この作品は、PDとGLに授与ウェルカムトラストプロジェクト無償（089236/Z/09/Z）によって賄われていた。 SGがバイオテクノロジー·生物科学研究評議会の博士課程の学生の身分によってサポートされていました。私たちは、神経芽細胞クレオについて貴重なアドバイスをshRNAベクターの種類のギフトのためのマチューVermerenとジェニファーShiehに感謝します。

この手順では、英国内務省の規制（動物科学手続法、1986）に準拠しています。科学者たちは、彼らの機関や国の動物規制機関によって確立され、承認されたガイドラインに従う必要があります。 1。切開およびラットのRMS神経芽細胞の解離<ol><li>実効解剖、解離のために必要なソリューションを準備します。 </li></ol> 解剖培地 （100ml）で ハンクス平衡塩溶液（HBSS） - 98.5ミリリットル 5男のHEPES 7.4〜0.5ミリリットル ペニシリン - ストレプトマイシン（10,000単位/ ml 10,000μg/ ml）を - 1ミリリットル 解離培地（2ml）に HBSS - 1.760ミリリットル 10倍のトリプシン（2.5％） - 200μL DNAse1（1 mg / ml）を - 40μL ダルベッコのイーグル培地（DMEM）+10％ウシ胎児血清（FCS）（40ml）に変形 DMEM中 -36ミリリットル FCS - 4ミリリットル 完全培地 （12ミリリットル） 神経基礎培地 - 11.46ミリリットル B27サプリメント - 250μL L-グルタミン（200 mM）の - 125μL グルコース（45％） - 165μlの 2。 DMEM + 10％FCS完全培地をフィルタリングし、滅菌し、37℃/ 5％CO 2インキュベーター内でそれらをpreequilibrate。 <ol><li>解剖<ol><li>頚椎脱臼により、P6-P7ラットのトイレ（約12匹）を犠牲にしてはさみで首を切る。 </li><li>メスの刃と小脳に鼻から半ば矢状縫合に沿って皮膚内の前後の切開を加えます。皮をはがし頭蓋骨に沿って同じ切開を繰り返します。 </li><li>優しく鉗子で頭蓋フラップを取り外し、慎重に嗅球を含めるように注意しながら、へらで脳を削除します。 </li><li>脳の大部分の尾三分の一をカットして捨てる。 </li><li>目のチョップ組織チョッパーを用いて厚さ1.4mm冠状スライスに電子脳組織。 </li><li>冷たい解剖培地を含む皿の中でスライスを置き、慎重に針を使用して区切ります。 </li><li> RMSは、OB部分の中央にある三角形、半透明領域として、より尾側脳スライス内の小さな円形の領域として表示されます。周囲の組織を含めないように注意しながら、顕微ナイフで各スライスのうちRMSをカット。 P7の仔ラットでは、通常、（OB含む）〜8最も頭側のスライスは、RMSが含まれています。 </li><li>プラスチック製パスツールピペットで、RMS断片を収集し、氷上で冷たい解剖培地を含む小皿に配置します。 </li><li>切開が完了したら、プラスチックピペットにて15mlチューブにRMSフラグメントを転送する。チューブの底に沈降する断片のままにしておきます。 </li></ol></li><li>解離<ol><li>解離培地2mlで解剖培地を交換してください。 </li><li>優しくpで、RMS断片を粉砕するフラグメント·サスペンションアップipetting約10倍P1000ピペットを使用してダウン。 </li><li> 2分間37℃の水浴中で組織片をチューブのままにしておきます。 </li><li> 10倍再びソリューションをピペット断片は（懸濁液は白濁します）解離していることを確認してください。 </li><li>予め温めておいたDMEM + 10％FCSを5mlを添加することによりトリプシンを不活性化する。 </li><li> 5分間433×gで細胞懸濁液を遠心分離する。 </li><li>エッペンドルフチュー​​ブにそれまでの一定分量のsiRNA / DNAの必要量（通常3〜5μgのDNAを/ shRNAのか、ヌクレオあたり5-9μgのsiRNAオリゴは、しかし、DNA / siRNAの量が最適化が必要な場合があります）。 </li><li>余分な培地を除去し、あらかじめ温めておいたDMEM +10％FCSを5mlに穏やかなピペッティングにより細胞ペレットを再懸濁します。 </li><li>細胞数を実行します。ラットの仔の脳あたり〜1×10 6の細胞を期待しています。ながら、2.5×10 6個の細胞の最小は、各クレオのために必要とされる最適な結果はヌクレオにつき3〜4×10 6個の細胞を使用して達成している。 </li><li> 5分間433×gで細胞懸濁液を遠心分離する。 できるだけ多くのメディアを削除してください。 </li></ol></li></ol> 2。クレオ<ol><li>予め室温でインキュベートしたニューロンクレオ溶液（マウス細胞を用いた場合はマウス） を直ちにラットに細胞ペレットを再懸濁する。クレオあたり100μlを使用してください ：。典型的には12匹のラットのごみは4 nucleofectionsを実行するのに十分であり、マウスのトイレ（12匹）が2 nucleofectionsを実行するのに十分である。 </li><li> siRNAを/ DNAを含む各エッペンドルフチュー​​ブに細胞懸濁液100μlを転送し、P200ピペットでピペッティングにより穏やかに2〜3倍を混ぜる。 </li><li>気泡を避けるように注意しながら、nucleofectioncuvetteの底にサンプル（cell-DNA/siRNAサスペンション）を追加します。 </li><li>プログラムのG-013（ラット細胞の場合）またはO-005を使用してNucleofect（用マウス細胞）。一ヌクレオは約5秒かかります。 </li><li>すぐにヌクレオフェクトサンプルに予熱DMEM +10％FCSの1ミリリットルを加える。 </li><li>繰り返しは、他のすべての試料について2.4と2.5を繰り返します。注：最適な結果を得るために、全体のヌクレオ手続きはもう5分以上持続してはならない。 </li><li>クレオキットが提供するプラスチック製のピペットを用いて、あらかじめ温めておいたDMEM +10％FCSの5ミリリットルを含む15mlチューブに各サンプルを転送します。チューブに任意の細胞片を転送することは避けてください。 </li><li> 5分間433×gで遠心分離サンプル。 </li><li>慎重にすべての余分な培地を除去し、P20ピペットを用いてあらかじめ温めておいたDMEM +10％FCSの25〜30μlのペレットを再懸濁。培地の30以上の液を使用しないでください。 </li><li> P35ディッシュのふたの内側に落下などの懸濁液をピペットで。 </li><li> （ 図1も参照）完全培地の2ミリリットルを含むP35皿の上で蓋を反転します。 </li><li>でインキュベーター（37℃/ 5％CO 2）で残して少なくとも5時間と7時間まで。より長いインキュベーション時間は、細胞クラスターのより良好な再凝集を可能にする。 </li><li>カットチップでP1000ピペットを用いて皿の中の完全培地に蓋から吊り滴を転送します。 </li><li>のDNA nucleofectionsおよびsiRNA / shRNAののnucleofectionsのため48時間、24時間、37℃/ 5％CO 2でインキュベートする。 </li></ol> 3。埋め込み<ol><li> （25ミリリットル）の完全培地を用意し、数時間、37℃/ 5％CO 2でそれをpreequilibrate。 </li><li> -80℃の冷凍庫から基底膜マトリックスの凍結アリコートを取り出して、低温室で、氷上で解凍する。 </li><li>それぞれが8 13ミリメートル無菌coverlipsまで含む6cmディッシュを用意クレオため。 </li><li>密着フィルムで覆われたアイスボックスにお皿を置きます。これは、埋め込み手順中にマトリックスの凝固を防ぐために冷却し、カバースリップを維持することが重要である。 </li><li>湿度を維持するために、15cmの皿の内側湿った組織のストリップを配置し、その付病気埋め込ま神経芽細胞を含む3つの6cmのディッシュまで保持するために使用される。 </li><li> 1:3の比で解凍行列に完全培地を追加します。例えば、ピペッティングすることにより、マトリックスの120μlの完全培地を40μlを混合します。マトリックスのこの量は、8つの12mmのカバーガラス上で凝集体を埋め込むために十分である。 </li><li>で15mlチューブと遠心分離機に再凝集細胞クラスターを転送 5分間433×gで。 </li><li>余分な培地を除去し、完全培地10μlのペレットを再懸濁します。 </li><li>各無菌カバーガラス上に細胞凝集体懸濁液の2液を置き、マトリックス/完全培地混合物の18μlを加える。全体カバースリップの上に行列を広めるためにピペットチップを使用してください。 </li><li>すぐに15〜20分間15cmの皿にカバースリップを含有する6cmディッシュを配置し、インキュベーター内で残す（37℃/ 5％CO 2）。行列が固化したら、そっと押しに注意しながら、各6cmディッシュに5ミリリットルの完全培地を追加ピペットチップで浮動カバースリップダウン。 </li><li>神経芽細胞が細胞凝集体の外へ移動させるために37℃/ 5％CO 2で24時間インキュベートする。 </li></ol> 4。 3D移動アッセイ<ol><li>免疫染色に必要な溶液を調製する。 <ol><li>ブロック溶液を準備します。 ヤギブロック溶液（50ml） リン酸緩衝生理食塩水（PBS） - 5ミリリットル ヤギ血清 - 7.5ミリリットル 10％のトリトンX-100〜1.5ミリリットル BSA - 50 mgの H 2 O - 36ミリリットル</li><li> 4℃でのフィルターと店舗</li><li>定着液を準備します。 （100ml）中溶液を固定する ホルムアルデヒド（PFA） - 4グラム注意：必ずボンネットの下に、PFAを処理 ショ糖 - 20グラム（オプション） 100ミリリットルまでのPBS </li><li>ホットプレート上で、一定の攪拌下では80ミリリットルで、PFAを溶解PBSを65℃に維持</li><li> PFAが溶解したら、ショ糖20グラムを加える。 </li><li> pHを調節する7.4（通常、溶液100ml当たり〜60μlの1 M NaOHを添加することによって）。 </li><li> PBSで100ミリリットルの全量をもたらす。 </li></ol></li><li>免疫染色<ol><li> 24穴プレートにカバースリップを置きます。 </li><li> PBSで2倍にカバースリップを洗浄します。 </li><li>室温で45分間溶液を固定して、RMSの神経芽細胞の凝集体を固定します。 </li><li> PBS 3X（ - ロッキングプラットフォーム上で5分/洗浄）でカバースリップを洗浄します。 </li><li>ヤギブロック溶液で30〜60分間ブロックします。 </li><li>ヤギブロック溶液中で一次抗体を希釈し、4℃で一晩インキュベート（所望であれば、蛍光ファロイジン（1:400）およびヘキスト色素（1:10,000）は、繊維状アクチンおよび核を視覚化するために、一次抗体溶液に添加することができる）。 </li><li> PBS 3X（5分/洗浄）でカバーグラスを洗浄します。 </li><li>ヤギブロック溶液中で二次抗体を希釈し、室温で2時間インキュベートする。 </li><li> coversliすすぐPBSで3倍とPS（5分/洗浄） </li><li>マウントは、蛍光封入剤でカバースリップし、室温で一晩乾燥さのままにしておきます。 </li></ol></li><li>移行解析<ol><li> 10倍の対物レンズを使用して蛍光顕微鏡で固定したRMS神経芽細胞凝集体の画像をキャプチャする。サンプル画像中のスケールバーがあります。 </li><li>定量化のためのスケールを設定するには、ImageJのツールバーの「直線」ツールを選択することにより、画像中のスケールバーを測定します。 </li><li> 「分析」オプションを選択し、「スケールを設定」をクリックしてください。 </li><li>スケールウィンドウに「既知の距離」を設定し、すべての測定に対して同じ設定を保持するために「グローバル」ボックスをチェック。 </li><li>全体集計（ 図3B）周りの6つの分野での最も遠い移行神経芽細胞に骨材の端からの距離を測定するために、ImageJのツールバーの「折れ線」ツールを使用します。唯一の孤立AGを検討分析用gregates。 </li><li>各集計のために取得した6つの値の平均移動距離を計算します。 </li><li> 3つの独立した実験の最小値からのすべての独立した実験やプール結果に各条件のため10月20日集計を測定します。常にヌクレオ制御（ 例えば 。GFPまたは制御SH / siRNA）を挙げることができる。 </li></ol></li></ol>

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A., Bordey, A., lique, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Subventricular+Zone+Electroporation.">Neonatal Subventricular Zone Electroporation.</a> J. Vis. Exp. , e50197 (2013).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

OBの最後の場所に、RMSに沿って神経芽細胞の移動は出生後の神経発生における基本的なステップです。しかし、この複雑なプロセスを制御する分子メカニズムは完全には理解されているから遠く離れている。 ここに記載の実験方法は、in vitroでの神経芽細胞の遊走の研究を可能にする。私たちは、生後初期のマウスまたはラット25からのRMSの神経芽細胞を単離するために以前に発表されたプロトコルを適応している。それが最小の切開およびヌクレオの間の時間間隔を維持するために重要であるので、最適な結果を達成するためには、切開工程を習得することが重要である。ヌクレオ後、神経芽細胞は、再凝集することができる三次元マトリックスに埋め込まれ、24時間かけて移行しておいた。あるいは、移動（ 例えば、免疫蛍光またはウエスタンブロット分析）以外の目的のために、細胞は直ちにpolyornithine/laminin-上のヌクレオ後にメッキすることができる彼らは4〜5日以内に生き残るコートしたカバーガラス、。マウスとラットの神経芽細胞が同程度にマトリゲルに移行し、しかし、マウスの細胞はラットの細胞よりもチェーンに移行する強い傾向を持っているように見えます。 研究の目的に応じて、神経芽細胞は、蛍光タンパク質や、興味のある野生型/変異型タンパク質をコードする別のプラスミドでヌクレオフェクトすることができます。 CAGプロモーター（CMVエンハンサーとβ-グロビンポリAテールを有するβ-アクチンプロモーター）26との最適なタンパク質発現プラスミドのために強く推奨されています。また、siRNAオリゴまたはshRNAプラスミドは、関心対象の標的をノックダウンするヌクレオフェクトすることができる。効果的なタンパク質の枯渇は、（通常、標準的な溶解緩衝液50μlで1ラットの仔から埋め込まれた凝集体を溶解する）、免疫蛍光、またはウェスタンブロットによって可視化することができる。 クレオは、主要な神経芽細胞をトランスフェクトするために比較的簡単な方法であるVIを簡単かつ迅速に代替手段を提供しています梅毒ベクター媒介トランスフェクション、および高い（〜70-80％）トランスフェクション効率を達成することができる。それは劇的に細胞の生存率を減少させ長時間にわたってクレオ液に神経芽を残しているため、クレオ手順中に迅速に作業することが重要です。 RMS切開からの平均細胞収率は、P7ラット（〜1×10 6細胞/脳）と比較して、P7マウス（〜5×10 5細胞/脳）が比較的低く、ヌクレオ当たり少なくとも3×10 6個の細胞が必要とされる約 50％の効率でトランスフェクションを達成する。また、ラットの神経芽細胞は、マウス神経芽細胞と比較したヌクレオ方が良いに抵抗するようである。そのため、初期の出生後（P6-P7）仔ラットは、ラットやマウスのRMSの組織は著しくシミであることを考慮すると、便利な神経芽細胞の供給源である可能性がありますLAR 27とin vitroでのラットおよびマウス神経芽細胞遊走の程度にも匹敵する。これは、細胞形態およびマイグレーション（私たちの未発表の観察）に異常な影響を回避するために、48時間よりも長い間、懸濁液中ヌクレオフェクト神経芽細胞の再凝集クラスターを維持することではないことをお勧めします。 ここで説明した3Dアッセイは、マトリックス中に埋め込 ​​んだ後、一定時間の時点で神経芽細胞遊走を定量化するために使用することができる（ 例えば、24時間）。凝集体の大きさや移動距離（我々の未発表の観察）との間に有意な相関がないので、異なるサイズの凝集物は、分析に使用することができる。視覚化し、さらに神経芽細胞遊走の動態を調べるために、タイムラプス撮影を使用することができる。これは、神経芽細胞の速度が大幅に長くなるの時点で（私たちの未発表の観察）を減少させるために表示されますので、埋め込んだ後、24時間間隔内に移行解析を行うことをお勧めします。&lt;/ pの&gt; このプロトコルにはいくつかの制限があります。ウイルスベクターによる感染は、成体神経芽28のための最も効率的なトランスフェクション法まままず、ヌクレオはこれまでのところ、早期の出生後の齧歯類の神経芽細胞のために使用することができる。第二に、in vitroでの遊走アッセイは、完全に生体内で観察されたRMSの複雑なアーキテクチャを再現していません。神経芽細胞は、それらのインビボ対応物と同様に移行する能力を維持するが、実際、ここで説明する実験では、それらは、また、それらの運動性9,29を調節するために貢献するような星状細胞および血管などの他のRMS成分との相互作用を欠いている30。この問題は、三次元共培養モデル系の最適化により、将来的に対処することができる。 結論として、3次元移動アッセイでクレオを組み合わせた、より良い基礎となる分子メカニズムを理解するための貴重なツールを表します神経芽細胞の遊走。この実験的な手順では、さらに、生体内出生後のエレクトロポレーションおよび脳スライス培養のタイムラプスイメージングのような他の手法で検証できる神経芽細胞の遊走の候補調節因子の役割を評価するために、初期の迅速かつ比較的簡単な方法を提供し、28,31,32 。

新しいニューロン（神経新生）の出生後の哺乳動物の脳、世代では生涯を通じて発生し、2神経性のニッチに限定されている。側脳室の脳室下帯（SVZ）および海馬1の歯状回の下帯。いくつかの最近の研究は、学習および記憶タスクの2,3を促進する成体神経新生の重要な役割を示している。また、脳損傷4-7次の神経前駆細胞の増殖および募集の証拠は、神経修復における神経新生の薬理活性化の可能性を高める。 出生後の神経発生、神経前駆細胞の増殖、遊走、分化、生存、そして新たに生まれた神経細胞8の最終的なシナプスの統合が含まれ、そのすべての段階において、厳密に調節されている。 SVZ幹細胞由来の神経前駆細胞（神経芽細胞）は​​吻側遊走を介して大きな距離にわたって移行彼らは機能的ニューロン9に成熟嗅球（OB）に向かって流れ（RMS）。渡り鳥神経芽細胞は、単一のリーディング·プロセスを延びる細長い細胞体で、主に単極性である。これらの細胞は互いに10上をスライド、一括してチェーンに移動します。移行が機能的ニューロン11にSVZ由来の前駆細胞のその後の成熟に重要なステップであり、などの複数の要因やガイダンス分子によって制御されます。ポリシアリル神経細胞接着分子（PSA-NCAM）12、エフリン13は、14のインテグリン、スリット15、成長は16を要因と17の神経伝達物質、しかし、このプロセスの基礎となる分子メカニズムは完全には理解されていない。神経芽細胞遊走を調節する細胞内シグナル伝達経路を調査することは、成体の神経発生のより良い理解を提供するだけでなく、新たな治療の開発に貢献する脳の修復を促進するために近づく。 この原稿は、ヌクレオと3D移動アッセイを用いてインビトロで神経芽細胞の遊走の候補調節因子の役割を研究するための詳細なプロトコルについて説明します。ヌクレオは、エレクトロポレーションの改良された方法に基づいて、細胞トランスフェクション技術である。細胞型特異的電流およびヌクレオソリューションは、このような直接ゆっくり胚および哺乳動物の神経細胞18のような非アクティブセルを分割するか、有糸分裂の細胞核と許可クションへのDNAとのshRNAベクター及びsiRNAオリゴヌクレオチドなどのポリアニオン性高分子の転送を可能にする。この方法は、高速で実行するのが比較的容易で、一次神経芽細胞およびニューロン19-21を含む細胞型の広い範囲の再現性の高いトランスフェクションの結果である。 RMS組織の解離は、渡り鳥神経芽細胞の単離を可能にする成功したDNA / SHRでヌクレオフェクトでき​​るNAベクトルまたは関心のある遺伝子を標的siRNAオリゴ。クレオに続いて、神経芽細胞は、ドロップをぶら下げに再凝集され、その後、3次元マトリゲルマトリックス中に埋め込ま。これらの条件は、このようにして神経芽細胞遊走に関与するシグナル伝達経路を調査するために、これらの細胞の運動性に対する薬理学的治療の影響を評価するための優れたモデル系を提供すること、神経芽細胞がin vivoで観察された移行モードをrecapitulating細胞凝集物から移動することを可能にする。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1639">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Hank&#8217;s Balanced Salt Solution (HBSS)</td>
			<td style="width:339px;">Invitrogen Life Technologies</td>
			<td style="width:255px;">14175129</td>
			<td style="width:359px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">HEPES</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Penicillin-Streptomycin</td>
			<td style="width:339px;">Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">2.5% Trypsin-EDTA (10x)</td>
			<td style="width:339px;">Gibco</td>
			<td>15090-046</td>
			<td>store 200 &#181;l aliquots at -20 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">DNAse I Vial (D2)</td>
			<td style="width:339px;">Worthington</td>
			<td style="width:255px;">LK003170</td>
			<td>&#8805;1,000 units per vial; store 50 &#181;l aliquots at -20 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Dulbecco Modified Eagle&#39;s Medium (DMEM)</td>
			<td style="width:339px;">Gibco</td>
			<td style="width:255px;">11960-044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Fetal Calf Serum (FCS)</td>
			<td style="width:339px;">Hyclone</td>
			<td style="width:255px;">SH3007902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Neurobasal medium</td>
			<td style="width:339px;">Gibco</td>
			<td style="width:255px;">21103-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">B27 supplement</td>
			<td style="width:339px;">Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>17504044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">L-Glutamine (200 mM)</td>
			<td>Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>25030-081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">D-(+)-Glucose solution (45%)</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:255px;">G8769</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matrigel Basement Membrane Matrix, Growth Factor Reduced (GFR), Phenol Red-free, 10 ml, LDEV-Free</td>
			<td style="width:339px;">BD Biosciences</td>
			<td>356231</td>
			<td>prepare 120 &#181;l aliquots at 4 &#176;C, then store at -80 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">PFA</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:255px;">441242</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Sucrose</td>
			<td style="width:339px;">BDH</td>
			<td style="width:255px;">102745C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Goat serum</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:255px;">69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:339px;">VWR International Ltd.</td>
			<td style="width:255px;">306324N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">BSA</td>
			<td style="width:339px;">Fisher Chemical</td>
			<td style="width:255px;">BPE9701-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Dako fluorescence mounting medium</td>
			<td style="width:339px;">Dako</td>
			<td style="width:255px;">S3023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Rat neuron nucleofection kit</td>
			<td style="width:339px;">Lonza</td>
			<td style="width:255px;">VPG-1003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Mouse neuron nucleofection kit</td>
			<td style="width:339px;">Lonza</td>
			<td style="width:255px;">VPG-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Microsurgical knife</td>
			<td style="width:339px;">Angiotech</td>
			<td style="width:255px;">7516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">McIlwain tissue chopper</td>
			<td style="width:339px;">The Mickle Laboratory Engineering Company</td>
			<td style="width:255px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Nucleofector II</td>
			<td style="width:339px;">Lonza</td>
			<td style="width:255px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

nucleofection of rodent neuroblasts to study neuroblast migration in vitro

側脳室の側壁に位置する脳室下帯（SVZ）は、成人の神経発生における基本的な役割を果たしている。脳のこの制限された領域では、神経幹細胞が増殖し、常に嗅球（OB）に到達するために吻側渡り鳥ストリーム（RMS）に沿ってチェーンに接線方向に移動する神経芽細胞を生成する。かつてのOBには、神経芽細胞は、放射状の移行に切り替えてから、既存の神経回路網に組み込むことができる成熟した神経細胞に分化する。適切な神経芽細胞の遊走は、新生ニューロンの正しい機能的成熟を確保し、神経発生における基本的なステップです。彼らの運動の基礎となる細胞内のメカニズムを調査して、脳内で負傷した領域を対象とするSVZ由来の神経芽細胞の能力を与えられた神経発生の理解を強化するだけでなく、神経再生戦略の開発を促進することができる。 この原稿は、詳細を説明します原発齧歯類RMS出生後の神経芽細胞や生体内で観察された移行の彼らのモードをrecapitulating 3D in vitroでの遊走アッセイを使用して運動性の解析のトランスフェクションのためのプロトコル。両方のラットおよびマウス神経芽細胞を迅速かつ効率的に、プラスミドDNA、低分子ヘアピン（shの）RNA又は短い干渉（SI）関心対象の遺伝子を標的RNAオリゴヌクレオ介してのいずれかでトランスフェクトすることができる。移行を分析するには、ヌクレオフェクト細胞は「懸滴」で再凝集させ、その後、3次元マトリクス状に埋め込まれている。クレオ自体が大幅に神経芽細胞の遊走を阻害しない。ヌクレオフェクトし、再凝集神経芽細胞の薬理学的治療は、神経芽細胞遊走に関与するシグナル伝達経路の役割を研究するために行うことができる。

神経芽細胞は、正常解剖RMS組織（ 図1A）から単離し、三次元マトリックスに埋め込 ​​むことができる。ラットやマウスの出生後の実効値のいずれかから単離された細胞は、ダブルコルチン（DCX）、βIIIチューブリンまたはPSA-NCAM（ 図1B-C）などの渡り鳥神経芽細胞マーカーのために免疫陽性である。 解離した神経芽細胞が効率的にウェスタンブロット分析（ 図4B）、または免疫蛍光によって評価することができるタンパク質の枯渇を達成するためにDNA（ 例えば、。GFPをコードするプラスミドを、図2）またはshRNAプラスミド（ 図4）でヌクレオフェクトすることができる（図示せず） 。 GFPをコードするプラスミドでヌクレオフェクト細胞が再凝集した神経芽細胞クラスター（ 図3A）から放射状に移行します。相対移行された距離の定量24時間後埋め込 ​​み（ 図3B）は 、GFP-POSIT間での移行に差を示さない<html> IVE細胞とGFP陰性、nonnucleofected細胞（ 図3C）、ヌクレオ自体が移行を破壊しないことを示している。直接的RMS植片（データは示していない）から移動ヌクレオフェクト神経芽細胞及び神経芽細胞との間の移動の程度に有意な差は存在しない。 <img alt="図1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50989/50989fig1.jpg" width="500px" /> 図1。実効神経芽細胞の解剖。 （A）のRMS神経芽細胞解離の模式図。詳細についてはテキストを参照してください。 （B）単離したラットのRMS細胞は神経芽細胞の遊走メーカーDCXおよびβIIIチューブチューブリンに対して免疫である。マウスのRMS外植片から移動バーは20μm。（C）細胞は、渡り鳥神経芽細胞マーカーDCXおよびPSA-NCAMを発現する。バーは20μm。0989/50989fig1highres.jpg &quot;ターゲット=&quot; _blank &quot;&gt;拡大画像を表示するにはここをクリックしてください。 <img alt="図2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50989/50989fig2.jpg" width="500px" /> 図2。マウス神経芽クレオ。解離マウスのRMS 神経芽細胞は、PMAX-GFPでヌクレオフェクト再凝集させ、三次元マトリックスに包埋し、6時間遊走させた。再凝集セルクラスタのうちの移行神経芽細胞（上、位相コントラストの写真）は、高いトランスフェクション効率（下、GFPチャネル画像）を示す。右の列のパネルは、左の列のパネルでハイライトインセットに対応した高倍率の写真を示しています。バー、20ミクロンは。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50989/50989fig2highres.jpg" target="_blank">拡大画像を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img alt="図3" fo:c<html> ontent幅= &quot;6インチ&quot; SRC = &quot;/ files/ftp_upload/50989/50989fig3.jpg&quot;幅= &quot;500px&quot; /&gt; 図3。 3D移動アッセイ。 （A）ラット神経芽がPMAX-GFP（GFP）またはのpCAG-IRES-EGFP 22（EV）をヌクレオフェクトし、再凝集マトリックスに埋め込 ​​まれており、24時間遊走さ残しました。次に、細胞をGFP（緑色）およびβIIIチューブリン（赤）のために固定し、免疫染色した。バーは50μm。（B）のImageJを使用して移動距離を測定する。再凝集細胞クラスターは6に等しいセクタに分割されている。クラスタ（点線）と遠いマイグレーションセルのエッジとの間の距離は、各セクタ毎に測定される。相対距離の（C）の定量化は、細胞ヌクレオフェクトによって移行（GFP陽性）および対照、nonnucleofected細胞（GFP陰性） 。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50989/50989fig3highres.jpg" target="_blank">拡大画像を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img alt="&lt;/ HTML">FO「図4」：コンテンツ幅= SRC = &quot;/ files/ftp_upload/50989/50989fig4.jpg&quot;幅 &quot;6インチ&quot; = &quot;500px&quot; /&gt; 図4。のshRNAヌクレオ後の神経芽細胞の遊走を監視する。 （A）ラット神経芽細胞は、（また、EGFP 23を表現PCA-B-EGFPm5サイレンサー3）コントロールshRNAベクターまたはshRNAがファシン対象に、アクチンバンドリングタンパク質24を含む同じベクターでヌクレオフェクトた。細胞を、48時間かけて再凝集マトリックス中に包埋し、24時間遊走させた。骨材は、その後、GFP（緑色）およびβIIIチューブリン（赤）のために固定し、免疫染色した。バーは50μm。（b）有効ファシン 枯渇は、ウェスタンブロット分析によってのshRNAヌクレオ後50時間後に検出することができる。アクチンは、ローディングコントロールとして示されている（C）ファシン枯渇が大幅に神経芽細胞の遊走損なうことを示す相対的な移動距離の定量分析。（平均±SEM; ** P &lt;0.01、n = 3の独立した実験）。 <aHREF = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/50989/50989fig4highres.jpg&quot;ターゲット= &quot;_blank&quot;&gt;拡大画像を表示するにはここをクリックしてください。

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Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

神経芽細胞の遊走は、出生後の神経新生に重要なステップです。プロトコルは、ここに記載DNA /低分子ヘアピンRNA（shRNAは）ヌクレオおよびげっ歯類生後吻側遊走性流から単離された神経芽細胞を用いた3次元遊走アッセイを用いることにより、神経芽細胞遊走の候補調節因子の役割を調査するために使用することができる。

神経芽細胞の移行を検討するために、げっ歯類神経芽細胞のクレオ<em&gt;インビトロ</em

The subventricular zone (SVZ) located in the lateral wall of the lateral ventricles plays a fundamental role in adult neurogenesis. In this restricted ...

nucleofection-rodent-neuroblasts-to-study-neuroblast-migration

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

11.3K ビュー.  King's College London. 神経芽細胞の遊走は、出生後の神経新生に重要なステップです。プロトコルは、ここに記載DNA /低分子ヘアピンRNA（shRNAは）ヌクレオおよびげっ歯類生後吻側遊走性流から単離された神経芽細胞を用いた3次元遊走アッセイを用いることにより、神経芽細胞遊走の候補調節因子の役割を調査するために使用することができる。 

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Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofectionとマウス胎児海馬および皮質ニューロンの初代培養

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

神経科学

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

シナプス伝達とイメージシナプス前終末を研究するために齧歯類の脳スライスからの神経細胞のVibrodissociation

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due to the abundance of molecular and genetic data. However, the developing mouse brain is not suitable for easy manipulation and imaging in vivo since the mouse embryo is inaccessible and opaque. Organotypic slice cultures of embryonic brains are therefore widely used to study murine brain development in vitro. Ex-vivo manipulation or the use of transgenic mice allows the modification of gene expression so that subpopulations of neuronal or glial cells can be labeled with fluorescent proteins. The behavior of labeled cells can then be observed using time-lapse imaging. Time-lapse imaging has been particularly successful for studying cell behaviors that underlie the development of the cerebral cortex at late embryonic stages 1-2. Embryonic organotypic slice culture systems in brain regions outside of the forebrain are less well established. Therefore, the wealth of time-lapse imaging data describing neuronal cell migration is restricted to the forebrain 3,4. It is still not known, whether the principles discovered for the dorsal brain hold true for ventral brain areas. In the ventral brain, neurons are organized in neuronal clusters rather than layers and they often have to undergo complicated migratory trajectories to reach their final position. The ventral midbrain is not only a good model system for ventral brain development, but also contains neuronal populations such as dopaminergic neurons that are relevant in disease processes. While the function and degeneration of dopaminergic neurons has been investigated in great detail in the adult and ageing brain, little is known about the behavior of these neurons during their differentiation and migration phase 5. We describe here the generation of slice cultures from the embryonic day (E) 12.5 mouse ventral midbrain. These slice cultures are potentially suitable for monitoring dopaminergic neuron development over several days in vitro. We highlight the critical steps in generating brain slices at these early stages of embryonic development and discuss the conditions necessary for maintaining normal development of dopaminergic neurons in vitro. We also present results from time lapse imaging experiments. In these experiments, ventral midbrain precursors (including dopaminergic precursors) and their descendants were labeled in a mosaic manner using a Cre/loxP based inducible fate mapping system 6.

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

A method to generate organotypic slices from the E12.5 murine embryonic midbrain is described. The organotypic slice cultures can be used to observe the behavior of dopaminergic neurons or other ventral midbrain neurons.

胚腹側中脳の器官型スライス培養：ドーパミン作動性ニューロンの発達を研究するための体制 in vitroで</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

成体マウスの前脳の急性スライスにおける神経芽細胞の移行のタイムラプスイメージング

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

齧歯中枢神経系への薬物の直接脳室内デリバリー

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

生体産後エレクトロポレーションおよびマウスの急性脳スライスにおける神経芽細胞移動のタイムラプスイメージング中

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

小脳顆粒ニューロンの遺伝子操作<em&gt;体外</em&gt;と<em&gt;インビボ</em&gt;ニューロンの形態と移行を研究するために、

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Visualizing Neuroblast Cytokinesis During C. elegans Embryogenesis

This protocol describes the use of fluorescence microscopy to image dividing cells within developing Caenorhabditis elegans embryos. In particular, this protocol focuses on how to image dividing neuroblasts, which are found underneath the epidermal cells and may be important for epidermal morphogenesis. Tissue formation is crucial for metazoan development&#160;and relies on external cues from neighboring tissues. C. elegans is an excellent model organism to study tissue morphogenesis in vivo due to its transparency and simple organization, making its tissues easy to study via microscopy. Ventral enclosure is the process where the ventral surface of the embryo is covered by a single layer of epithelial cells. This event is thought to be facilitated by the underlying neuroblasts, which provide chemical guidance cues to mediate migration of the overlying epithelial cells. However, the neuroblasts are highly proliferative and also may act as a mechanical substrate for the ventral epidermal cells. Studies using this experimental protocol could uncover the importance of intercellular communication during tissue formation, and could be used to reveal the roles of genes involved in cell division within developing tissues.

Visualizing Neuroblast Cytokinesis During C. elegans Embryogenesis

This protocol describes how to image dividing cells within a tissue in Caenorhabditis elegans embryos. While several protocols describe how to image cell division in the early embryo, this protocol describes how to image cell division within a developing tissue during mid late embryogenesis.

中に神経芽細胞細胞質分裂を可視化する<em&gt; C.虫</em&gt;胚

This protocol describes the use of fluorescence microscopy to image dividing cells within developing Caenorhabditis elegans embryos. In particular, this ...

Mouse Hindbrain Ex Vivo Culture to Study Facial Branchiomotor Neuron Migration

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the brain, but subsequently migrate to new destinations to reach appropriate targets. Deciphering the molecular signals that cooperatively guide neuronal migration in the embryonic brain is therefore important to understand how the complex neural networks form which later support postnatal life. Facial branchiomotor (FBM) neurons in the mouse embryo hindbrain migrate from rhombomere (r) 4 caudally to form the paired facial nuclei in the r6-derived region of the hindbrain. Here we provide a detailed protocol for wholemount ex vivo culture of mouse embryo hindbrains suitable to investigate the signaling pathways that regulate FBM migration. In this method, hindbrains of E11.5 mouse embryos are dissected and cultured in an open book preparation on cell culture inserts for 24 hr. During this time, FBM neurons migrate caudally towards r6 and can be exposed to function-blocking antibodies and small molecules in the culture media or heparin beads loaded with recombinant proteins to examine roles for signaling pathways implicated in guiding neuronal migration.

Mouse Hindbrain Ex Vivo Culture to Study Facial Branchiomotor Neuron Migration

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the neural tube, but migrate to reach appropriate targets. Facial branchiomotor (FBM) neurons are a useful model to study neuronal migration. This protocol describes the wholemount ex vivo culture of mouse embryo hindbrains to investigate mechanisms that regulate FBM migration.

マウス後脳<em&gt;生体外</em&gt;文化顔面Branchiomotorニューロンの移行を研究する

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the brain, but subsequently migrate to new destinations to reach appropriate targets. Deciphering ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

のライブイメージング<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫の神経芽細胞

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...