この作品は、国立衛生研究所（BRへAG023088）からの助成金によってサポートされていました。

注：カントン-S株は、ブルーミントンストックセンターから入手した標準的な野生型バックグラウンド線である。 1。食品の調製および食品の千ミリリットルのためのレシピ注：このセクションでは、食事の準備のためのプロトコルについて説明します。大きな金属製ポットを一度食品の約18 Lを調製するために使用される。ここで説明するプロトコルは、小型化、千ミリリットルのH 2 Oを使用しています食品は二回オートクレーブされている。 <ol><li> 643ミリリットルの水に113グラムのショ糖と28グラムのビール酵母を混ぜる。 15分間を通して混合する撹拌棒を25℃のホットプレートセット上の成分を残す。 </li><li> 20分間オ​​ートクレーブ食品ソリューション。 </li><li> 268ミリリットルの水に49グラムのコーンミールと8.1グラムの寒天を混合し、ステップ1.2で説明したオートクレーブ処理食品混合物に追加します。大スプーンや泡立て器でよく混ぜる。 </li><li>さらに20分間オ​​ートクレーブ食品混合物。 </li><li>プレートの上に食べ物を置き、攪拌棒を一定に混合してクールダウンしましょう​​。私Fの追加ソリューションは、ミフェプリストン（R​​U486）として、食品に添加されるべきであり、60℃に設定したホットプレートの上に食べ物を維持し、食べ物が必要な温度に達したときにソリューションを追加。 </li><li> 10.7ミリリットルの100％EtOH中2.4グラムのtegoseptを溶解し、完全に溶解し、約15分間混合する撹拌機をコールドプレート続ける。 </li><li>食品の温度が60℃のときに食品にtegosept液を加え、よく混ぜる。 </li><li>広いバイアルに、食品の約10ミリリットルを注ぐためにポンプやフードディスペンサーを使用してください。食料ディスペンサを用いて1時間で100幅のプラスチックバイアル（1トレイ）に同時に食品を注ぐことができる。 </li><li>キムワイプとチーズ布でバイアルをカバーし、冷却する12から24時間室温で食べ物を残す。 4℃で食品を維持し、3〜4週間以内に使用しています。フライ作業のため、使用前に室温に食べ物を温める。 </li></ol>ガラス製の2。準備<ol><li>ステップ1にリストされているプロトコルに従って食べ物を準備します。 </li&gt; <li>人口モニタの正しいサイズで各狭、ガラスバイアル中への食品の分量5ミリリットル。食品の量は、人口モニターの最低のリングの下にあることが十分に低くなければならない。 </li><li>食品は室温に冷却した後のスポンジプラグが付いているバイアルをカバーし、最大で2週間、4℃で保管してください。バイアル内の食品の量がかなり低いので、どんな乾燥を防ぐために1〜2週間の食品を使用することをお勧めします。 </li><li>使用前に室温にバイアルを暖める。 </li></ol>親のハエの3。メンテナンス<ol><li>標準的な実験室の食品の広いプラスチックバイアルにハエを成長させ、12時間の明/暗サイクルで25℃で加湿し、温度制御された環境室でバイアルを保持します。日照時間は、この研究室で午前6時から始まります。 </li><li>午前中に明確な大人が親のハエが収集されるバイアルから飛ぶ。 </li><li>新たに孵化flieを収集女性のハエが処女であることを確認するために羽化した後8時間以内のCO 2パッドの上の性別で区切るSと。ハエは羽化後の8時間後に結合するように開始します。 </li><li>処女オスとメスのハエは、年齢の5〜10日の間である場合には、標準的な食品や上部のアクティブな酵母のいくつかの粒をバイアル中に10人の男性と10女性のハエを置く。 注：ハエの同じ数を用いて二日間バイアル中でそれらを維持して幼虫の密度を制御する。活性酵母の添加は、卵の産生を促進する。 </li><li>交尾と2日間、12時間の明/暗サイクルで25℃に温度制御された環境室に卵を産むためにハエを保つ。親のハエの5〜10バイアルを設定します。 </li><li>一日おきに新しいプラスチックバイアルにハエをパスし、25℃のインキュベーターに卵バイアルを保つ</li></ol>実験ハエの4。コレクション<ol><li> 9日後のハエはparentaバイアルから孵化するために開始されますLのハエは（ステップ3.6で説明した。）の卵を置いた。明確で初日に孵化ハエを破棄して、インキュベーターにバイアルを返す。 1日目に孵化ハエのほとんどは女性である。ハエのより同期化された人口は2日目に孵化するでしょう。 </li><li> CO 2のパッド上の24時間の場所に、新たに孵化ハエ内および絵筆や金属スプーンで25の男性とバイアル当たり25女性のハエを集める。 CO 2のいずれかの影響を最小限に抑えるため、短時間でのCO 2のパッド上のハエを保つ。バイアルに羽化の日を書き留めます。実験用および対照群について、少なくとも5複製バイアルを組み立てます。 </li><li> 12時間の明/暗サイクルで25℃に温度制御された環境チャンバ内でバイアルを保管してください。 </li><li>漏斗を使用して一日おきに新しいプラスチックバイアルにハエを渡す。 </li><li>実験のために必要な、年齢に達するまで、ハエを熟成。 </li></ol> 5。モビリティ·モニターのセットアップ<ol><li>置く人口は温度制御されたインキュベーター内で監視します。 </li><li> PSIU中1開口部に5個々のモニタを接続できます5ウェイスプリッタ（マルチライン） を介して電源インタフェースユニット（PSIU）への4線式の電話ケーブルで、各モニターを接続します。 図1Aおよび図2Bを参照してください。 </li><li>ライン電源コンセント（100〜240V）にPSIUを接続します。 2嵌合PSIUジャックの一つに電源出力コネクタを差し込みます。正しく接続されている場合、隣接する緑色のライトが緑色に点灯します。 </li><li>ユニバーサルシリアルバス（USB）のハードウェアにPSIUを接続します。データ記録用のMacintoshまたはWindows PCとのUSBハードウェア間のUSBケーブルで接続します。コレクションは一度日間実行されるためには、データ収集のために、専用のコンピュータを持っているのがベストでしょう。 </li><li> USBソフトウェア（PSIUdrivers.zip）をダウンロードします。 USBドライバソフトウェアは一度だけダウンロードされる電源インターフェイスとニーズによって使用される。これは、合成コンピュータプログラム及びPSIU /活動モニタ間のデータリンク。 PCはCOMポートを使用するためのMacintosh用の単純なシリアルポートを使用しています。 </li><li>メーカーノート308.pdfの指示に従って、マッキントッシュOSX（インテル）またはWindows PC（XP/Vista/7用）プログラムのためのコンピュータプログラムをダウンロードしてください。 </li><li>コンピュータプログラムを起動し、環境設定、照明やモニターをクリックして、プログラムを設定。ユーザーがプログラムを停止するには、「終了」を選択するまでプログラムが実行されます。コンピュータプログラムまたはコンピュータの電源が切れている場合はモニターは、ビームの中断をカウントしていきますが、プログラムが再起動されるまで、カウントは記録されません。その場合、最初の読み取りはPSIUがコンピュータにデータを送信した最後にすべてのカウントが含まれます。 </li><li> [初期設定]タブを選択し、シリアルポート、PC用のMacintoshと、COMのためPSIUを選択します。 </li><li>読書秒〜間隔、分、または時間を選択します。 </li> &lt;李&gt;のモニターを選択します。各モニターには、製造業者によって与えられ、その固有の番号を持っています。メーカーによってモニターに与えられた番号に対応しているモニタの範囲を選択します。 </li><li>ライト·ボックス：すべてのモニタが正しく接続されていることを確認し、ソフトウェア上のモニタ番号の横にある緑色の光によってマークされています。赤い光は、接続が失われたことを示し、ブラックボックスは、システムがオフか、正しく設定されていることを示しています。 </li></ol> 6。テストの設定<ol><li> 4℃から食品を含有するガラスバイアルを取り外し、室温にそれらを暖かくしてみましょう。 </li><li> CO 2パッドの上に、同じ年齢の男女別のハエ。老化研究のためには、早ければ生後3日間などの移動性の研究を開始することができる。 </li><li>食品を含む各ガラス瓶に10男性または女性の10ハエを置く。ハエの各実験およびコントロールラインのために、それぞれの性別について少なくとも3バイアルを使用してください。 </li><li> VIを保つハエがハエを確保するために、CO 2から回復するまで、彼らの側にALSは、食品にはまりません。別々のハエ約8:00 AMにとCO 2から回復するために、室温で約2時間のためにそれらを残す。 </li><li>インキュベーター内に収容された人口のモニターの中にバイアルを置きます。 </li><li>ハエは彼らが新しい環境に適応させるために、インキュベーターに入れられた後の最初の24時間以内に収集されたデータを破棄します。 </li><li>食品の乾燥を避けるために、新しいバイアルに3〜4日後にハエを渡します。ハエが死亡する傾向があるか、年齢40日以上経過した場合は、2日後にハエを渡し、2日目のために収集されたデータを使用しています。また、適切な複製物を確実にするために、グループごとに複数の3バイアルを使用しています。死んだハエにバイアルからのデータは無視され、分析には含まれていない必要があります。 </li></ol> 7。活動モニターを実行し、合計自発活動の計算<ol><li>設定を選択 - データ収集の間隔を&lt;。BR /&gt;注意：コンピュータプログラムは1秒から60分の範囲の間隔でデータの収集を可能にする。 10と30分の期間が時間点の圧倒的な数を有することなく、移動性に関する十分な情報を提供することが見出されている。選択した期間で、プログラムは、コンピュータに、各モニタの現在の合計数を送信し、ゼロから再びカウントを開始します。コンピュータプログラムは、コンピュータデータシステムによって作成された新しいフォルダ内のデータを格納する。各モニタで収集したデータを別々に格納され、個々のテキスト文書は、各バイアルのために作成されています。データが連続している限り、プログラムが動作するように収集されます。 </li><li>実験の最後に、Windowsパソコン（のXP/Vista/7）プログラムのためのMacintosh OSX用FileScan110X（インテル）またはSystemMB108を使用してデータをスキャンします。 注記：スキャンプログラムは、重複測定値を排除し、録音が完了していることを確認します。 </li><li>特定の時間およびPの中に収集したデータを保存する日のeriod。実験名を選択し、分析のためのコンピュータ·データ·フォルダからファイルをコピーします。 注：この時点で、活性間隔を変更することができ、別のものに変換される。元のデータは、コンピュータデータのフォルダに保存されたままになり、限りが削除されないように取り出すことができます。 </li></ol> 8。データ解析<ol><li>データ分析のためのExcelスプレッドシートの列にテキストフ​​ァイルに収集されたデータをコピーします。このソフトウェアによって収集されたデータは、研究者によって選択された時間にわたって単一のモニタで全活性を表す数値を含む列である。 注：各モニターに収集されたデータは、別のテキストフ​​ァイルである。各モニタの32列があります。最初の6列は、空であり、唯一の0が含まれている。次の3つが中央で底部リングで収集されたデータを含んで、トップリングた。彼らは、任意のデータを含んでいないので、残りのチャンネルを削除することができる。各リングaを出力する時間ごとに単一の値。 図2の生データのスクリーンショットを参照してください。 </li><li>赤外線ビームの3の異なる高さで収集活動の和を表し、各モニタのための所望の時間内の総活性を算出。 注：時間は、数時間、24時間又は数日の範囲であり得る。 </li><li>平均運動活性および3生物学的複製を表す3モニターの間の標準偏差を決定。 注：データは多数の試験を用いて統計的有意性について分析することができる。二スチューデントのt検定、一元配置分散分析（ANOVA）およびテューキーHSDポストホックテストは、自発運動量16から24時間にいくつかの環境又は遺伝子操作の効果を決定するために使用することができる。使用することができ、予め17を公表されている他の多くのプログラムが存在する。 </li></ol>

<ol>
	<li>Ali, Y. O., Escala, W. E., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+Locomotor,+Learning,+and+Memory+Deficits+in+Drosophila+Models+of+Neurodegeneration.">Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration.</a> J. Vis. Exp. 49, 2504 (2011).</li><li>Jones, M. A., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+age-related+impairment+in+locomotor+and+behaviors.">Drosophila as a model for age-related impairment in locomotor and behaviors.</a> Exp. Gerontol. 46 (5), 320-325 (2011).</li><li>Grotewiel, M. 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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+assay+Drosophila+behavior.">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. 61, 3791 (2012).</li><li>Long, T. A., Rice, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+locomotor+activity+mediates+Intralocus+sexual+conflict+in+a+laboratory-adapted+population+of+Drosophila+melanogaster.">Adult locomotor activity mediates Intralocus sexual conflict in a laboratory-adapted population of Drosophila melanogaster.</a> Proc. Biol. Sci. 274 (1629), 3105-3112 (2007).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. 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R. Soc. Interface. 10 (78), (2013).</li><li>Branson, K. A., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).</li><li>Zou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+Lifetime+Behavior+and+Movement+in+an+Invertebrate+Model.">Recording Lifetime Behavior and Movement in an Invertebrate Model.</a> PLOS One. 6 (4), (2011).</li><li>Valente, D., Golani, I., Mitra, P. 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Gerontol. 43 (8), 739-749 (2008).</li><li>Osterwalder, T., Yoon, K. S., White, B. H., Keshishian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conditional+tissue-specific+transgene+expression+system+using+inducible+GAL4.">A conditional tissue-specific transgene expression system using inducible GAL4.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (22), 12596-12601 (2001).</li><li>Dietzl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+transgenic+RNAi+library+for+conditional+gene+inactivation+in+Drosophila.">A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.</a> Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).</li><li>Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor+activity+to+study+circadian+rhythms+and+sleep+parameters+in+Drosophila.">Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. 43, 2157 (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+level+monitoring+using+the+Drosophila+Activity+Monitoring+(DAM)+System.">Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System.</a> Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).</li><li>Ardekani, R., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking.">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li></ol>

我々は、開示することは何もありません。

ハエの自発運動は、年齢、遺伝的背景、性別2,13,18,19などの多くの要因に影響されます。また、このような食品、環境の温度、異なる薬物の付加、および昼間/夜間光周期のカロリー量などの環境要因は、フライ活性に影響を与えることができる。例えば、同年齢の男性のハエは、女性（ 図1）に比べて高い自発的な身体活動を持っている。したがって、同じ年齢および性?...

ショウジョウバエは、 キイロショウジョウバエは 、学習と記憶、社会的相互作用、攻撃性、薬物乱用、睡眠、感覚機能、求愛、1,2を交配などの複雑な動作を、基礎となるメカニズムを研究するための貴重なモデル生物として用いられてきた。複数のプロトコルを介して研究されてきた一つの動作では、自発運動である。負走地はショウジョウバエの活性を測定するために開発された最初の方法のいずれかで、このプロトコルは、ハエが容器1,3の底に振とうした後にバイアルの一定の高さに到達するハエの割合を測定することを含む。この方法は、簡単な、安価であるという利点を有しており、それは、任意の実験室で行うことができる特別な装置を必要としないからである。なお、ハエの移動度3上の異なる遺伝子操作の影響を研究するための有用なスクリーニングツールとして使用されている。しかし、それは、時間と労力aはNDは、バイアルと人間の録音の変数振盪バイアスの可能性を持っています。 負走地法は底にハエの揺れ次フライバイアルの写真を取る急速反復マイナス走地（リング）法4,5、の開発によって大幅に改善した。このプロトコルの利点は、その感度と同時に、フライバイアルを多数試験する可能性である。しかし、このプロトコルはまだ、人的ミスの可能性を持っており、唯一のマイナス走地を測定します。他の研究室には、自発運動6を決定するために、培養バイアル中で、単純な観察 ​​を使用している。 最近フライ自発運動活性を測定するためのいくつかのビデオ記録システムが開発されている。 Oneビデオモニタリングプロトコルが7を記録する前に調整するための時間を提供する。スロースンらによって記載された方法はまたmovemenを停止するために空気パルスを使用して可能性のある動物7にストレスかもしれない記録開始まで、T。この方法では、平均速度、最高速度、移動中の時間過ごすなど別の3次元追跡システムは、フリーフライトの離陸8の〜0.2秒の間に、個々のハエの最大速度を計測についての情報を提供しています。三次元映像監視プロトコルは、GFPを発現しているハエおよびハエの移動度を決定するための9の蛍光の検出を可能にするフィルタを備えた複数のカメラを使用する。このプロトコルでは、ハエショウジョウバエ培養バイアル10の形状に潜在的に円筒飛行パターンを示す傾向がある。この方法は、2つのハエ11の自発運動を測定することができ、ドームを使用することによって改善された。自動的にショウジョウバエの個人と社会的行動を監視し、定量するためにカメラを使用するハイスループット方法はまた、12に記載されている。ゾウら他は、飲んで、食べて、飛んで、移動、寿命の挙動や、休憩などの動きを記録するために2コンピュータ支援のカメラを使用して、または個々のtephritid果実の死亡は13飛ぶ行動モニターシステム（BMS）を開発しました。いくつかの他のビデオシステムは、ハエの行動活性14,15をモニターするために開発されてきた。 ここでは、人口のモニタを利用するショウジョウバエの活性を定量するための方法を記載している。これらのモニタは、12時間の昼夜光サイクルで25℃の温度と湿度が管理インキュベーターに収容されています。各集団モニタは、3つの異なる高さに位置するリング状に配置された赤外線ビームを有している。リング全体のハエが動くたびに、それは独立して記録し、バイアル内のハエの活性をカウントしたマイクロプロセッサによって記録された赤外線を、中断します。マイクロプロセッサは、ユーザー定義のintervaのコンピュータに、バイアル内の全活性をアップロード60分、1秒ごとに異なる​​可能性があり、LS。ここで説明する方法は、ハエが新しい環境に適応するための十分な時間を提供し、ハエのような多くの120として集団の自発運動活性を同時に測定することを可能にする。加えて、我々は、モビリティ集団温度制御されたインキュベーター中でモニターし、結果に影響を及ぼし得る潜在的な要因の設定、メンテナンス、フライ食品の調製を記載する。この方法は、異なる環境的または遺伝的改変は、ハエの自発運動活性にどのように影響するかを研究するために使用することができる。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

キイロショウジョウバエは、動作に影響を与える環境的遺伝子操作を研究するための優れたモデル生物として用いられてきた。一つのこのような挙動は、自発運動である。ここでは、 ショウジョウバエの人口を監視し、一度に数日間ハエの自発運動の継続的な監視を可能にする追跡システムを利用して我々のプロトコルを記述します。この方法は、単純で信頼性が高く、客観的であり、加齢、性別、食物のカロリー含有量の変化、薬剤の添加、又はヒト疾患を模倣する遺伝子操作の効果を調べるために使用することができる。

<html> ショウジョウバエの自発運動は、フライ性別（ 図3A）、食品（ 図3B）および明/暗サイクルのカロリー量に依存します。光がオフにされると、その場での活動は劇的に減少する。 図3（a）は、オスとメスのハエの自発運動記録の24時間を示している。 x軸上のアスタリスクは、光スイッチが切られた時刻をマークし、明暗サイクルへの移行は。 ...

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Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

キイロショウジョウバエでは、自発運動などの行動に影響を与える遺伝的または環境的操作を研究するのに有用である。ここでは、赤外線ビームと自発運動を定量化するためのデータ解析ソフトウェアのモニターを利用したプロトコルを記述します。

における自発運動量の測定<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K ビュー.  University of Connecticut Health Center.  キイロショウジョウバエでは、自発運動などの行動に影響を与える遺伝的または環境的操作を研究するのに有用である。ここでは、赤外線ビームと自発運動を定量化するためのデータ解析ソフトウェアのモニターを利用したプロトコルを記述します。 

ビデオ: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

に概日リズムと睡眠のパラメータを研究するために運動活性を測定するショウジョウバエ</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

でアッセイする運動、学習、記憶障害ショウジョウバエ</em神経変性の>モデル

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

の中枢神経系における単一細胞のラベリング<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

半無傷でレーザー照射による神経活動のOptogeneticの摂動<em&gt;ショウジョウバエ</emイン·モーション&gt;幼虫

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

社会回避での定量化のための簡単​​なアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

で社会空間に影響を与える条件<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

臭気誘導挙動の高分解能定量<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;使用<em&gt; Flywalk</em&gt;パラダイム

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

でMARCMベースのクローンのMechanosensationための行動アッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...