この作品は、JCに（対RD）NRSA博士号を取得する前の補助金1F31DC012985によっておよびNIHの補助金によって支えられ私たちは便利技術的なアドバイスのための数値をコンパイルする助けのための原稿、博士ライアンヨセフに有益なコメントを博士リネアワイスに感謝し、博士フレデリックマリオン-POLLだろう。また、4のレビューの有益なコ​​メントに感謝したい。

次のプロトコルは、エール大学のすべての動物保護ガイドラインに準拠しています。 1。試薬および器具の準備<ol><li>録音機器のセットアップ（ 図1A）。 <ol><li fo:keep-together.within-page="always">温度や湿度の大きな変化が無く、また冷蔵庫や遠心分離器などの電気的、機械的ノイズの発生源から分離されているリグのセットアップのための部屋を選択してください。 <img alt="図1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1.jpg" /> 図1。 （A）記録リグセットアップの概要。実体顕微鏡（a）から（b）の参照電極ホルダー（c）の防振プラットフォーム上に搭載されているが、マイクロマニピュレーターを介して、ヘッドステージの（d）とは反対側のプラットフォームに搭載されている。ハエの調製に向け加湿空気流を送出する出口プラスチックチューブ（e）はまた、Tに搭載されているプラットフォーム彼。ヘッドステージは、PC（時間）に接続されているデジタル収集システム（DAS）から（g）に接続され、増幅器（f）は、接続されている。 （B）の電極および出口管の構成：左の参照電極は、右側の電極と、フライの準備に向け空気流出口管を記録<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" target="_blank">拡大画像を表示するにはここをクリックしてください。</a> </li><li>除振台またはプラットフォームの中心にマウント実体顕微鏡。 </li><li>磁気スタンドを使用して、それぞれ、顕微鏡の左右に参照電極/昆虫準備とヘッドステージ/記録電極用マニピュレーターを取り付けます。 </li><li>チューブ開口は、フライプレップの位置の方を向いているように配向顕微鏡の後方（ 図1B参照 ）、第3マイクロマニピュレーターにマウント·出口プラスチックチューブ。 </li><li>で、可撓性プラスチックチューブを用いてタコメータ出口プラスチックチューブ部分的に水で満たされた真空フラスコへ。フライに向けた出口プラスチックチューブを通して加湿した空気流を発生させる、フラスコ内の水を介してバブル空気に小さな水槽のポンプを接続します。 </li><li>直接調製下記のホワイトカード一枚の紙を介して光を反射させて製剤を照明するために出力を向ける振動台オフ実装光ファイバー光源。光源は、テーブル上に置かないようにしてください。注：ペーパーディスク上に光源を反射するの利点は二つある：それは視覚化する感覚器やすくなり、コントラストが向上し、直接光から生じる製剤の加熱を防止する。 </li><li>供給業者のマニュアルに従ってパーソナルコンピュータにデジタル取得システム（DAS）、およびDASへのプラグtastePROBE増幅器。フットペダルトリガを電源に接続し、ワークスペースの下に配置します。注：電気的に絶縁された壁のアンプ用のソケットおよびDASは非常DESIRですでき。 </li><li>電気ワニ口クリップ、絶縁電線や電気テープの長さを使用してテーブルに金属部品を接続することにより、顕微鏡、マイクロマニピュレータ、および光源を接地してください。電気的に電源プラグを介して接地される接地またはDASを構築するに接続することによって、金属プラットフォームを粉砕した。 </li><li>パソコン上で選択したDASのための適切な収集ソフトウェアをインストールします。注：デジタル取得ドライバーは、PC上のオペレーティングシステムと互換性があることを確認してください。 </li><li>ソフトウェア増幅（100×10）を構成し、信号フィルタリング、およびサンプリング·レート（少なくとも10キロヘルツ）（典型的には、ベッセルバンドパスフィルタは、100Hz-3、000ヘルツから設定）。注：味覚ニューロンからの信号振幅が0.5 mVの範囲で、典型的であるので、表示スケールは、その視覚化を容易にするように設定されている。注：100 Hzフィルタは無関係な電気ノイズを除外するのに役立つが、それはスパイクの形状を変化させ、高度なスパイクソーティング形態素を行うことができE挑戦。あるいは、1 Hzフィルタを使用することができる。 </li><li>必要に応じて、ファラデーケージは、全振動テーブルの周りに設定することができます。しかしながら、アルミニウム箔の小さなシートは、通常、外部環境又は調査者によって生成されたノイズを低減するのに十分である。 </li></ol></li><li fo:keep-together.within-page="always">ガラス電極の準備 <img alt="図2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2.jpg" /> 図2を参照し、記録電極（A）と、基準電極に引き込まガラスキャピラリーの倍率下で破断（B）チップのない写真、及び記録電極（C）。白いバーが2ミリメートルを表しています。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" target="_blank">拡大画像を表示するにはここをクリックしてください。</a> <ol><li>リファレンスを引くピペットプラー器具を用いてガラス毛細管から電極。注：ピペットプラープログラムの正確な設定は、機器から機器へ変化します。非常に長い緩やかなテーパーを達成しよう。しかし、十分なために許可しないであろう、電極のテーパー長さの直径はいずれも薄すぎることを確認してください。先端がフライの準備（ 図2Aおよび2B）の前に切断されますので、先端の孔の大きさは重要ではない味覚神経細胞に損傷を与えたり、唾液腺を破裂できた唇弁の固定化、また大きすぎる。 </li><li>ピペットプラー装置を使用して、フィラメントとホウケイ酸ガラスキャピラリーからの記録電極を引き出します。参照電極に比べて浅く、テーパ、そして約10〜15ミクロン（ 図2C）28の孔径を達成しよう。 </li></ol></li><li>味物質のソリューションの準備<ol><li>ビードル - ヴィラエフルシリンガーソリューションを使用してください参照電極電解質としてのTiON（B＆E）。 B＆Eの1リットルを作るために、7.5グラムのNaCl、0.35グラムのKCl、および0.279グラムの塩化カルシウムを溶解させる2∙超純水1リットル中の2H 2 O。 -20℃で、より少量を保存する</li><li>苦味や糖GRN応答が測定される場合、記録電極電解質と味物質溶液25の溶媒として、30mMのクエン酸溶液tricholine（TCC）を使用。水セルの応答が測定される場合に代替的には、1〜3 mMの塩化カリウム溶液を用いることができる。 </li><li>味物質溶液を作製するためには、粉末状で味物質の適切な量を計量し、初期ストック濃度を作るために、TCCに追加する。テストのための所望の濃度を得るために、この最初のストックから、連続希釈液を作るために使用します。注：味物質は、水に容易に溶解しない場合は、エタノールなどの他の溶媒は、初期ストック濃度を作製するために使用することができる。味物質なしのTCCと溶媒の適切な制御ソリューションこの場合に使用されるべきである。 </li><li> -20℃での店舗ずつ長期的味物質の化学的特性に応じて、最大で一週間使用を記録するために、4℃で味溶液の1の作業分量に保管してください。 </li></ol></li></ol> 2。 ショウジョウバエの準備<img alt="図3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3.jpg" /> 図3。記録ハエの作製。ハエの背側胸部に参照電極の（A）の挿入位置。白矢印は、基準電極を示す。 （B）参照電極の中間位置は：首と頭を通って前進、口吻はまだ拡張されていない。 （C、D）唇弁内側電極の先端部と、口先で最終位置に参照電極とフライ完全に拡張した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" target="_blank">拡大画像を表示するにはここをクリックしてください。</a> <ol><li>温度と湿度が管理された条件下で増殖させた手入れの行き届いたフライ培養から記録するため、新たに孵化ハエを収集し、記録する前に、それらを新鮮な培養バイアル中の5-10日を熟成。 </li><li>フライを準備する前に、15〜30分間氷上で顕微鏡プレートを冷やす。 </li><li>このような脊髄針と1ミリリットルの注射器のような直径0.5mmの長い、薄いプラスチックの針を用いて、B＆Eの溶液を用いて埋め戻しガラス参照電極、ゆっくり気泡をタップします。ピンセットを用いてオフチップの少量を破壊し、解剖顕微鏡下で観察し、組織に残りのすべての気泡を引き出す毛細管現象を使用しています。 </li><li>スライドB＆気泡を導入しないように注意しながら、基準電極ホルダーのワイヤ上に基準電極をE-満たした。 </li><li>吸引物は、構築されたフライアスピレーターを使用して、P200のピペットチップに飛ぶチューブ、メッシュ、およびピペットチップから、30〜60秒間、アイスバケットと寒さでの29場所。 </li><li> 、氷から顕微鏡プレートを取り外し水分を拭き取り、顕微鏡下に位置。優しく顕微鏡プレートにピペットチップの外に飛んでタップします。 注意：ハエは十分に簡単に操作するために、固定化されるべきである。 </li><li>鉗子の他のペアで胸部に安定を保持しながら、低倍率で、優しく、鉗子の1対の前足を削除します。背側を上に向け、その腹側にフライを置きます。注：常に機械的損傷を最小限にするための準備プロセス中にすべての回でピンセットで唇弁に触れないように注意してください。 </li><li>鉗子の1対の場所にフライを保持した状態で、後部背側胸部の正中線に参照電極を挿入します。エントリの推奨角度は、ヘッド（ 図3A）の方向に約45度である。 </li><li>参照electrodを確保フライは、高倍率での顕微鏡下に見えるように粘土とEホルダー。二対の鉗子を用いて基準電極ホルダーに向かってフライをスライドさせて、首と頭を介してガラス電極を操縦角度。注意：すぐにはなくスムーズに動作します。ハエがまだ冷たい（ 図3B）からの固定化されている間は、この手順を完了する方が簡単です。 </li><li>ガラス参照電極のさらに下に飛ぶをスライドさせながら、電極の先端が唇弁の中にあると口吻が完全に（ 図3Cおよび3D）に拡張されるまで、慎重に、鉗子の1対の口吻を拡張します。注：これは、ハエを損傷および/または神経細胞を味わい、記録品質に影響を与える可能性がある、口吻組織のどの部分に穴をあけたり、参照電極と唇弁のエッジを膨張しないように注意してください。 </li></ol> 3。 Labellar感覚器からの​​記録<p class="jove_content" fo:keep-together.withinページ= &quot;常に&quot;&gt; <img alt="図4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4.jpg" /> 図4。高倍率の下、右の接触のために整列記録電極を使用して左側のフライの準備のハエからの記録。（A）唇弁。 （B）は記録電極と高倍率の下で接触している唇弁上の単一感覚子は、。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" target="_blank">拡大画像を表示するにはここをクリックしてください。</a> <ol><li>常に前に記録プロセス中の任意の機器に触れると除振台またはプラットフォームの金属面に触れて身体の静電気を！注：それは回路を損傷することができますようにヘッドステージに静電荷を提供していない非常に重要です。 </li><li> recordinのエアテーブルに搭載されたマイクロマニピュレータへの安全基準電極ホルダーGリグ。ビューの顕微鏡分野では、高倍率（典型的には少なくとも140X）の下で、加湿空気流に沿った唇弁の位置1のローブ。 </li><li>加湿された空気流、コンピュータ、DAS、およびアンプの電源をオンにします。オープンな収集ソフトウェア。 </li><li>すすぎ、希望する味物質のガラス記録電極を埋める。 <ol><li>少なくとも10倍管を通って少量の水を引くために、シリンジ、プラスチックチューブ28を用いて超純水でガラス記録電極をリンスする。 </li><li>味物質と、少なくとも5回の記録電極を洗浄します。約3分の1の味物質との中間にフル記録電極を記入し、チューブから外します。気泡が存在する場合は、リリースまたは単に電極を補充するためにタップします。 </li><li>気泡を導入しないように迅速かつスムーズにヘッドステージの銀線上に電極をスライドさせます。 </li></ol></li><li>味物質で満たされた記録電極を持つ単一感覚子を刺激する。 <ol><li> micromanipuを使う興味のある感覚子と整合記録電極を持ってレギュレータ。 </li><li>アンプの取得モードをトリガするためにフットペダルを押してください。 </li><li>それは感覚子と記録が開始の先端と接触するまで、慎重にマイクロマニピュレータの微調整つまみで記録電極を進める。 </li><li> 1〜2秒後に、電極を取り外します。 </li><li>必要に応じて、他の感覚器とステップ3.5を繰り返します。注：同じ感覚子にプレゼンテーションの間に、少なくとも1分待ってください。長時間にわたって単一の味物質で録音した場合、味物質溶液が乾くこととチップ​​内の溶液をさらに濃縮さになることがあります。これは、穏やかに毛管作用によって少量の液体を除去するために滑らかな紙でガラス電極の先端を接触させることによって改善することができる。 </li></ol></li><li>他の味物質への応答を記録するために、新たな味物質を繰り返しステップ3.4と記録電極をすすぎ、負荷。注：徹底的に味物質間の電極を洗浄することはABSである交差汚染を避けるためにolutely不可欠。 </li><li>日付、遺伝子型、および味物質等の情報を識別して、定期的にデータファイルを保存します。注意：これは、データ分析のためのセッションを記録中に味物質の記録文書や各プレゼンテーションの感覚子アイデンティティを保つことが重要です。 </li></ol>

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Exp. , e1725 (2010).</li><li>Axon Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiology &amp; Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).</li><li>Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impulse+frequency+and+action+potential+amplitude+in+labellar+chemosensory+neurones+of+Drosophila+melanogaster.">Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster.</a> Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).</li><li>Marion-Poll, F., Tobin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Software+filter+for+detecting+spikes+superimposed+on+a+fluctuating+baseline.">Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline.</a> Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

Labellar感覚器は、形態学的および解剖学的、組織の違いに記録容易性が異なる。時には感覚子は、任意の味物質に正の応答を誘発することが知られている一つでも応答しない。これが発生する頻度は感覚子種類によって異なります。 L個の感覚器は、最も一貫して応答し、その長さのためにアクセスすることが比較的容易である。一般的には、Sの感覚器は、一​​貫して応答するが、その短?...

味覚は、昆虫は、可溶性の化学物質の広大な範囲を検出することを可能にし、栄養価の高い物質の受け入れに重要な役割、または有害または有毒1の拒絶を果たしている。味はまた、フェロモン1-5を検出することにより、配偶者選択において役割を果たしていると考えられている。これらの重要で多様な機能は、感覚系、環境手がかりを、関連する行動出力に変換する方法に昆虫味覚系調査の説得力のある目標ました。 キイロショウジョウバエの味覚系の主要ユニットは味の毛、または感覚子である。分子は、その先端2,6の細孔を経由して感覚子を入力してください。感覚器は唇弁、脚、翼マージン、および咽頭6に見られる。唇弁に、感覚器の数と位置がステレオタイプされている。ロング（L）、中間（I）、ショート（S：3形態的長さに基づいて、感覚器のクラスがあります。<html> ）7,8を感覚器。各感覚子は2（Iタイプ）または4（L-およびSタイプ）味覚受容ニューロン（GRNs）9のいずれかが含まれます。異なるGRNsは味覚刺激の異なるカテゴリに対応：苦い、砂糖、塩および浸透圧7,10および味覚受容体8,11-13の異なるサブセットを発現する。唯一のIとSタイプの感覚器は苦い応答GRNs 8,10が含まれています。食道下神経節（SOG）へGRNsプロジェクトと味分子によるそれらの活性化は、行動反応6で、その結果、復号化のために、より高い中枢神経系に中継される。ニューロンの比較的少数の分子と行動分析への従順は、 ショウジョウバエの味覚系一般的な味覚システムの調査のための優れたモデルにする。システムは、遺伝的変異またはGAL4-UAS発現システムを介して操作することができる相対的な容易さにも貴重なツール14,15として機能します。 ontent &quot;&gt;これらの感覚器は唇弁の表面から突出しているので、それらは電気生理学のための優れた標的となる。GRNsの焼成は、細胞外記録を用いてモニターすることができる。歴史的には、中に挿入さガラス電極を使用して側壁記録方法ニューロンの活動を記録する感覚子、26が用いられていたが、この方法は実行するのに技術的に困難であり、それは各調製物から長い間記録することが困難であり、その電極と神経細胞の応答を測定する先端記録方法、同時に味物質を提供し、以来、選択肢9,16の方法になっている。これは、 キイロショウジョウバエ 8,10,17,18の味覚系だけでなく、他の昆虫種19〜23の数を調査するために利用されてきた。それが持っている大幅に補償することによって、先端記録方法の主要な欠点​​の一つを克服tastePROBE増幅器の開発により容易化されてGRN活動電位が過剰に増幅やフィルタリング24ずに記録されることを可能にする基準電極と昆虫感覚子との間に大きな電位差が、。もう一つの重要な開発は、記録電解質25としてtricholineクエン酸を使用することであった。 TCCは浸透圧モル濃度の影響を受けやすいGRNからの応答を抑制し、25を分析する方がはるかに簡単苦いと砂糖味物質によって生成された応答を作り、塩感受性GRNを刺激しない。 ここでは、 ショウジョウバエ labellar感覚器の先端記録は現在、カールソンの実験室で行われている方法を説明します。このプロトコルは、ハエを準備する方法は、適当な電気生理学リグを構築する方法を説明しますと、味の録音を実行する方法。我々はこれを使用する際に遭遇する可能性があるショウジョウバエの感覚器のサブセットから録音したいくつかの代表的なデータだけでなく、いくつかの一般的な問題と解決策をも提示テクニック。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="783">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:168px;">Stereo Zoom Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22</td>
			<td style="width:219px;">capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Anti-vibration Table</td>
			<td style="width:187px;">Kinetic Systems</td>
			<td>BenchMate2210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Micromanipulators</td>
			<td style="width:187px;">Narishige</td>
			<td>NMN-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Magnetic stands</td>
			<td style="width:187px;">ENCO</td>
			<td>Model #625-0930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Reference Electrode Holder</td>
			<td style="width:187px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:211px;">ESP/W-F10N</td>
			<td>Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">&#160;Silver Wire</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">AGW1510</td>
			<td>0.3-0.5mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Retort Stand</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Outlet Plastic Tube</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic, 1cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Flexible Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Nalgene&#160;</td>
			<td>8000-0060</td>
			<td style="width:219px;">VI grade 1/4 in internal diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">500 ml Conical Flask</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic,&#160; with side arm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aquarium Pump</td>
			<td style="width:187px;">Aquatic Gardens</td>
			<td style="width:211px;">Airpump 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Fiber Optic Light Source</td>
			<td style="width:187px;">Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber-Lite 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">White Card/Paper</td>
			<td style="width:187px;">Whatman</td>
			<td style="width:211px;">1001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Digital Acquisition System</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">IDAC-4</td>
			<td>Alternative: National Instruments NI-6251 &#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Headstage</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tasteprobe Amplifier</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Alligator Clips</td>
			<td style="width:187px;">Grainger</td>
			<td style="width:211px;">1XWN7</td>
			<td>Any brand is fine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Insulated Electrical Wire</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Gold Connector Pins</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right" style="width:211px;">5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Personal Computer</td>
			<td style="width:187px;">Dell&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Vostro</td>
			<td>Check for compatibility with digital acquisition system and software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Acquisition Software</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">Autospike</td>
			<td>Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aluminum Foil and/or Faraday Cage</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Electro-magnetic noise shielding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">1B100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Pipette Puller</td>
			<td style="width:187px;">Sutter Instrument Company</td>
			<td style="width:211px;">Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Beadle and Ephrussi Ringer Solution</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>See recipe in protocol section</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tricholine citrate, 65%&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Sigma</td>
			<td style="width:211px;">T0252-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">VMZ 1x-4x</td>
			<td style="width:219px;">Capable of 10x-40x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Ice Bucket</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">p200 Pipette Tips</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Spinal Needle</td>
			<td style="width:187px;">Terumo</td>
			<td style="width:211px;">SN*2590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">1ml Syringe</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickenson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Fly Aspirator</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Modeling Clay</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Forceps</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools By Dumont</td>
			<td style="width:211px;">11252-00</td>
			<td>#5SF (super-fine tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">10ml Syringe&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Tygon</td>
			<td style="width:211px;">R-3603</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila labellar taste sensilla

昆虫の周辺味覚応答は強力な電気生理学的手法を用いて調査することができます。ここで説明する方法は、昆虫の神経系は、その環境における味覚刺激から受ける感覚入力を反映して、研究者が直接かつ定量味覚応答を測定することができます。このプロトコルは、この手法を実行中のすべての重要なステップの概要を説明します。このように必要な機器や記録に適した環境の選択などの電気生理学リグの組み立ての重要なステップは、線引きされています。我々はまた、適切な参照と記録電極を行うことで、記録のために準備する方法について説明し、味物質のソリューション。我々は、詳細に口吻を固定するために、フライにガラス参照電極を挿入することによって昆虫を調製するために使用される方法を記載している。私たちは、砂糖と苦味化合物に反応して味覚ニューロンによって発射電気インパルスの痕跡を示している。プロトコルの態様は、トンであるechnically挑戦し、我々はそのような信号や、システム内の過度のノイズがないこと、および潜在的な解決策として、発生する可能性のあるいくつかの一般的な技術的な課題の広範な記述が含まれています。そのような技術は、時間的に複雑な刺激を送達する送達を刺激する直前に発射背景を観察する、または都合よく水不溶性の味覚化合物を使用できないなどの制約を有する。これらの制限にもかかわらず、（プロトコルで参照マイナーバリエーションを含む）は、この技術は、化合物を味わうために、ショウジョウバエのニューロンの応答を記録するための広く受け入れられた手順の標準です。

図5Aは 、砂糖、ショ糖がL感覚子の応答を示している。同じ感覚子は苦味化合物、ベルベリンに応答しません。 図5Bは苦い応答ニューロンが含まれているI型の感覚子は、ショ糖に反応してベルベリンに応じて、より大きな振幅スパイクと、小さな振幅のスパイクが表示されていることを示しています。私はTCCに実質的に応答します（ 図5）が表示されて?...

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Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

このプロトコルは、 ショウジョウバエにおいてlabellar味覚ニューロンによって発射活動電位応答の細胞外記録を記述する。

から電気生理学的記録<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt; Labellar味感覚器

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-labellar-taste-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

16.2K ビュー.  Yale University. このプロトコルは、 ショウジョウバエにおいてlabellar味覚ニューロンによって発射活動電位応答の細胞外記録を記述する。 

ビデオ: Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

の巨大線維経路からの電気生理学的記録 D.キイロ</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. The larval neuromuscular system is a model synapse for the study of synaptic physiology and neurotransmission, and is a valuable research tool that has defined genetics and is accessible to experimental manipulation. Larvae can be dissected to expose the body wall musculature, central nervous system, and peripheral nerves. The muscles of Drosophila and their innervation pattern are well characterized and muscles are easy to access for intracellular recording. Individual muscles can be identified by their location and orientation within the 8 abdominal segments, each with 30 muscles arranged in a pattern that is repeated in segments A2 - A7. Dissected drosophila larvae are thin and individual muscles and bundles of motor neuron axons can be visualized by transillumination1. Transgenic constructs can be used to label target cells for visual identification or for manipulating gene products in specific tissues. In larvae, excitatory junction potentials (EJP&#8217;s) are generated in response to vesicular release of glutamate from the motoneurons at the synapse. In dissected larvae, the EJP can be recorded in the muscle with an intracellular electrode. Action potentials can be artificially evoked in motor neurons that have been cut posterior to the ventral ganglion, drawn into a glass pipette by gentle suction and stimulated with an electrode. These motor neurons have distinct firing thresholds when stimulated, and when they fire simultaneously, they generate a response in the muscle. Signals transmitted across the NMJ synapse can be recorded in the muscles that the motor neurons innervate. The EJP&#8217;s and minature excitatory junction potentials (mEJP&#8217;s) are seen as changes in membrane potential. Electrophysiological responses are recorded at room temperature in modified minimal hemolymph-like solution2 (HL3) that contains 5 mM Mg2+ and 1.5 mM Ca2+. Changes in the amplitude of evoked EJP&#8217;s can indicate differences in synaptic function and structure. Digitized recordings are analyzed for EJP amplitude, mEJP frequency and amplitude, and quantal content.

Here we describe electrophysiological methods for measuring synaptic transmission at the neuromuscular junction of Drosophila larva. Evoked release is initiated artificially by stimulating the motor neuron axons, and transmission through the NMJ can be measured by the postsynaptic response evoked in the muscle.

ショウジョウバエの幼虫のNMJからシナプス電位を記録するための電気生理学的方法

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. ...

生物学

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila express gustatory receptors1,2, ion channels3-6, and ionotropic receptors7 that are involved in the detection of volatile and non-volatile sensory cues. These neurons directly contact tastants such as food, noxious substances and pheromones and therefore influence many complex behaviors such as feeding, egg-laying and mating. Electrode recordings and calcium imaging have been widely used in insects to quantify the neuronal responses evoked by these tastants. However, electrophysiology requires specialized equipment and obtaining measurements from a single taste sensillum can be technically challenging depending on the cell-type, size, and position. In addition, single neuron resolution in Drosophila can be difficult to achieve since taste sensilla house more than one type of chemosensory neuron. The live calcium imaging method described here allows responses of single gustatory neurons in live flies to be measured. This method is especially suitable for imaging neuronal responses to lipid pheromones and other ligand types that have low solubility in water-based solvents.

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

の生理反応を測定します<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;ライブカルシウムイメージングを使用して脂質フェロモンの感覚ニューロン

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

免疫・感染学

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

からの電気生理学的記録<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;低揮発性の臭気物質に対するトリコイドセンシラ

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

イナゴ Palp 触角 Basiconica の単一ゴキブリ録音

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

昆虫の味覚ニューロン活動の強化された分析のための新しい方法

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

著者スポットライト:化学受容の進歩 – 昆虫の匂い受容体からノンコーディングRNAまで

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

塩基記録:ショウジョウバエの味覚ニューロン応答解析技術

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

In Vivo Calcium Imaging of Taste-Induced Neural Responses in Adult Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model organism, Drosophila melanogaster. A key strength of this methodology is its ability to record taste-induced neural responses in awake animals without the need for anesthesia. This approach employs binary expression systems (e.g., Gal4-UAS) to express the calcium indicator GCaMP in specific neurons of interest. This protocol describes a procedure in which flies expressing GCaMP are mounted with the labellum securely positioned, enabling fluorescence in the brain to be recorded at millisecond resolution under a confocal microscope while a solution is applied to the labellum, stimulating all labellar taste sensilla. The examples provided focus on calcium responses in primary gustatory receptor neurons of D. melanogaster. However, this approach can be adapted to record from other neurons of interest within the brain of Drosophilids or other insect species. This imaging method enables researchers to simultaneously record collective calcium responses from groups of gustatory neurons across the labellum, complementing electrophysiological tip recordings that quantify action potentials from individual neurons. The in vivo calcium imaging technique outlined here has been instrumental in uncovering molecular and cellular mechanisms of chemosensation, identifying unique temporal response patterns in primary taste neurons, investigating mechanisms of gustatory modulation, and exploring taste processing in downstream circuits.

A calcium imaging approach enables the recording of taste-induced responses in the brains of awake flies while a solution is applied to the labellum. Primary gustatory responses in Drosophila melanogaster are used as an example, but this protocol can be adapted to study downstream neurons or other species.

インビボ成体ショウジョウバエにおける味覚誘発性神経応答のカルシウムイメージング

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model ...

から電気生理学的記録

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昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ

の巨大線維経路からの電気生理学的記録 D.キイロ

ショウジョウバエの幼虫のNMJからシナプス電位を記録するための電気生理学的方法

の生理反応を測定します

からの電気生理学的記録

イナゴ Palp 触角 Basiconica の単一ゴキブリ録音

塩基記録:ショウジョウバエの味覚ニューロン応答解析技術

塩基記録:ショウジョウバエの味覚ニューロン応答解析技術

塩基記録:ショウジョウバエの味覚ニューロン応答解析技術

インビボ成体ショウジョウバエにおける味覚誘発性神経応答のカルシウムイメージング