Name: measuring physiological responses of drosophila sensory neurons to lipid pheromones using live calcium imaging
Uploaded: 2016-04-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging at JoVE.com

This work was supported by the Singapore National Research Foundation (grant NRF-RF2010-06 to J.Y.Y.).

1.試料の調製<ol><li> UAS-GCaMP5G 19ハエ（; P {20XUAS-IVS-GCaMP5G} attP40 1118ワット ）にGal4の 3,22ドライバーラインを通過。クロスは、25℃で成長させます。 注：生成は、蛍光シグナル強度を高めるために助けることができるのGal4またはUAS-GCaMP導入遺伝子の複数のコピーに飛びます。 Gr68a-Gal4ドライバーの制御下で発現された場合UAS-GCaMP導入遺伝子（UAS-GCaMP3）の以前のバージョンは、非常に微弱な蛍光強度を示しました。 <ol><li>収集し、分離セックス新たeclosed大人のハエによって、25℃で引き上げます。 注：GCaMP5Gの蛍光のベースラインレベルは14から28日の間熟成させハエにおける最適です。性別によってハエを分離することにより、神経応答に影響を与える可能性があり、社会的相互作用の可能性を排除します。 </li></ol></li><li> CO 2の穏やかな流れの下でハエを麻酔。 </li><li> Fを添付最初の0.17ミリメートルのカバースリップの中央にマニキュアの小滴を配置することにより、カバーガラスにLY。静かに明確なマニキュアの降下にその側にフライを配置し、全体の低下はハエで覆われていることを確認してください。 </li><li> 8X倍率で使用される解剖実体顕微鏡、下の手順1.5と1.6を実行します。 </li><li>ハエの前肢を拡張するために湿った絵筆を使用してください。第1,5足根のセグメント（ 図2A）の上にテープの2つの薄いストリップを配置することによって所定の位置に前足を固定します。これは、イメージング（ 図2B）のための足根セグメントT2-T4を公開します。 </li><li>口先上の画像ニューロンに、唇弁（ 図2C、D）を露出する吻の演壇の上にテープの薄いストリップを配置します。 </li><li>カバーガラスの表面上を流れるの解決策を防ぐために、PAPペンでフライの周りに疎水性の障壁を描画します。取り付けの30分以内に測定を行います。 </li></ol>刺激の調製溶液<ol><li>親油性リガンドを希釈PBST溶液中（例えば、本研究で使用CH503、など）：137のNaCl、2.7ミリモルのKCl、10mMののNa 2 HPO 4、1.8mMのKH 2 PO 4、0.1％トリトンX-100（v / v ）; pHは7.4。 <ol><li> PBSTを用いて、リガンドの1mg / mlの原液を作成します。 PBSTを用いて、原液のすべての後続の希釈液を調製します。 注：目的のリガンドの溶解性に応じて、異なる溶媒リガンドを溶解するために必要とされ得ます。種々の溶媒中でCH503の溶解度は、 表1に記載されている。他の溶媒と異なり、PBSTで蛍光の増加を生じませんでした。 </li></ol></li></ol>味覚ニューロンおよび画像取得の3刺激<ol><li> 10μlのピペッターを使用して、瞼のセグメント上にPBST10μlのを配置します。 注：このステップは、足を湿らし、漂流から足根セグメントを防ぎます。 </li><li> suコマンドのカメラを持つ光学系を使用してください高時間分解能に優れた蛍光シグナルを達成するためにfficient速度と感度。 注：この研究のために我々は（ 材料リストを参照してください）スピニングディスク共焦点顕微鏡とsCMOSカメラを使用していました。 </li><li>撮像されるべき特定の瞼板セグメントとニューロンを選択してください。 3刺激前の共焦点Z-スタックを取得します。 <ol><li>理想的には、まだ全体の細胞容積をキャプチャしながら、最大の時間分解能を可能にするのに十分に高速で取得設定を使用します。例取得設定は次のとおりです。200ミリ秒露出、2秒ごとに撮影し、×2 2と6×0.5μmの2光学切片をビニング。 注：固定化された脚はGCaMP信号の識別可能な漂白で、30秒間隔で、最大10分間正常に撮像されています。長時間録画のために、脚はカバースリップ上の所定の位置に非常に強固に保持されていることを確認してください。 </li><li>最高の信号対雑音全体IMA中に最小限の光退色で達成するためのレーザパワーを最適化します政権を銀杏。ここで説明する実験のために、脚と口吻にGr68aとppk23味覚ニューロンの両方を撮像するための30％の送信時に491 nmのダイオードレーザー（100ミリワット）を使用します。まだ十分な空間分解能を達成しながら、より短い露光時間を可能にするために2×2ビニングを使用してください。 注：レーザパワー設定値が1.2〜4.5の倍の増加の範囲の蛍光変化の検出を可能にするように最適化しました。 </li></ol></li><li>ピペット瞼のセグメントへの刺激溶液10μl。対照実験のために、PBSTの別の10μlを添加します。すぐに117刺激後の画像を取得します。 注：取得された刺激後画像の数は、蛍光の最大変化が達成された時間（約2分）に基づいています。 <ol><li>重要なステップ：これは前脚が所定の位置から移動しますので、準備にソリューションをピペット一方で、ピペットチップでフライに触れることはありません。 注：別の方法として、使用正確に結像される瞼のセグメントに近い刺激を含むガラスキャピラリーを配置するマイクロマニピュレーター。製造元の指示に従って、細胞内マイクロインジェクションディスペンサーを使用して、刺激の制御されたボリュームを提供します。 </li></ol></li></ol> 4.画像処理と解析：応答の定量<ol><li>フィジー（用いた共焦点Z-スタックの一連開き<a href="http://fiji.sc/Fiji" target="_blank">http://fiji.sc/Fiji</a> ）23またはImageJの（ <a href="http://imagej.nih.gov/ij/" target="_blank">http://imagej.nih.gov/ij/</a> ）24画像解析および処理ソフトウェアを。 </li><li> 120の時点のそれぞれについて、すべての6つのZスライスの和強度投影を行います。 <ol><li> 「イメージ」の下の「スタック」オプションを選択します。さらに、「Z投影」オプションを選択し、開始スライスとストップスライスとして「4」と「1」を入力します。投射型の場合は、Rを選択20;和スライスすべての時間枠」をプルダウンメニューから、とは選択します &quot;&quot;。 </li></ol></li><li>細胞体または神経突起の周りに境界線を描くようにフリーハンド選択ツールを使用して、関心領域（ROI）を定義します。 「分析」ラベルをクリックし、「ツール」の「ROIマネージャー」オプションを選択します。 </li><li> 「分析」メニューとの統合密度、面積、平均値、最大グレー値とラベルのボックスをチェックの下、「測定値の設定」オプションを選択することにより、ROIの蛍光を定量化します。そして、ROIマネージャのメニューの下の「詳細」オプションを選択し、さらに「マルチ測定」オプションを選択します。 注：これは、選択した各パラメータの値を持つポップアップボックスを生成します。 </li><li>ピクセルのいずれも（16ビットカメラ用に例えば 、65535）飽和状態に達していないことを確認するために、最大グレー値を確認してください。 注：トンに示す実験について彼の論文は、応答はΔF/ Fの最大増加が観察された場所に応じて、細胞体または神経細胞の突起のいずれかから測定しました。 </li><li>時刻tでの蛍光の最大相対変化（ΔF/ F）を計算し 、次のとおりです。 <img alt="式（1）" src="/files/ftp_upload/53392/53392eq1.jpg" /><ol><li>各F（セル）の値からバックグラウンド蛍光を引きます。バックグラウンド蛍光を定量化するために、検出可能なニューロンを欠い前足（または吻）の領域から同等のサイズと形状のROIの統合密度を測定。 </li><li>刺激後の蛍光を定量化するために、F（セル）T、時点における細胞体またはプロセスのROIの集積密度を測定し、「T」刺激後。 </li><li>予備刺激蛍光、F（細胞）、T = 0を定量化するために、同様に細胞体または工程の前刺激画像を解析ポスト刺激信号。 F（セル） トン = 0を決定するために3つの画像の平均統合密度を使用してください。 </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Candidate+taste+receptors+in+Drosophila.">Candidate taste receptors in Drosophila.</a> Science. 287, 1830-1834 (2000).</li><li>Dunipace, L., Meister, S., McNealy, C., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatially+restricted+expression+of+candidate+taste+receptors+in+the+Drosophila+gustatory+system.">Spatially restricted expression of candidate taste receptors in the Drosophila gustatory system.</a> Curr. Biol. 11, 822-835 (2001).</li><li>Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreceptors+mediate+male-male+repulsion+and+male-female+attraction+during+Drosophila+courtship.">Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship.</a> Cell. 149, 1140-1151 (2012).</li><li>Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+female+aphrodisiac+pheromone+activates+ppk23(+)+sensory+neurons+to+elicit+male+courtship+behavior.">The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior.</a> Cell Rep. 1, 599-607 (2012).</li><li>Vijayan, V., Thistle, R., Liu, T., Starostina, E., Pikielny, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+pheromone-sensing+neurons+expressing+the+ppk25+ion+channel+subunit+stimulate+male+courtship+and+female+receptivity.">Drosophila pheromone-sensing neurons expressing the ppk25 ion channel subunit stimulate male courtship and female receptivity.</a> PLoS Genet. 10, 1004238 (2014).</li><li>Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ppk23-Dependent+chemosensory+functions+contribute+to+courtship+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster.</a> PLoS Genet. 8, e1002587 (2012).</li><li>Koh, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+IR20a+Clade+of+Ionotropic+Receptors+Are+Candidate+Taste+and+Pheromone+Receptors.">The Drosophila IR20a Clade of Ionotropic Receptors Are Candidate Taste and Pheromone Receptors.</a> Neuron. 83, 850-865 (2014).</li><li>Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+taste+of+the+Drosophila+gustatory+receptors.">A taste of the Drosophila gustatory receptors.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 19, 345-353 (2009).</li><li>Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+organs+of+Drosophila+melanogaster:+fine+structure+and+expression+of+the+putative+odorant-binding+protein+PBPRP2.">Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2.</a> Cell Tissue Res. 304, 423-437 (2001).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> J. Neurobiol. 56, 139-152 (2003).</li><li>Rodrigues, V., Siddiqi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gustatory+mutant+of+Drosophila+defective+in+pyranose+receptors.">A gustatory mutant of Drosophila defective in pyranose receptors.</a> Mol. Genet. Genomics. 181, 406-408 (1981).</li><li>Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+antagonistic+gustatory+receptor+neurons+responding+to+sweet-salty+and+bitter+taste+in+Drosophila.">Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila.</a> J. Neurobiol. 61, 333-342 (2004).</li><li>Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+and+cellular+basis+of+taste+coding+in+the+legs+of+Drosophila.">The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila.</a> J. Neurosci. 34, 7148-7164 (2014).</li><li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> J. Vis. Exp. , e51355 (2014).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem. Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Masuyama, K., Zhang, Y., Rao, Y., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+neural+circuits+with+activity-dependent+nuclear+import+of+a+transcription+factor.">Mapping neural circuits with activity-dependent nuclear import of a transcription factor.</a> J. Neurogenet. 26, 89-102 (2012).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structures+of+the+GCaMP+calcium+sensor+reveal+the+mechanism+of+fluorescence+signal+change+and+aid+rational+design.">Crystal structures of the GCaMP calcium sensor reveal the mechanism of fluorescence signal change and aid rational design.</a> J. Biol. Chem. 284, 6455-6464 (2009).</li><li>Miyamoto, T., Chen, Y., Slone, J., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+Drosophila+glucose+receptor+using+Ca2++imaging+of+single+chemosensory+neurons.">Identification of a Drosophila glucose receptor using Ca2+ imaging of single chemosensory neurons.</a> PloS One. 8, e56304 (2013).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+a+GCaMP+calcium+indicator+for+neural+activity+imaging.">Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging.</a> J. Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).</li><li>Shikichi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone+synthesis.+Part+250:+Determination+of+the+stereostructure+of+CH503+a+sex+pheromone+of+male+Drosophila+melanogaster,+as+(3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol+by+synthesis+and+chromatographic+analysis+of+its+eight+isomers.">Pheromone synthesis. Part 250: Determination of the stereostructure of CH503 a sex pheromone of male Drosophila melanogaster, as (3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol by synthesis and chromatographic analysis of its eight isomers.</a> Tetrahedron. 68, 3750-3760 (2012).</li><li>Yew, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+male+sex+pheromone+and+novel+cuticular+cues+for+chemical+communication+in+Drosophila.">A new male sex pheromone and novel cuticular cues for chemical communication in Drosophila.</a> Curr. Biol. 19, 1245-1254 (2009).</li><li>Bray, S., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+putative+Drosophila+pheromone+receptor+expressed+in+male-specific+taste+neurons+is+required+for+efficient+courtship.">A putative Drosophila pheromone receptor expressed in male-specific taste neurons is required for efficient courtship.</a> Neuron. 39, 1019-1029 (2003).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).</li><li>Kaissling, K. E., Zack Strausfeld, C., Rumbo, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptation+processes+in+insect+olfactory+receptors.+Mechanisms+and+behavioral+significance.">Adaptation processes in insect olfactory receptors. Mechanisms and behavioral significance.</a> Ann. N. Y. Acad. Sci. 510, 104-112 (1987).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, 986-996 (2001).</li><li>Koepsell, K., Wang, X., Hirsch, J. A., Sommer, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploring+the+function+of+neural+oscillations+in+early+sensory+systems.">Exploring the function of neural oscillations in early sensory systems.</a> Front Neurosci. 4, 53 (2010).</li><li>Berridge, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inositol+trisphosphate+and+calcium+signalling.">Inositol trisphosphate and calcium signalling.</a> Nature. 361, 315-325 (1993).</li><li>Busch, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tonic+signaling+from+O(2)+sensors+sets+neural+circuit+activity+and+behavioral+state.">Tonic signaling from O(2) sensors sets neural circuit activity and behavioral state.</a> Nat Neurosci. 15, 581-591 (2012).</li></ol>

The authors declare that there are no competing financial interests.

ここでは2つの異なる感覚器官にショウジョウバエ末梢ニューロンのライブカルシウムイメージングを実行する方法について説明します。 Ca 2+が CH503は、用量依存的かつ定量的であったフェロモンリガンドによって誘導されるGr68a-ニューロンにおけるGCaMP蛍光応答を-evoked。このような相性や強壮剤応答など、さまざまな神経応答パターンを識別することも可能でした。 <p class...

動物は生存と繁殖のための本質的な意思決定を媒介するために、嗅覚や味覚情報に依存しています。検出され、神経系によってどのように処理されるか化学感覚手がかり理解することは、感覚受容体（複数可）および対応する化学リガンドの同定を必要とする。 ショウジョウバエは、揮発性および非揮発性化合物の驚異的な多様性を検出し、生理を研究する中で優れたモデルですchemosensationのメカニズム。嗅覚器官が揮発性分子を認識しながら、味覚器官は低揮発性化合物を検出するために特化されます。ここでは、直接、低揮発性、親油性リガンドにキイロショウジョウバエの味覚器官からの神経細胞応答を測定するための方法を提示します。 ハエの味覚器官は前足、口吻、および翼を含みます。 sに応答する感覚器として知られている毛様構造は、味覚器官の表面に分布していますugars、ビター、塩、水およびフェロモン8。感覚子は味の剛毛と味ペグ9に形態学的に分類されています。ロング（L型）に分類されている唇弁上の約31味覚毛、ショート（Sタイプ）と中間（i型）形態があります。糖に生理的に応答する&#39;L&#39;と&#39;s&#39;の感覚器家4感覚ニューロン（S細胞）、低塩（L1細胞）、高塩と苦味化合物（L2細胞）と水（Wセル）10 、11。高塩12に他の応答しながら&#39;i&#39;を、低塩と砂糖の両方に応答するそのうちの一つ感覚子家2感覚ニューロンを、。男性の約41味覚感覚器と前足の各々の上に分布し、女性で26感覚器があります。男性と女性の両方のために、脚の中央部に21感覚器、および後肢13で約22感覚器があります。足の味覚感覚器で囲まれた味覚ニューロンはまた、cはL1、L2、WとSタイプにlassified。 単一ニューロンからの電気的活動を測定するための1つの標準的な方法は、イオンの流れを記録するために、細胞外または細胞内の電極を使用します。電極の測定は、神経機能は、 ショウジョウバエの種、蛾、および神経標識のために大規模な遺伝子ツールを欠いているミツバチなどの非モデル生物で研究することを可能にします。しかし、電気生理学的方法は、日常的に、このアプローチを適用し、 ショウジョウバエの味覚感覚器4,13,14の活性を測定するために使用されてきたが、いくつかの技術的な課題を提示します。まず、味の剛毛は形態および空間的な位置に基づいて特定する必要があります。識別されると、電気生理学的測定は、感覚器の小型化、による位置に制限のアクセシビリティ、および毛の味に化学的刺激の制御されたボリュームを適用することの難しさによって妨げことができます。また、感覚器を刺激は、複数の信号を生成することができますニューロンのタイプ15。第二、電気信号​​の検出は、機械的振動や電子機器からのノイズに起因するバックグラウンドノイズによって混乱することができます。誤っ14を使用する場合第三に、先鋭化電極の使用は、フライの準備を損傷する可能性があります。最後に、電気生理学リグを組み立てると、刺激送達、信号記録、及びデータ分析のための特殊な電子部品を必要とし、高価であることができます。 D.でショウジョウバエ 、遺伝的にコードされたツールの利用可能性は、ニューロンの小集団の応答を検討することを可能にする画像化技術の開発が容易になりました。このようなアプローチの1つは、CaLexAレポーター16を使用することです。この方法では、のLexA-VP16転写因子及びカルシウム感受性タンパク質NFATをコードする遺伝子配列が一緒に融合されます。プロテインホスファターゼカルシニューリンのカルシウム活性化は、NFATの脱リン酸化を触媒し、順番に、facilita核へのインポートをTES。核内部に、LexAのドメインは、このように機能的に活性化されたニューロンの持続的な同定を可能にする、緑色蛍光タンパク質（GFP）レポーターの発現を導くLexAop-DNA結合モチーフに特異的に結合します。アプローチは、付臭剤16へのライブハエの暴露後の触角葉における特定の嗅覚糸球体の応答を測定するために成功裏に使用されてきました。最近、IR52c味覚受容体ニューロンの生理学的反応はCaLexA 7を使ってライブハエから測定しました。しかしながら、この研究のために、それは、GFPの転写を増強するために最大6週間齢のハエに必要でした。抗GFP抗体で免疫染色するCaLexA信号をブーストするために使用することができるが、この方法は、このように生細胞イメージングの可能性を排除し、組織の固定を必要とするであろう。 遺伝的にコードされたカルシウム指標タンパク質GCaMPも広範囲の数の神経細胞応答を研究するために使用されてきました種17。タンパク質GCaMPは、神経刺激の前に、低強度で蛍光を発します。刺激の適用は、Ca 2+の流入で、その結果、神経細胞に活動電位をトリガします。 Ca 2+に結合したGCaMPは、それが明るい強度（ 図1）と蛍光を引き起こし、コンフォメーション変化を受けます。最近開発された単一ニューロンカルシウムイメージング法は、前足特定Gr61aの味覚ニューロン18のリガンドとしてグルコースを同定しました。本研究では、Gr61aの味覚ニューロンにおいてGCaMPを発現するトランスジェニックショウジョウバエから解剖前足は、撮像前にアガロースの層で覆われていました。しかしながら、解剖組織の使用は、測定時間と検出感度を制限し、GCaMP発現の最終的荒廃を引き起こすことができます。また、アガロースは、高い蛍光のバックグラウンドレベルとその光散乱特性に対する感度を制限することができます。 TOこれらの欠点のいくつかを解決、我々は前脚と口吻無傷の動物の味覚ニューロンからの生理的反応を記録するGCaMP媒介カルシウムイメージングの使用を記載しています。我々は（3 R、11 Z、19 Z）-3-アセトキシ-11,19-octacosadien -1-オール（CH503）20、 ショウジョウバエの脂質フェロモンに遺伝的にコードされGCaMP5G 19を表現Gr68aとppk23ニューロンの生理学的応答を示します21。ニューロンの応答は、フェロモン刺激時GCaMP5G信号の蛍光の増加を定量することによって測定されます。このプロトコルでは、ニューロンは、個々の細胞内の神経活動のパターンを区別するのに十分である120秒の総持続時間のために結像されます。

<table><tbody><tr><td>Gr68a-Gal4</td><td></td><td></td><td>Gift from H. Amrein (Texas A&amp;amp;M Health Science Center, TX, USA) and J. Carlson (Yale University, CT, USA)</td></tr><tr><td>ppk23-Gal4</td><td></td><td></td><td>Gift from K. Scott (Univ. of California, Berkeley, CA, USA)</td></tr><tr><td>UAS-GCaMP5&amp;nbsp;</td><td></td><td>42037</td><td>Bloomington Drosophila&amp;nbsp; Stock Center</td></tr><tr><td>0.17 mm coverslip (Gold-Seal coverslip)</td><td>Electron Microscopy Services</td><td>63790-10</td><td></td></tr><tr><td>Nail polish, &quot;Hard as Nails Clear&quot;&amp;nbsp;</td><td>Sally Hansen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PAP pen</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>Z377821</td><td></td></tr><tr><td>Paint brush</td><td></td><td></td><td>fine-tipped brush</td></tr><tr><td>Tape&amp;nbsp;</td><td>Scotch brand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>13021</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, lab grade</td><td>Merck</td><td>10094</td><td></td></tr><tr><td>Hexane, HPLC grade</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>H303SK-4</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>472301</td><td></td></tr><tr><td>PBST</td><td></td><td></td><td>Recipe described in the protocol section</td></tr><tr><td>CH&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;0&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>Synthesis described in Mori &lt;em&gt;et al.&lt;/em&gt;, 2010</td></tr><tr><td>sCMOS Camera (ORCA Flash4.0)</td><td>Hamamatsu&amp;nbsp;</td><td>C11578-22U</td><td></td></tr><tr><td>Microscope (Ti-Eclipse)</td><td>Nikon</td><td>Ni-E</td><td></td></tr><tr><td>Spinning Disk Scan head&amp;nbsp;</td><td>Yokogawa</td><td>CSU-X1-A1</td><td></td></tr><tr><td>Aquistion Software (MetaMorph Premier)</td><td>Molecular Devices</td><td>40002</td><td></td></tr><tr><td>Fiji software</td><td>open source</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://fiji.sc/Fiji&quot;&gt;http://fiji.sc/Fiji&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

measuring physiological responses of drosophila sensory neurons to lipid pheromones using live calcium imaging

哺乳類とは異なり、このようなショウジョウバエなどの昆虫は、複数の味覚器官を持っています。脚、吻、翼とショウジョウバエの産卵管上の化学感覚ニューロンは、味覚受容体1,2、イオンチャンネル3-6、揮発性および不揮発性の感覚手がかりの検出に関与するイオンチャネル型受容体7を発現します 。これらのニューロンは、直接、食品、有害物質やフェロモンのような味物質に接触し、したがって、このような給紙、産卵や交配などの多くの複雑な動作に影響を与えます。電極記録とカルシウムイメージングは​​、広くこれらの味物質によって誘発される神経細胞の応答を定量するために、昆虫に使用されてきました。しかし、電気は特殊な装置を必要とし、単一の味感覚子からの測定値を得ることは、細胞型、サイズ、および位置に応じて技術的に困難であることができます。また、 ショウジョウバエにおける単一ニューロン分解能は味の感覚器の侯ので、達成することが困難な場合が化学感覚ニューロンの複数のタイプがSE。ここに記載のライブカルシウムイメージング法は、ライブハエにおける単一味覚ニューロンの応答を測定することができます。この方法は、水性溶媒中で低い溶解度を有する脂質フェロモンおよび他のリガンドタイプのニューロンの応答を画像化するために特に適しています。

GCaMPのカルシウム指示薬を遺伝子Gr68a-GAL4またはppk23-Gal4のドライバを使用して発現させました。前脚の神経細胞および非神経支持細胞の異なる集団は、各ドライバ（ 図3A-C）によって標識されています。親油性フェロモンCH503へのリガンド特異的応答はGr68a-GAL4とGCaMP（ 図3D）を発現ppk23-Gal4の細胞で観察されました。 GCaMP5G信号（ΔF/ F）...

Watch this Scientific Journal Video about Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging at JoVE.com

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

の生理反応を測定します<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;ライブカルシウムイメージングを使用して脂質フェロモンの感覚ニューロン

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

measuring-physiological-responses-drosophila-sensory-neurons-to-lipid

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

8.5K ビュー.  Temasek Life Sciences Laboratory. The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone. 

ビデオ: Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Loading Drosophila Nerve Terminals with Calcium Indicators

Calcium plays many roles in the nervous system but none more impressive than as the trigger for neurotransmitter release, and none more profound than as the messenger essential for the synaptic plasticity that supports learning and memory. To further elucidate the molecular underpinnings of Ca2+-dependent synaptic mechanisms, a model system is required that is both genetically malleable and physiologically accessible. Drosophila melanogaster provides such a model. In this system, genetically-encoded fluorescent indicators are available to detect Ca2+ changes in nerve terminals. However, these indicators have limited sensitivity to Ca2+ and often show a non-linear response. Synthetic fluorescent indicators are better suited for measuring the rapid Ca2+ changes associated with nerve activity. Here we demonstrate a technique for loading dextran-conjugated synthetic Ca2+ indicators into live nerve terminals in Drosophila larvae. Particular emphasis is placed on those aspects of the protocol most critical to the technique's success, such as how to avoid static electricity discharges along the isolated nerves, maintaining the health of the preparation during extended loading periods, and ensuring axon survival by providing Ca2+ to promote sealing of severed axon endings. Low affinity dextran-conjugated Ca2+-indicators, such as fluo-4 and rhod, are available which show a high signal-to-noise ratio while minimally disrupting presynaptic Ca2+ dynamics. Dextran-conjugation helps prevent Ca2+ indicators being sequestered into organelles such as mitochondria. The loading technique can be applied equally to larvae, embryos and adults.

Calcium is a ubiquitous messenger in the nervous system, essential for triggering neurotransmitter release and changes in synaptic strength. Here we demonstrate a technique for loading Ca2+-indicators into Drosophila nerve terminals. We also demonstrate fabrication of the required apparatus and emphasize points critical for the technique's success.

カルシウムインジケータ付きのロードショウジョウバエの神経終末

Calcium plays many roles in the nervous system but none more impressive than as the trigger for neurotransmitter release, and none more profound than as ...

生物学

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

の臭気誘発応答のカルシウムイメージングショウジョウバエ触角葉

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

神経科学

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

同定されたニューロンと摂食行動からカルシウム信号の同時記録キイロショウジョウバエ</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model animal for endocrine research, Drosophila melanogaster, which has sophisticated genetic tools and genome information, is being increasingly used. This article describes a method for the calcium imaging of Drosophila brain explants. This method enables the detection of the direct signaling of a hormone to the brain. It is well known that many peptide hormones act through G-protein-coupled receptors (GPCRs), whose activation causes an increase in the intracellular Ca2+concentration. Neural activation also elevates intracellular Ca2+ levels, from both Ca2+ influx and the release of Ca2+ stored in the endoplasmic reticulum (ER). A calcium sensor, GCaMP, can monitor these Ca2+ changes. In this method, GCaMP is expressed in the neurons of interest, and the GCaMP-expressing larval brain is dissected and cultured ex vivo. The test peptide is then applied to the brain explant, and the fluorescent changes in GCaMP are detected using a spinning disc confocal microscope equipped with a CCD camera. Using this method, any water-soluble molecule can be tested, and various cellular events associated with neural activation can be imaged using the appropriate fluorescent indicators. Moreover, by modifying the imaging chamber, this method can be used to image other Drosophila organs or the organs of other animals.

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

This paper describes a protocol for ex vivo calcium imaging of the Drosophila brain. In this method, natural or synthetic compounds can be applied to the buffer to test their ability to activate particular neurons in the brain.

Ex Vivoショウジョウバエにおける内分泌シグナル伝達する脳の反応を可視化するためのカルシウム イメージング

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

ショウジョウバエメラメラノガスターにおける学習誘発シナプス可塑性の生体内光学カルシウムイメージング

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

In Vivo Calcium Imaging of Taste-Induced Neural Responses in Adult Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model organism, Drosophila melanogaster. A key strength of this methodology is its ability to record taste-induced neural responses in awake animals without the need for anesthesia. This approach employs binary expression systems (e.g., Gal4-UAS) to express the calcium indicator GCaMP in specific neurons of interest. This protocol describes a procedure in which flies expressing GCaMP are mounted with the labellum securely positioned, enabling fluorescence in the brain to be recorded at millisecond resolution under a confocal microscope while a solution is applied to the labellum, stimulating all labellar taste sensilla. The examples provided focus on calcium responses in primary gustatory receptor neurons of D. melanogaster. However, this approach can be adapted to record from other neurons of interest within the brain of Drosophilids or other insect species. This imaging method enables researchers to simultaneously record collective calcium responses from groups of gustatory neurons across the labellum, complementing electrophysiological tip recordings that quantify action potentials from individual neurons. The in vivo calcium imaging technique outlined here has been instrumental in uncovering molecular and cellular mechanisms of chemosensation, identifying unique temporal response patterns in primary taste neurons, investigating mechanisms of gustatory modulation, and exploring taste processing in downstream circuits.

A calcium imaging approach enables the recording of taste-induced responses in the brains of awake flies while a solution is applied to the labellum. Primary gustatory responses in Drosophila melanogaster are used as an example, but this protocol can be adapted to study downstream neurons or other species.

インビボ成体ショウジョウバエにおける味覚誘発性神経応答のカルシウムイメージング

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model ...

In Vivo Calcium Imaging Using Synaptically Localized Calcium Sensors in Drosophila melanogaster

Source: Hancock, C. E. et al., <a href="https://app.jove.com/v/60288">In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2019).
This video demonstrates a method for in vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors in flies. It outlines the steps for preparing the flies for microscopy, conducting olfactory conditioning, and visualizing odor-induced calcium influx.

インビボDrosophila melanogasterにおけるシナプス局在カルシウムセンサを用いたカルシウムイメージング

1. Transgenic fruit flies,&#160;Drosophila melanogaster

	Cross female virgin and male flies (raised at 25 &#176;C in 60% relative humidity on a 12 h ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Imaging and Optical Techniques

Drosophila In Vivo Calcium Imaging: A Method for Functional Imaging of Neuronal Activity

Source: Hancock, C. E., et al. <a href="https://www.jove.com/video/60288/" target="_blank">In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes in vivo calcium imaging in Drosophila neurons using GCaMP. The featured protocol clip shows how to record changes in GCaMP fluorescence from mushroom body neurons during an olfactory conditioning experiment.

ショウジョウバエ In Vivoカルシウムイメージング:神経活動の機能イメージング法

Source: Hancock, C. E., et al. In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
...

Drosophila melanogaster（ショウジョウバエ）

成虫

Detecting Physiological Responses from Sensory Neurons in Drosophila

Source: Shankar, S., et al. <a href="https://app.jove.com/v/53392">Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates a method for detecting sensory neuron responses in Drosophila using ligand binding and fluorescence imaging. Ligands bind to neuron receptors, causing calcium influx. The calcium binds to indicator complexes, leading to fluorescence emission, which confirms the neuronal response to the ligand.

ショウジョウバエの感覚ニューロンからの生理応答の検出

1. Sample Preparation

	Cross the Gal4 driver line to UAS-GCaMP5G Drosophila melanogaster flies (w;P{20XUAS-IVS-GCaMP5G}attP40). Allow the cross to grow ...

の生理反応を測定します

要約

さらに動画を探す

この動画の章

カルシウムインジケータ付きのロードショウジョウバエの神経終末

の臭気誘発応答のカルシウムイメージングショウジョウバエ触角葉

同定されたニューロンと摂食行動からカルシウム信号の同時記録キイロショウジョウバエ

Ex Vivoショウジョウバエにおける内分泌シグナル伝達する脳の反応を可視化するためのカルシウムイメージング

ショウジョウバエメラメラノガスターにおける学習誘発シナプス可塑性の生体内光学カルシウムイメージング

インビボ成体ショウジョウバエにおける味覚誘発性神経応答のカルシウムイメージング

インビボDrosophila melanogasterにおけるシナプス局在カルシウムセンサを用いたカルシウムイメージング

ショウジョウバエ In Vivoカルシウムイメージング:神経活動の機能イメージング法

ショウジョウバエの感覚ニューロンからの生理応答の検出

の生理反応を測定します

要約

さらに動画を探す

この動画の章

カルシウムインジケータ付きのロードショウジョウバエの神経終末

の臭気誘発応答のカルシウムイメージングショウジョウバエ触角葉

同定されたニューロンと摂食行動からカルシウム信号の同時記録キイロショウジョウバエ

Ex Vivoショウジョウバエにおける内分泌シグナル伝達する脳の反応を可視化するためのカルシウム イメージング

ショウジョウバエメラメラノガスターにおける学習誘発シナプス可塑性の生体内光学カルシウムイメージング

インビボ成体ショウジョウバエにおける味覚誘発性神経応答のカルシウムイメージング

インビボDrosophila melanogasterにおけるシナプス局在カルシウムセンサを用いたカルシウムイメージング

ショウジョウバエ In Vivoカルシウムイメージング:神経活動の機能イメージング法

ショウジョウバエの感覚ニューロンからの生理応答の検出

Ex Vivoショウジョウバエにおける内分泌シグナル伝達する脳の反応を可視化するためのカルシウムイメージング