The authors want to thank Dr. Tadmiri Venkatesh for his encouragement to prepare this manuscript, Dova Brenman and Selwyn Chui for their constructive comments, Elyssa Burg and Wayne Rasband for designing the macro in ImageJ for all interfly distances and for nearest neighbor distances. The authors also want to thank the reviewers for their constructive comments.
A.A.A, M.C.C. and A.F.S were responsible for research design; S.N.J., A.A.A, M.N., Z.R., and A.J.M. performed the experiments. A.A.A, M.N., A.J.M. and M.C.C and A.F.S. analyzed the data; A.R.M. and A.F.S. wrote the manuscript.
This work was supported by PSC-CUNY research awards, jointly funded by The Professional Staff Congress and The City University of New York to A.F.S.; by internal funding from Western University to A.F.S.; by a Mathematics, Biology, Chemistry, and Geology majors scholarship for teachers-in-training and by a Louis Stokes Alliance for Minority Participation scholarship to A.A.A.

社内作成1.機器および試薬（その他の資料の一覧を参照してください） <ol><li>以前8に記載されているように 、ショウジョウバエ冷たい麻酔装置を準備します。 </li><li>以前に13を説明したようにフライアスピレーターを準備します。 </li><li>社会空間室とホルダーを準備します。 <ol><li>注文や社会空間室を作成するために、ガラス板やアクリルスペーサーを作ります。各社会空間室は、0.3センチ厚さで16.5センチ、8.9センチメートルのベースの高さと、右側の2つの三角形のアクリルスペーサー（（0.2センチ厚さで、17.6センチメートル17.6 cm）の2つの方形の窓ガラスで構成されてい）、および2つの矩形のスペース（0.2センチ厚さの1.5cmで9センチ）（ 図1A）。 </li><li>それは、図1Bのチャンバーと同じになるように、ガラスやアクリル社会空間室を組み立てます。これを行うには、そのような直角そのガラスの1平方ペインの上に平らな1三角形のスペーサを配置することによって開始します三角形スペーサーの四角枠のコーナーの一つと整列しています。次に、最初の三角形のスペーサーをミラーリング、正方形の枠の上に第二の三角形のスペーサを平らに置きます。 注：あなたの手からの油や香りで作品を汚染しないように手袋を着用していることを確認します。 </li><li>カバーされていないウィンドウの側面に沿って、正方形の枠の上に平らな二つの小さな長方形のスペーサーを配置します。正方形の平面の上にアクリルスペーサーは現在、三角形のアリーナを形成すべきです。 </li><li>それは以下のガラスの元ペインの上に整列されるように、アクリルスペーサーの上にガラスの第二の正方形のウィンドウを配置します。 </li><li>社会空間室を形成するために一緒にペインとスペーサを確保するために4つのバインダークリップを使用してください。ガラス板の内側にそれらを確保し、三角形の各スペーサの長辺の上に、隅1つのクリップを配置します。これらの同じ側面には、それらを固定し、長方形の各スペーサを介して、隣接する角にクリップを配置しますガラス板をサイド。 </li><li>支持スタンドと社会空間室は作業面の上に、そのエッジ上に載っているようクランプが、直立位置に社会空間室を維持するようにフラスコクランプを組み立てます。 </li><li>実験における各繰り返しのために、社会空間室と支持スタンドを組み立てます。 </li></ol></li><li>テストしたハエの登坂能力を確認するためにクライミングアッセイ応答装置を準備します。 <ol><li>以前に14,15に記載されているように 、向装置を使用してください。 </li></ol></li><li>白いベンチカバーで、白い背景の前に覆われた作業台の上に実験を行うことにより、均質な照明条件を確認してください。 </li></ol> 2.実験の前にハエの準備<ol><li>標準ショウジョウバエ食品フライを含むボトルでハエを維持します。 12時間の明/暗サイクルで25℃でのインキュベーション室に保管してください。 </li><li> Eの前に1〜2日xperiment、以前8に記載されているように 、冷たい麻酔下で収集し、セックスのハエ。 <ol><li>で-4℃の冷たい麻酔装置を冷やします。場所を50mlプラスチックチューブに飛びます。完全に不動になるためのハエのために、少なくとも5分待って、絶縁アイスバケット内の氷にハエを含むプラスチックチューブを沈めます。 </li><li>冷たい麻酔装置のポリエチレンシートの上にハエを置きます。 RTで、女性から男性を分離するために実体顕微鏡を使用しています。標準のショウジョウバエを含むバイアル中で、グループで、ハエを維持するには、1バイアル当たり40ハエを超えない、食べ物を飛びます。 </li></ol></li><li>二時間実験の開始前に、実験が行われる部屋の温度が24〜25℃の間で、湿度は約50％であることを確認してください。 </li><li>食品を含む新しいバイアルにハエを移し、実験が実行される作業面に2時間のためにそれらを配置します。 注：これらのexperimenについてTS、使用ハエ株はキイロショウジョウバエ株であった：カントン特別またはカントン-S（CS）、1118 wのCsの10（またはW - 1118ワットはカントン-Sに10回を外部交配）、オレゴン州とサマルカンドハエは、私たちの研究室からのすべてでした株式16; Elwoodのハエはロングアイランド、ニューヨーク、米国8に、ハンチントンのエルウッド周辺に2011年秋に採取しました。特に指定時離れて、提示された結果は、カントン-Sは、（赤の色合いで）飛んで得られました。 </li></ol> 3.実験の実行<ol><li> （ - 光の発症後数時間の時間 - Zeitgeber時間ZT 4の7に）午後12時と午後3時間の実験を行います。 </li><li>ハエを転送するための社会空間室を準備します。 <ol><li>あなたの体に最も近い長方形のスペーサを含む側で、作業台の上に平らな社会空間室を置きます。 </li><li> O削除あなたの体の最も近いNEクリップと長方形のスペーサ間約1cmの隙間を作成し、外側に1つの矩形のスペーサーをスラ​​イドさせます。 </li><li>テープとマーカーを使用して、性別、ひずみ、および繰り返し数と上隅に社会空間室にラベルを付けます。インナー三角アリーナの一部をカバーしていないテープを確実にするために注意してください。 </li></ol></li><li>社会空間室にハエを転送します。 <ol><li>転送は、新しい空のバイアルに、そのバイアル含む食品から飛びます。吸引し、空のバイアルからハエや社会空間室にそれらを転送します。 <ol><li>吸引器の先端にハエを描画するために吸い込みます。社会空間室の長方形のスペーサ間1cmの隙間に先端を配置し、内側の三角形の場にハエを強制的に一貫性のあるレートで息を吐きます。 </li><li>すぐ内側の三角形のアリーナのベースを閉じて、元の位置に戻し、長方形のスペーサーをスラ​​イドさせ、背面にバインダークリップを配置します。 </li></ol></lI&gt; </ol></li><li>実験作業が行われる場所とは別のベンチの上に位置してドキドキパッド、に、長方形のスペーサが下側にあるように直立社会空間室を開催しています。すべてのハエを確保するためにポンドを3回アリーナの底に落ちています。 注：ハエが下に落ちていることを確認するために装置上で、安全なホールドを維持しながら、最小のチャンバーサイズ（ 図1D）から突き出アクリルスペーサーに、作業台の上に肘を強打によるものです。 </li><li>タイマーを開始します。 </li><li>作業台の上に社会空間室を置き、直立それを維持する支持台と、フラスコクランプを使用しています。定規や社会空間室に対して平らに既知の長さのステッカーを置きますが、内側の三角形のアリーナのどの部分をカバーしていません。 <ol><li>水平に配置実験のために、支持スタンドにおける社会空間室を置かないでください。代わりに社会空間室は、作業面に平らに横たわっていました。 </li></oL&gt; </li><li>ハエが落ち着いているときは、通常約30分後、社会空間室の写真を撮ります。フレーム全体の内側三角アリーナ、定規、ラベルが含まれていることを確認してください。 </li><li>各遺伝子型および条件（理想的には3つの内部反復と3​​つの独立した反復配列）のための実験を​​繰り返します。 </li></ol> 4.社会空間データの分析<ol><li> ImageJの17で、次のマクロをインポート<ol><li> ImageJがここにあります：http://rsbweb.nih.gov/ij/。 </li><li>あなたは&gt;更新メニューコマンドをマクロサブフォルダに、ImageJの/ pluginsフォルダに「Measure_Distances.txt &#39;という名前のファイルに以下のマクロを保存することにより、プラグインメニューの「測定距離」コマンドを作成し、ヘルプを使用することができます。」 </li><li> .txtファイルでコピー補足データで提供され、当初は3に掲載されたマクロ。 </li></ol></li><li>画像をコンピュータにアップロードし、1影を開きますImageJのを使用して再。 <ol><li>のステッカーのために（同じアプローチを写真の定規に1cmのマーク0 CMから線を描くことで、スケールを作成し、[分析]タブの下で、その距離では1センチスケールを設定するには、Setスケール機能を選択既知の長さ）。画像にスケールを適用する前に、グローバルオプションを選択します。 </li><li>可能な限り、画像の残りの多くを除去しながら、それはハエのすべてを含むように[画像]タブの下にトリミング機能を使用して画像をトリミング。 </li><li> [画像]タブの下のTypeオプションから8ビットを選択して、画像が白黒にします。 </li><li> [画像]タブの調整オプションでしきい値の機能に行くことによって、画像からすべてのバックグラウンドノイズを除去します。各ハエの体は明らかに、画像内の他のマーキングせずに見ることができるように、コントラストを向上させるか、削除するには、スライダをドラッグします。ハエではないマーキングがある場合は、長方形ツールでそれらをキャプチャし、それらを削除。 </li><li>設定[分析]タブで設定測定ツールを使用して測定。エリア、質量、重心のセンター、表示ラベルを選択します。次に、分析粒子はハエを表現するすべての黒点の番号付きリストを作成するには[分析]タブの下に備えて選択します。 <ol><li>使用している場合、粒子を分析します。セットサイズ0.01〜0.1（ピクセル単位を選択しないでください）​​。真円度0.00から1.00;ショーアウトライン。結果を表示し、マネージャに追加します。 </li><li>各黒点（各粒子が）元の画像に番号付きリストを比較することにより、元の画像であるハエの正確な表現であることを確認してください。 注：非常に接近しているいくつかのハエが一緒に一つの粒子としてカウントされている場合は、手動で二値画像上の2つのハエを分離するために白の線を引きます。 </li></ol></li><li> EAから、CMで、距離を含む新しいリストを作成するプラグイン]タブにある第二のマクロオプションの下の一覧の距離マクロ - リストが選択されているが、最近傍を使用CH彼らの最近傍に飛びます。 </li></ol></li><li> ImageJのから最近傍距離をコピーし、スプレッドシートプログラムの欄に貼り付けます。 <ol><li>同じスプレッドシート上に各繰り返しからのデータのすべてをコンパイルし、遺伝子型および条件によって整理。 </li></ol></li><li>統計ソフトウェアを用いてデータ解析を行います。この実験では、グラフパッドプリズム（MacOSXのためのバージョン6、グラフパッドソフトウェア、サンディエゴカリフォルニア州、www.graphpad.com）は、一方向ANOVAおよびクラスカル・ワリス検定、Tukeyのとダネットポストホックテストを実施するために使用されました。 </li><li>距離の分布は、非パラメトリックな分布1に従う 、データをボックスとTukeyのウィスカー（外れ値を排除する）として表されます。 </li></ol> 5.クライミングアッセイ（コントロール動作） <ol><li>能力14,15,18を登るテストハエのコントロールとしてクライミングアッセイを使用してください。 <ol><li>向装置を使用するように、3つの試験のC並列に実行されます。 </li></ol></li><li>三つの異なる試験バイアル中の転送50〜100ナイーブハエ（前にテストされていないハエ）と、反対の場所で新鮮な空のバイアルで、向装置の下部にある1番目、3番目と最後のスロットにそれらをスナップ。 </li><li>装置の下部にある空のスロットに新鮮な、空のバイアルを置きます。 </li><li>実験を開始するために、すべてのハエを各チューブの底にあるように、装置を3回ダウンタップ。 </li><li> 15秒のタイマーを起動（トップバイアルに到達するために3-7日の古いカントン-Sの〜100％のための十分な時間を- 図3Fを参照してください ）。 </li><li>一つのスロットによってトップバイアルを変位させるために、向流装置の上部をスライドさせます。 </li><li>底バイアル内のすべてのハエをもたらすために、ダウン装置をタップしてハエを収集します。 <ol><li> 1 番目と2 番目のチューブ（または3番目と4 番目 、5 番目 </s&gt;と6 番目 ）までトップに達しなかったハエやトップバイアルに達したハエにそれぞれ対応します。 </li></ol></li><li>パフォーマンス指数（PI）を計算します。 <ol><li>各バイアル中のハエの数をカウントします。 </li><li> PIはアッパーチューブに登ることができるハエの割合です。 </li><li> PIの手段は、正規分布1に従うと、データは平均値（SEM）の平均値プラスまたはマイナス標準誤差の列グラフとして表現されています。 注：また、PIは低いバイアルの上部に到達することができるハエの割合として計算することができます（古いハエのために、5秒は、感染と非能力を登るの違いを定量化するのに十分な時間が古い12日に感染しています静止画像から定量化カントン-S：結果を参照してください）​​。その他にも、能力19-22を登る定量化することが適切である驚愕誘発性の負の走地性、中性能の異なる尺度を使用してきました。 </li></ol></li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

このプロトコルでは、社会的な空間の定量化のための詳細な手順を説明しました。実験が成功であることを確認するために、いくつかの重要な手順は次のとおりです。装置のクリーニングおよび設定するとき1）常に2）少なくとも一日前にハエが収集されていることを確認し、装置の内部チャンバから独自のオイルと香りを保つために、手袋を使用しますこれらの2時間の間に実験はハエを確?...

社会的相互作用は、全体として、グループ内の個人の適切な発達と健康に不可欠であり、そのようなミバエ（ キイロショウジョウバエ ）5,6などの単純な生物に人間（ ホモ・サピエンス ）から、多数の種を越えて観察することができます。聴覚、視覚、嗅覚、触覚、または味覚：個々の果実はそれがいるかどうか、これらの相互作用の間に感覚情報を処理するための一般的な手段を飛ぶか、人間のシェア。我々と他の人がそこに社会的相互作用に行動反応の基礎となる可能性の共有neurocircuitryであり、関係する神経細胞や遺伝子が7を進化的に保存される可能性があることと仮定しました。最初の相互作用が発生した後は、相互作用の個人間の社会的空間が増加（社会回避8）または減少（グループ形成/アグリゲーション5）のいずれかになります。より複雑な相互作用は、侵略や求愛のように、その後、場所を取ることができます。 1-4,9で使用されるように、 キイロショウジョウバエの安定したグループで社会的相互作用を評価するために、間飛距離を定量化する簡単なプロトコル、または社会的な空間を説明します。社会空間は、フライとその最も近い隣人10との間の距離の尺度を指します。社会空間は、Dの所定の集団のために一致していますショウジョウバエの実験条件は、（1-2本体の長さの中におよそ平均）に保存し、個人が分離1に保持されている場合に増加し、ハエの社会的経験に関して変化しているとき。適切なビジョンは、通常の社会的距離を維持するために必要であるが、臭気物質またはCVA知覚1古典ません。社会空間の測定は、このようにすることができます社会的相互作用を分析し、Dに社会的行動を定量化するための診断ツールとして使用メラノ1。我々は、この定量化を実行する方法を詳細にここで説明し、どの程度まで共通実験変数は、この動作に影響を与えます。 程度の - - 行う社会空間に影響を与え、我々は、アッセイが行われるチャンバー、ならびにハエの数の向きがあることを示します。これは、以前にチャンバー形状はハエ11,12の自発的な探索の動きに影響を与え、彼らが定住することを決定したところ、この現象は、最終的に影響を与える可能性があることが示されました。しかし、限りフライ密度（フライ/ cm 2）を、チャンバの向きと同じに保たれ、ハエの社会的なスペースも一定です。このアッセイのロバスト性は、異なるチャンバのサイズ、形状、および配向を用いて独立した研究所がWHの変異体によって表示された結果を再現することができるという事実によって示されます増加社会空間であるITE遺伝子（目の色素沈着に影響する）、（1垂直三角形や水平の円を、3の気流水平正方形）。 我々の結果はまた、我々は男性ではなく女性は、夜にはさらに離れていることを示しているように、社会的宇宙実験が行われた時刻を維持することは、結果の一貫性に不可欠であることを示しています。しかし、昼と夜の時間の間に見られる違いはハエの活動の違いによるものではない、と私たちは活動レベルが社会空間と相関されていないことを示す引数を議論します。 白変異体によって示されるように最後に、社会空間の決意に対する遺伝的基盤が存在する既に1,3を説明し、我々はここに提示するハエの様々な近交系と野生キャッチ株との違い。 したがって、このアッセイは、優れたツールFを作りますまたは遺伝や環境要因の影響を研究します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stereo Zoom Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon&#160;&#160;</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td>Any other standard scope for fly handling would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brushes&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for pushing flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jazz-mix</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>33545</td>
			<td>any other standard drosophila food would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Alarm Timer/Stopwatch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Sharpie pens</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium size binder clips</td>
			<td>Staples</td>
			<td></td>
			<td>to hold the chambers together: 1-1/4&#34; (32mm) medium clips with 5/8&#34; capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small SupportStands</td>
			<td>Carolina&#160;</td>
			<td>707161</td>
			<td rowspan="2">to hold the chambers in a vertical orientation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buret clamps</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>707362</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&#160;Coolpix S8000&#160;</td>
			<td>to take the still pictures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small ruler</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to be able to scale the picture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trifold board and white bench cover</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to provide a white background, and a homogeneous light.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pounding pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any mouse pad works.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism 6</td>
			<td>GraphPad Software Inc.</td>
			<td>Prism 6 for Mac OS X</td>
			<td>Any statistical analysis software with t-test, one-way and two ANOVA would work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

conditions affecting social space in drosophila melanogaster

または他の小昆虫- -簡単な方法で、ここで説明する社会空間アッセイは、 ショウジョウバエmelanogaste rの社会的相互作用を定量化するために使用することができます。我々は以前に1を示されているように、二次元のチャンバ内で、我々は最初に、タイトなグループを形成するためにハエを強制その後、それらを互いに、その好適な距離を取ることを可能にします。ハエが確定した後、我々は無料のオンラインソフト（ImageJの）と静止画を加工する、最も近い隣人（または社会空間）までの距離を測定します。潜在的な交絡因子を制御しながら、最も近い隣人への距離の分析は、研究者は社会的相互作用の遺伝的要因と環境要因の影響を決定することを可能にします。そのような能力が、一日の時間、性別、ハエの数を、登山などの多様な要因がハエの社会的な間隔を変更することができます。そこで我々は、これらの交絡影響を緩和するために実験的な一連の制御を提案します。このアッセイすることができます少なくとも2つの目的のために使用されます。まず、研究者は、（例えば、分離、温度、ストレスや毒素など）自分の好きな環境のシフトは、社会的間隔1,2にどのような影響を与えるかを決定することができます。第二に、研究者は、社会的行動1,3のこの基本的な形の遺伝的および神経基盤を分析することができます。具体的には、例えば、ヒト4における自閉症の候補遺伝子のような他の生物、社会的行動に関与すると考えオルソロガス遺伝子の役割を研究するための診断ツールとしてそれを使用していました。

ソーシャルスペースチャンバは、 キイロショウジョウバエの社会的行動を定量化するためのツールとして使用することができます。アクリルスペーサーとガラス板は、多くの潜在的な交絡手がかりが存在せずに安定したグループを形成することができるハエた2次元エリアを提供する内側三角アリーナを形成するために一緒にクリップされます。ハエが垂直アリーナに転送されると、?...

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Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

で社会空間に影響を与える条件<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

conditions-affecting-social-space-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

12.0K ビュー.  University of Western Ontario. The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

ビデオ: Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

における自発運動量の測定<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

社会回避での定量化のための簡単​​なアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

でMARCMベースのクローンのMechanosensationための行動アッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

パスの長さのプロトコルを採餌<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;幼虫

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

キャピラリーフィーダーアッセイにおいて食物摂取を測定します<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

測定とマレの変更交尾ドライブ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

ショウジョウバエメラメラノガスターにおける学習誘発シナプス可塑性の生体内光学カルシウムイメージング

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

ショウジョウバエの微小呼吸器測定法の適応 - CASK変異体代謝への洞察

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

著者スポットライト:ショウジョウバエのメラノガスターと砂漠に適応したカブトムシに対する温度の影響 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

電量マイクロレスピロメトリーを用いたショウジョウバエのメラノガスターにおけるO2消費量の測定

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...