.)DOW508-005
Silastic tubing (0.078" I.D.)DOW508-009
Sterile salineVWR101320-574
Sucrose Fisher ScientificS5-500

Références

  1. Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
  2. Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L.

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