1。臭気の希釈<ol><li>ほとんどの臭気物質は、パラフィン油に可溶である。しかし、DMSOまたはエタノールはまた、特定の臭気のための代替溶媒として使用することができます。ガラスバイアルに純粋なニオイから：;：適切な希釈液を（V Vボリュームなど1時10ボリューム）を用意します。最も臭気の希釈液は、室温で安定ですが、非常に揮発性化合物のためにそれが週単位で作業希釈をするのが良いです。各感覚子には、異なる濃度の範囲内で別の匂いに応答します。 ショウジョウバエの場合は、特定の感覚子で使用する適切な濃度の有用なルックアップテーブルは、6、7に見つけることができます。 ショウジョウバエやハマダラカのためにビデオの実験では、溶媒対照と酢酸メチルとパラフィンオイルを使用してください（10 -6 V：：パラフィン油のV）と（パラフィンオイルでV 10 -7 V）1 -オクテン-3 -オールそれぞれの録音、。 </li><li>はさみを使用して、彼らはパスツールピペット内に収まること× 5 cmのストリップので、3ミリメートルにクロマトグラフィーの紙をカット。 </li><li>ピペット30は、濾紙のストリップ上に所望の臭気のμLとガラスピペットに挿入します。 〜エアラインチューブの3センチカットしてコネクタでそれを閉じ、ピペッ​​トの開放端に挿入します。コネクタは、実験中に臭気を提供する時刻になるとして空気ポンプのエアラインのチューブに添付されるピペットを密封するために使用されます。 </li></ol> 2。臭気の配信システム<ol><li>小さなドリルを使用して、10 mLのプラスチック製の血清学的ピペットを（4 mLのマークでなど）切断し、悪臭を含むピペットを保持するために使用される2つの穴を（例えば-1.5 mLおよび-0.5 mLのマークで）作成します。とげのあるカプラーの200μLピペットの先端を挿入し、10 mLのピペットの平滑末端に連結器を導入する。ピペットは、臭気物質の配信システムの一部として使用されます。 </li><li>ピペットのクランプを磁気スタンドにピペットを取り付け、顕微鏡の近くに配置します。 </li></ol> 3。シャープニング電極<ol><li>電極をシャープに、水酸化カリウムの0.5M溶液（KOH）を準備し、微粒子を（例えば、45μmのフィルターを使用して）削除するには、それをフィルタリングする。 20 mLの注射器を取ると密接な先端（先端から約1 cm）に壁に針を使って小さな穴（〜2mmの直径を）して、電線が挿入されている（図1A）。 </li><li> 0.5 M KOHで注射器をいっぱいにし、先端がビューのフィールド（図1B、C）に配置されるように、顕微鏡下で台にクランプ。ワイヤーが注射器の入り口の正面にはないことを確認して、注射器壁（図1B）の小さな穴に電線を挿入します。 DC電源装置（例えば、ワイルドHeerbrugg MTR32、メソッドを参照）またはAC電源（例えば、ワイルドHeerbrugg - LEP 990018）の極のカソードにこの線を接続します。顕微鏡の右側に手動マニピュレーターに電極ホルダーのシャフトを装着し、ワニクリップで電極ホルダーのシャフトの根元に電気ケーブルを取り付けます。 DC電源装置またはAC電源装置（図1A）の他の極のアノードにケーブルを接続します。 </li><li>電極ホルダーにタングステン線を（〜5cmの長さ）を挿入し、マニピュレータの電極ホルダーのシャフトに取り付けます。プロセス（図1C）の間に顕微鏡下で先端を監視するように注意して、6 Vの電源を設定し、それを磨くために繰り返し注射器にワイヤーの先端を挿入します。記録のための理想的な電極を得るために、最大1分までのソリューションで、その長さの90％を置き、それをゆっくりと引き出します。その後30秒間、さらに薄くするために〜のみ電極の50％を挿入し、（〜10回）シャープワイヤの先端を得るためにそれを繰り返す。 電極の先端は、それが録音（ステップ6および7）の間にそれを触れたときに曲げるように罰金感覚子に入力するのに十分な細かさになるはずです。それがシャープしている間に解剖顕微鏡下で電極の先端を見て与えられた電極は、記録に適しているかどうか明確な考えを与えるだけの高倍率で記録顕微鏡下でそれを見て、その厚さを示す指標になりますが。 </li></ol> 4。昆虫準備： ショウジョウバエアンテナ<ol><li>フライアスピレーターを構築する。 （ - 120センチメートル約90）に十分な長さ、首周りに快適にハングアップするエアラインのチューブをカット。 200μLピペットチップの先端をカットし、チューブの一端に挿入します。それは物理的な障壁を作成しますが、チューブから流出から空気を妨げるものではない、もう一方の端、位置メッシュの約1.5センチ× 1.5cmの部分でのように。の間にメッシュをブロックし、チューブ開口部の上部にある1 mLのピペットチップとの位置より広い終わりの先端をカット。この部分はピックアップして、成人の酢のハエ（図2）を操作するために使用されます。 </li><li>顕微鏡のスライドを取ると大体長辺の中央にある歯科ワックスのピースを置きます。それpositioの上にガラスをカバーするNaのは、わずかにワックスを直接顕微鏡下でショウジョウバエの視覚化を妨げる最上部、下ではないことを確認して、上向きに（〜30）傾ける。縦引き手でガラス電極を引き出します。その先端は薄く、2番目と3番目の触角のセグメントの間に収まるように十分な柔軟性、そして録音のためにアンテナの安定を保つ必要があります。ワックスの別の部分にガラス電極を置き、十分先端が低下した場合は、カバーガラス（図3A）のコーナーに到達することを、カバーガラスの側面上に置きます。 </li><li>目的の遺伝子型の大人のハエのボトルやバイアルから作業し、その場で吸引器を使って大人酢のフライをピックアップ。女性が通常のため、その大きなサイズから使用されていますが、男性も使用することができます。エスケープからハエを避けるために、1 mLのチップの上に200μLのピペットチップを置きます。フライを200μLピペットの先端の終わりに向かって押されているように、チューブに吹く。数ミリ離れてハエ自体からかみそりの刃を持つピペットチップの広い方の端をトリミングして、バックアウトからハエを防ぐために、いくつかのワックスを挿入します。顕微鏡下で、動物を傷つけないように注意を払って、ショウジョウバエの頭部の近くで再びカット。小さなピペットの先端で、目の約半分は先端（図3B）から押し出すようにフライのヘッドを強制的にワックスを押してください。その足も同様に出ていない、または彼らがレコーディングして移動すると干渉する可能性があることを確認してください。 </li><li>ワックスのピースのフライ、上を向いて頭をマウントし、カバーガラスの前のスライドの上に置きます。アンテナを拡張し、ガラスの上に物を置かないように、ガラスの角に対してわずかに頭を押してください。 2番目と3番目の触角のセグメント（図3B）との間にガラスキャピラリーの先端を下げます。 </li><li>アンテナの異なる部分は異なる感覚器の種類にアクセスできるようになります。特定の実験のニーズに応じて、アンテナは異なる感覚器の種類へのアクセスを許可するように異なる指向になる必要があります。私たちの例のように大規模なbasiconic感覚器から録音するには、アリスタは、ガラス（図3B）にプッシュされています。 </li></ol> 5。昆虫準備： ハマダラカ上顎palps <ol><li>電動吸引器（図2E）を使用して、小さなプラスチック製のケージ（図2F）で40から60まで3-5日の古い蚊を（混合オスとメス）を収集。蚊は25から28で昆虫インキュベーターや昆虫館で、すなわち、通常の条件下で飼育されている必要があります° Cで70〜80％の湿度。彼らは寒さで麻酔されるまで約15分間氷上で動物と一緒に小さなプラスチック製のケージを置きます。動物は移動を停止した後、手続き中に氷の上の動物の残りの部分を維持、一度に顕微鏡下のステージにのみ4月6日の動物を譲渡する。女性が通常のため、CO 2への感受性が使用されていますが、男性も使用することができます。彼らのアンテナの構造（フィラメントのような男性の女性、の羽のような）から判断すると、メスまたはオスの蚊を選択し、それらを固定するために微細な鉗子で羽や脚を取り外します。乾燥剤からそれらを防ぐために、下部の湿紙と小さなプラスチックのカップに保管してください。 </li><li>両面テープの2つの部分（長さは約1センチ）が互いに平行に（〜1センチは離して）、中央に、スライドガラス（図3C）の側に置く。細かい鉗子を使用して、解剖顕微鏡下で、中央のテープに蚊を配置し、横にそれを回すと、テープ上にその身体と片目を貼り付けます。両方palpsがテープ（図3D）に平行に延びるように上顎palpsの位置を調整します。ベースでとpalps（図3D）の先端の両方薄い文字列（例えば、ヒトの毛を）置くことによって上顎palpsを修正。中央のテープはすべての記録（図3C）の後に交換する必要がある一方側のテープは、薄い文字列のためのリポジトリとして使用されます。 </li></ol> 6。録音キイロショウジョウバエ <ol><li>低倍率と位置をほぼ視野（FOV）の中央（図4B）のアンテナで顕微鏡（図4A）の下にスライドを置きます。ゆっくりと参照電極がフライと記録電極がアンテナの近くにある（図4C）の眼の近くに位置するように電極を下げます。倍率と再位置FOV（図4D）の中央にアンテナを増やします。 </li><li>アンテナを指して、ハエの頭部への臭気の送達デバイスの近くに配置。 </li><li>低倍率（図4C）で、フライのアイに参照電極を挿入する。その表面に触れることなく、アンテナの上に記録電極を下ろします。 </li><li>高倍率への切り替え、マイクロマニピュレータと記録電極を制御し、選択した感覚子（図4D）に挿入します。感覚子の長さに沿った任意の点は記録に適しています。一度感覚子の内部に、電極が遠い（場合によっては全ての手段を介して）にプッシュすることができます。対雑音比よりよい信号を得ることができる。電極は、感覚子になると、細胞の自発的活動を検出することができます。 </li></ol> 7。録音ハマダラカ <ol><li>低倍率（10倍）とほぼFOVと上部の頭の真ん中に位置上顎のpalpsので顕微鏡下でスライドガラスを配置し（図4E）。 palpsのいずれかが記録電極と直角になるまでステージを回転させます。 </li><li>参照電極は、ちょうど蚊と記録電極は、上顎palpsの近くにあるの眼の上方に位置されるように、電極の高さを調整します。 </li><li>それはできるだけ近いpalpsになるように臭気の配信デバイスを入れます。 </li><li>低倍率（10倍）で、目の中に参照電極を挿入し、高倍率（100倍）に切り替え、PALPでペグの感覚子（図4F）に記録電極を挿入する。電極は、感覚子になると、細胞の自発的活動を検出することができます。 </li></ol> 8。代表的な結果感覚子と録音の質に応じて、一つは、単一のトレース内の嗅覚神経細胞の異なる番号を区別することができます。 キイロショウジョウバエの大basiconic感覚器では、例えば、スパイクの振幅が異なる2〜4セルの録音9、10の間に表示されます。 私たちのビデオの実験では、 ショウジョウバエ AB2感覚子は、2つのセル、セル（図5、青いスパイク）とB細胞（図5、緑のスパイク）を示しています。唯一の細胞は、メチル、酢酸の10 -6希釈（図5B）に応答しながらどちらの細胞は、パラフィン油（図5A）の適用時にアクティブ化されます。 ハマダラカの小顎鬚には、溝付きペグ感覚子には3つのセルが含まれていますが、2つだけは簡単に（図5C、青と緑のスパイク、それぞれ）差別されています。ビデオの実験では、B細胞は（図5D）1 -オクテン-3 -オールの10 -7希釈に応答する方法を示します。 <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="図1" /> 図1。電極シャープナー 電極削り装置の（A）一般的なビュー。（B）注射器の開口部に横に電極先端から（C）クローズアップ電極（右）シャープに使用される0.5 M KOHを（左）。入った注射器。 <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="図2" /> 図2。フライアスピレーターと蚊の吸引器を準備する方法 （A）材料の開始：。。。のエアラインのプラスチックチューブ、2つの切断ピペットチップ、およびメッシュを（B）フライ吸引器、それが完了すると（C）酢のハエをキャッチするために使用されるエンドの詳細は、（D）詳細フライアスピレーターのもう一方の端。（E）蚊のコレクションのための電動吸引器は、本体と取り外し可能なプラスチック製のケージで構成されています。蚊用（F）取り外し可能なプラスチック製のケージ。 <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="図3" /> 図3。ショウジョウバエ（ キイロショウジョウバエ ）と記録のためのマラリア蚊（ ハマダラカ ） を準備 （A）酢の画像は、顕微鏡下でそれを配置する前に、スライド上にマウントされて飛ぶ。（B）ガラスキャピラリーによって所定の位置に保持されているアンテナとショウジョウバエの頭部のクローズアップ。（C）蚊の画像が上に搭載スライド（D）クローズアップテープで貼り口吻とpalpsと蚊の頭の。 <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="図4" /> 図4。ショウジョウバエ（ キイロショウジョウバエ ）とマラリア蚊（ ハマダラカ ）からの録音 （A）電気生理学のセットアップの表示。（B）クローズアップ、フライの準備が顕微鏡に搭載された。フライアンテナの記録電極（左）、臭気デリバリーシステム（中央ピペット）、および記録電極（右）のそれぞれの位置を注意してください。（C）10 ×目標の下にフライの画像。（D）画像の下に100xの目的;。レコーディングのためにマウントされている蚊の非感覚毛（矢頭）の間に散らばっ大きなbasiconic感覚器（矢印）、（E）10 ×ビュー蚊のPALPとペグ感覚子（矢印）の（F）高倍率ビュー。 。 <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="図5" /> 図5。 キイロショウジョウバエからの録音の例とハマダラカ （A） キイロショウジョウバエのAB2の感覚子には2つの感覚ニューロン収容する;。。細胞（青スパイク）とB細胞（緑のスパイクを）（B）10 -6酢酸メチルのアプリケーションの間とB細胞（C）細胞（青スパイク）とB細胞（緑スパイク）10 -7ペグ感覚子へ1 -オクテン-3 -オールの（D）アプリケーション、。 ハマダラカのペグ感覚子は2つの感覚ニューロンを収容する。

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

嗅覚手がかりは、食料源、潜在的な仲間、そして捕食者を識別するために、生物によって使用されます。嗅覚ニューロン（OSNsは）外部からの刺激や情報が処理される脳の高次中枢との間の最初のリレーの中心です。 キイロショウジョウバエやハマダラカでは、OSNsは簡単にアクセス可能であり、臭気のパフで刺激しながら、その電気的活動をモニターすることができます。 <p...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

嗅覚は、食品、仲間、捕食者、および産卵部位3を見つけるために昆虫のために不可欠です。昆虫嗅覚神経細胞は（OSNs）嗅覚器官の表面を覆う感覚器と呼ばれる感覚毛、で囲まれています。各感覚子の表面は、経由する付臭剤が通過すると、特定の感覚子に収容OSNsの感覚樹状突起をbathes感覚子リンパと呼ばれる液体に溶解、小さな孔で覆われている。 OSNの樹状突起は、その昆虫の機能の臭気依存性イオンチャネル4、5として、嗅覚受容体（OR）タンパク質を発現。論理和のいずれかが増大したり、OSNの基礎発火率を減少させると匂い物質の相互作用。活動電位の形でこのニューロン活動は、品質、強度、そして匂い6,7の時間特性の最初の表現を体現しています。 これらの感覚毛への容易なアクセスを考えると、それは、参照電極は、昆虫の目や身体のリンパ節に置かれている間、感覚子リンパに記録電極を導入することにより、単一OSNsから細胞外記録を行うことが可能である。一から四OSNs間ショウジョウバエ 、感覚器家の中で、しかしそれぞれのOSNは、通常、特徴的なスパイクの振幅が表示されます。スパイクソーティングの技術は個々のOSNsにスパイク応答を割り当てることが可能となります。この単一感覚子記録（SSR）技術は、感覚子リンパとOSNs 1、2、8の受容体活性によって生成される電気的なスパイクのような参照電極間の電位差を監視します。匂い物質に対する応答のスパイク数の変化は、昆虫でコーディング匂いの細胞学的根拠を示している。ここで、我々は現在、 キイロショウジョウバエやハマダラカにSSRを実行するために私たちのラボで使用される調製法を説明し、感覚子特異的に着臭剤により誘導される代表的なトレースを示しています。

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

臭気物質の嗅覚ニューロンの電気生理学的応答は、単一感覚子記録を使って昆虫で測定することができます。このビデオの記事では、ショウジョウバエの触角の単一感覚子記録を実行する方法を紹介します（<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;）とマラリアの蚊（の上顎palps<em&gt;ハマダラカ</em&gt;）。

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

single-sensillum-recordings-insects-drosophila-melanogaster-anopheles

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K ビュー.  Rockefeller University. 臭気物質の嗅覚ニューロンの電気生理学的応答は、単一感覚子記録を使って昆虫で測定することができます。このビデオの記事では、ショウジョウバエの触角の単一感覚子記録を実行する方法を紹介します（キイロショウジョウバエ）とマラリアの蚊（の上顎palpsハマダラカ）。

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Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

シングルユニット in vivoで</emラットの視交叉から>録音

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

神経科学

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

の巨大線維経路からの電気生理学的記録 D.キイロ</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

でProprioceptorsの可視化<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫および蛹

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

の中枢神経系における単一細胞のラベリング<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

における自発運動量の測定<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

行動アッセイの染色昆虫：麻酔の配偶行動<em&gt;ショウジョウバエ</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

で社会空間に影響を与える条件<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

でMARCMベースのクローンのMechanosensationための行動アッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

使用して報酬を求める行動の変化を測定するための簡単な方法<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...