この作品は、国立科学財団キャリア賞（0953583）と健康NCI / R21-CA116102総合研究所、NCI / R21-CA125088、NIBIB / R01-EB012065、NCI / R01-CA157766によってサポートされていました。

このプロトコルでは、一つのオリゴヌクレオチド（RBMB1）はCF640Rレポーター色素とその5 &#39;末端で標識され、配列：5&#39;mCmUmUmC mGmUmC mCmAmC mAmAmA mCmAmC mAmAmC mUmCmC mUのmGmAmAmG mGmAmC mGmGmC mAmGmC mGmUmG mCmAmG mCmUmC MUMU-3&#39;。ヘアピン構造の形成を推進自己相補的ドメインは、太字で示しています。第二のオリゴヌクレオチド（RBMB2）はアイオワブラックRQ-Spをクエンチャーとの3 &#39;末端で標識され、配列を有した：5&#39;-mGmAmG mCmUmG mCmAmC mGmCmU mGmCmC mGmUmC-3&#39;。 RBMBsの調製<ol><li> RBMB1とRBMB2オリゴヌクレオチドを​​含有するチューブの迅速なスピンを行って、乾燥したオリゴヌクレオチドは、100μMの最終濃度までDNaseおよびRNaseフリー水中のチューブの底、再懸濁にあることを確認します。例えば、オリゴヌクレオチドの10ナノモルサンプルは100μlの水に再懸濁されるべきである。 </li><li> [測定URE紫外可視分光法によるRBMB1とRBMB2株式サンプルの正確な濃度。 <ol><li>マイクロチューブ117μlのDPBS（カルシウム及びマグネシウムを含まない）でRBMBサンプル3μlのを混ぜる。 </li><li> DPBSでブランク分光光度計とは、200〜800 nmの吸光度から測定します。注：ピークは260nmでの吸光度から650nmが見えるはずです。 </li><li>の式を用いて、260nmの（またはRBMB1 650 nm）における吸光度に基づいてRBMB試料のストック濃度を計算する： ストック濃度（M）は260で 260 nmでの吸光度と希釈係数が40である260 *希釈係数/吸光係数=。 注：RBMBの吸光係数は、オリゴヌクレオチドの製造元が提供する仕様書に記載されています。 650nmにおけるCF640Rの吸光係数は103,000である。 </li></ol></li><li> 100μMのRBMB120μlの100μMのRBMB230μlの、6μlの10倍を混ぜる;リン酸緩衝液（10×リン酸緩衝液：480mMのK 2 HPO 4、45mMのKH 2 PO 4、140mMのNaH 2 PO 4、pH7.2）で4μlのDNaseおよびRNaseフリー水。 30分間室温で混合物をインキュベートする。注：これは、典型的には、約50の研究のために十分である。 </li><li>いずれのハイブリダイズしていないRBMB2オリゴヌクレオチドを​​除去するために75調製グレードスーパーデックスを用いた液体クロマトグラフィーカラムを準備します。混合プローブの小さな体積を精製する〜4ミリリットルの総容積で8mLの（0.7×20cm）に、液体クロマトグラフィーカラムを使用してください。 </li><li>洗浄を、0.6 ml /分の流速でフローで動作するシリンジポンプを用いて〜1×リン酸緩衝液の50ミリリットルを平衡化したSuperdex。流体のすべてがベッドボリュームに入る前に、それを外し、シリンジポンプを停止し、残りの液体は、重力によってカラムを通過してみましょう。 </li><li>クロマトグラフィーカラムにRBMB混合物（60μl）をロードします。 <ol><li> RBMBサンプルは完全にした後にゆっくりと試料全体が完全にカラムに入ったことを確認するために、ベッドの上部に1×リン酸緩衝液の別の250μlのを追加し、ベッドに入った。 </li><li> 1×リン酸緩衝液でリムに列を入力します。上部を閉じて、シリンジポンプを起動 - シリンジ〜50ミリリットル1×PBSを充填した0.6 ml /分の流速で実行されるべきである。 </li><li> RBMBたら塔の底部に近づく - RBMBサンプルは一般的に容易に起因するプローブに組み込まれた染料の色に可視化することができる - フロースルー微量遠心チューブあたり2滴（1.5ミリリットル）で収集します。マイクロチューブ内の色が明らかになった時点で、サンプルの収集を停止。 </li></ol></li><li>通常は5-6チューブ - - 色のRBMBサンプルを含むチューブを組み合わせ、遠心フィルター装置（10,000 MWカットオフ）にロードする。 20分間または所望の体積になるまで万RCFでサンプルを遠心。注：これらの速度と時間は、一般的になります〜30μlの最終容量が得られる。 </li><li>紫外可視分光法により、精製RBMBサンプルの正確な濃度を測定する。 <ol><li>濃厚RBMBサンプル3μLを取り、マイクロチューブに117μlのDPBSで混ぜる。 </li><li> DPBSでブランク分光光度計とは、200〜800 nmの吸光度から測定します。注：ピークは260nmでの吸光度から650nmが見えるはずです。 </li><li>の式を用いて、650nmでの吸光度に基づいて、ハイブリダイズしたRBMBのストック濃度を計算する： ストック濃度（M）は650で 650 nmの吸光度で650 *希釈係数/絶滅係数=、希釈係数は40である。 注：650nmの時CF640Rの吸光係数は103,000であり、アイオワ州ブラックRQの吸光係数は〜20,000。吸光係数は、添加剤であり、ハイブリダイゼーションは区別されません。したがって、在庫RBMBサンプルはapproximatelの組み合わせ吸光係数を有する650nmでのy 123000。 </li></ol></li><li>将来の使用のために-20℃での名前と濃度とストアに適切にチューブにラベルを付けます。 </li></ol> 8ウェルチェンカバーガラスコーティングされたポリ-D-リジンの調製<ol><li>無菌環境に滅菌水25ml中のポリ-D-リジン（凍結乾燥粉末、g線照射）5mgを溶解することによって、ポリ-D-リジン0.2 mg / mlの溶液を調製する。 </li><li>無菌環境で、8ウェルチャンバーカバーガラスの各ウェルに0.2 mg / mlのポリ-D-リジン溶液200μlを追加します。 </li><li>細胞培養フード内で16〜18時間、室温でインキュベートする。 </li><li>ポリ-D-リジンを吸引し、滅菌蒸留水でウェルを3回洗浄する。注：コーティングされたチャンバースライドを4℃で保存することができる。 </li></ol> 3プローブ配信注：使用した細胞系は、少なくとも4順次結合してRNAを発現する統合された遺伝子構築物を含むべきで3 &#39;非翻訳領域（UTR）にRBMBのための部位をる。標的配列はRBMBのループに相補的であるべきである。これは、陰性対照として、同じ細胞株が、タンデムリピートなしで、同じ遺伝子構築物を発現するように操作されることをお勧めします。このプロトコルでは、ヒト線維肉腫細胞株HT1080は、3&#39;-UTRにおけるRBMB標的配列の96タンデムリピートを有するGFPの RNAを発現するように操作した。コントロール細胞株は、野生型GFPの RNAを発現するように操作した。 <ol><li>一日のプローブ配達の前40〜50％の集密度でT25フラスコ中で細胞をプレート。培養DMEM培地で細胞を1％のペニシリン/ストレプトマイシンおよび10％ウシ胎児血清（FBS）を補充し、そして5％CO 2、37℃でインキュベートする。 </li><li>次の日は、microporatorをオンにし、950 V、2パルス、25ミリ秒に微小穿孔のパラメータを設定してください。注：これらのパラメータは、HT1080細胞のために最適化されてきたが、それらは、細胞型に依存しており、adjusことができます製造業者の取扱説明書に記載されるような他の細胞型のためテッド。 </li><li> 4ミリリットルの電解液とのマイクロポチューブを記入し、マイクロポ·ステーションの上に置きます。 </li><li>精製されたRBMBの在庫サンプルを取り出して、それを解凍。 1×リン酸緩衝液で12μMの最終濃度になるように、いくつかのマイクロリットルに希釈する。 1μlを各微小穿孔のために必要とされる。 </li><li>ピペットFBSを有するがマイクロ遠心チューブに抗生物質を含まない培養液1ミリリットル。注：これは当分の間、マイクロポ機器の近くで、マイクロポ直後に細胞を懸濁するために使用され、取っておくことができます。培養培地中の抗生物質を含めることは、マイクロポレーション後の細胞生存率を減少させる。 </li><li>一回1ミリリットルのCa 2 +およびMg 2 +を含まないDPBSで細胞を洗浄、操作されたHT1080細胞（60〜80％コンフルエント）から細胞培養培地を取り出し、1〜2分間1ミリリットルトリプシンでインキュベートする。 </li><li> trypsinizatioを停止します抗生物質およびフェノールレッドを含まない10％ウシ胎児血清を補充した1ミリリットルDMEM培地を添加すること、および2つの1.5mlのマイクロチューブに細胞を移すことによりn。 </li><li> 5分間200×gで遠心チューブ中で細胞をスピンダウン。上清を除去し、再懸濁し、1mlのDPBSの最終体積で細胞ペレットを兼ね備えています。 </li><li>よく混合細胞懸濁液から10μLを取り、細胞をカウントします。 </li><li>必ず彼らはよく分散されていることを確認し、新しい1.5 mlのマイクロチューブにDPBSで300,000細胞を転送し、5分間200×gでスピンダウンするには、上下に数回の細胞をピペット。 </li><li>細胞ペレットを乱さないように注意しながら、上清を除去します。細胞を十分に分散されることを保証するために11μlの再懸濁緩衝液とピペット最大で数回上下ペレットを再懸濁する。気泡を発生しないように注意してください。注意：空気の泡がマイクロポ中に火花が発生し、貧しいRBMB配信や細胞死をもたらすであろう。 </li><li>希釈されたRBMB（12μM）を1μlを加え、ピペッティングにより数回上下よく混ぜる。ここでも気泡を生成しないように注意してください。 </li><li>吸引除去RBMB細胞液10μl、マイクロポピペットを用いて、マイクロポチューブにピペットを挿入します。マイクロポを開始するには、スタートボタンを押してください。注意：先端には目に見える気泡があってはならない。 </li><li> microporatorの画面が完了したことを示している場合には、FBSを1ミリリットルの培養液ではなく、抗生物質を含まない、先に作製したマイクロ遠心チューブに10μlの混合物を排出する、駅からピペットを取り外します。チューブ左右に数回揺動により穏やかに混合します。 </li><li> 5分間200×gで細胞をスピンし、細胞内に送達されなかったRBMBsを除去するために、FBSを1ミリリットルのフェノールレッドを含まない培養液ではなく、抗生物質を含まない、細胞をさらに2回洗浄する。 FBSを除いた全ての400μlのフェノールレッドを含まない培養培地で再懸濁抗生物質。 </li><li>ポリ-D-リジンへのプレートmicroporated細胞はウェルあたり200μlので、又は所望の密集度で8ウェルチャンバーカバーガラスをコーティングした。 </li><li>オプション：それは核イメージすることが望ましい場合、0.01ミリグラム/ mlの最終濃度で細胞にヘキスト33342を追加する。 </li><li>細胞培養インキュベーターにチャンバーカバーガラスを配置します。細胞がカバーガラス表面に落ち着くのに十分な時間を持つように、撮像前に1〜2時間、細胞をインキュベートする。注：イメージングは​​、30分後にマイクロポとすぐに行うことができる。 </li></ol> 4。画像取得<ol><li>生細胞期トップのインキュベーションシステムの電源を入れ、37℃、5％のCO 2、および75％の湿度に達するまで平衡化。 </li><li>顕微鏡と蛍光光源をオンにして、をMetaMorphソフトウェアを開きます。注：顕微鏡制御と画像取得のための他の同様のソフトウェア·パッケージを使用することもできる。 </li><li>にImmersolオイルを塗布する目的。 </li><li>生細胞期トップインキュベーションシステムにmicroporated細胞とチャンバーカバーガラスを転送します。温度までステージ天システムをインキュベートし、CO 2レベルが安定化される。 </li><li>をMetamorphソフトウェアで、[取得]タブを開きます。 、フィールドを見つけるためにショーのライブボタンをクリックして、白色光の下で焦点を調整し、[停止ライブ]ボタンをクリックします。 </li><li> [取得]タブで、クリックして、ストリーム取得ポップアップボタンを開き、目的の映画の収集パラメータを設定します。のCy5 / CF640Rフィルターを使用して150フレームを取得し、ハードドライブに画像を保存します。 </li></ol>

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J., Pinto, M., Schanze, K., Tan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+synthesis+of+an+oligonucleotide-poly(phenylene+ethynylene)+conjugate+with+a+precise+one-to-one+molecular+ratio.">Direct synthesis of an oligonucleotide-poly(phenylene ethynylene) conjugate with a precise one-to-one molecular ratio.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 44 (17), 2572-2576 (2005).</li><li>Lu, J., Tsourkas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+individual+microRNAs+in+single+mammalian+cells+in+situ.">Imaging individual microRNAs in single mammalian cells in situ.</a> Nucleic Acids Res. 37 (14), e100 (2009).</li><li>Raj, A., Peskin, C. S., Tranchina, D., Vargas, D. Y., Tyagi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stochastic+mRNA+synthesis+in+mammalian+cells.">Stochastic mRNA synthesis in mammalian cells.</a> PLoS Biol. 4 (10), e309 (2006).</li></ol>

博士マークBehlke博士陵黄は原稿に記載された化合物の一部に類似の販売のためのオリゴヌクレオチドを​​提供していますどのIDTによって採用されている。 IDTは株式公開企業、しかし、ではない、彼らは個人的には、IDT内の任意の株式/持分を所有していない。

従来の広視野顕微鏡を用いて、生きた細胞内の画像の単一設計されたRNA転写する能力は、各RNA転写物と結合していない蛍光プローブから発せられる低蛍光バックグラウンドに関連付けられる、明るく光安定蛍光シグナルを必要とします。この方法では、明るい蛍光シグナルは、各RNA転写物の上に、（96まで）の複数のオリゴヌクレオチドに基づく蛍光プローブ、 すなわち RBMBsをハイブ?...

RNA転写物の発現および調節は、細胞の挙動と運命を制御するための主な原因であり、複雑で動的なプロセスである。細胞機能を口述におけるRNAの重要性は以前から知​​られているが、ほとんどのRNAの解析ツールは、このような転写破裂、RNAなどの重要な調節事象を捕捉するために必要な空間および時間分解能を欠いているので、両者の間に明確な接続を描画することはしばしば困難である人身売買、およびローカライズされたRNAプロセシング。これは、個別のRNA転写物がリアルタイム1に生細胞内で可視化することを可能にするいくつかの技術の出現につながっている。おそらく、これらの技術の最も顕著な3&#39;-UTR 2,3にMS2結合部位の縦列反復を含むように操作されたRNAを標的とGFP-MS2融合タンパク質を利用する。近接さ、複数のGFP分子をもたらすことで、個別のRNA転写物は、明るい蛍光スポットとして表示され蛍光顕微鏡を経由。 GFP-MS2システムは、直接可視化および転写の測定値4,5破裂 、ユニークな細胞内局在および処理6-9の検出、およびRNA輸送10のリアルタイムイメージングを含む、RNAの挙動に前例のない洞察を、提供してきました。しかし、GFP-MS2システムの大きな可能性にもかかわらず、結合していないGFP-MS2融合タンパク質は汎用性とこの技術のダイナミックレンジを制限する高いバックグラウンド蛍光信号を生成することができる。いくつかのアプローチは、タンパク質断片相補11、及び代替RNA結合タンパク質と12を標的に結合していないGFP-MS2 10の細胞内区画化を含む、このバックグラウンド信号を制限するために開発されてきた。しかしながら、これらのアプローチの全ては、RNA標的とGFP-MS2融合タンパク質の相対的な総発現に対して感受性のままである。 AとしてGFP-MS2システムにlternative、分子ビーコンはまた、3&#39;-UTR 13,14における相補的な結合部位の縦列反復して操作されたRNA転写物を検出するために使用されてきた。分子ビーコンは、クエンチャーで、蛍光レポーターと他方の端部に一端で標識されているヘアピン形成オリゴヌクレオチドプローブである。標的RNAに結合されていない場合には蛍光レポーターとクエンチャーは、低蛍光状態になり、すぐ近くに残っています。ハイブリダイゼーションの際、蛍光レポーターとクエンチャーが離れて強制されると蛍光が復元されます。 GFP-MS2システムと同様、蛍光顕微鏡によって同定することができる明るい蛍光スポットにおける単一のRNA転写産物をもたらす上に複数の分子ビーコンの結合;しかしながら、バックグラウンド蛍光は、未結合の分子ビーコンの急冷構成に起因はるかに低いことが期待される。残念なことに、m個に組み込まれる巧妙な活性化メカニズムにもかかわらずolecularビーコンデザイン、生きている細胞に導入された場合にハイブリダイズしていない分子ビーコンは、ヘアピンコンフォメーションに残っていないことを成長している証拠がある。したがって、それらは有意にシグナル対バックグラウンドを低減する偽陽性シグナルを生成する。 15,16;この欠点を克服するために、私たちは最近、生きている細胞、レシオメトリック二分子ビーコン（ 図1A RBMBs）で画像化RNAのための新しい合成プローブを開発しました。 RBMBsは、短いヘアピンRNA（shRNA）、および分子ビーコンの両方から特徴を有するハイブリッド構造を形成する2つの2&#39;-O-メチルオリゴヌクレオチド鎖から構成されている。 3&#39;-UUオーバーハングの長い二本鎖ドメインはshRNAのより特徴的である間ループし、蛍光活性化機構は、分子ビーコンに似ています。 shRNAの機能は、核輸出を駆動するように設計されている私たちは&gt; 24時間に増加した細胞内寿命を見つけている、最小限の観察劣化し、ループの非特異的な開口を防止する。結果RBMBsは、分子ビーコンよりも有意に高いシグナル対バックグラウンドを示した。 これは、DNAベースのプローブは、RNAベースのプローブと同じ核外輸送機能を有していないのでRBMBsは、DNAオリゴヌクレオチドを​​用いて調製することができないことに留意すべきである。構造的に、RBMBループは、典型的には、RNAのハイブリダイゼーションの際の特異性および選択性の間のバランスを作成するために、長い15と21塩基の間であるように設計されている。 2つの自己相補的なドメインから構成する短いステムは、通常、4塩基であるように設計されている。長いステムが選択されている場合、RBMBループと標的RNAとのハイブリダイゼーションの速度は著しく17,18を減速される。より短いステム配列が選択されたとき、逆に溶融温度が高いバックグラウンドシグナルをもたらす、37℃でステムループ構造を維持するために頻繁に低すぎる。 RBMBの特異性も赤です茎長が短くなるようにuced。 RBMBステム-ループの配列はまた、RBMB性能に影響を与えることができるので、19を慎重に選択しなければならない。具体的には、理想的なループ配列は、最小の二次構造を有するべきである最小の二次構造を有するRNA配列にハイブリダイズし、タンパク質結合部位を回避し、および結合オフターゲットを回避する。 RBMBおよびRNA二次構造の両方の予測は、MFOLD 20などのソフトウェアを使用して得ることができる。コンプリメンタリオフターゲット部位は、ヌクレオチドの基本的なローカル割り付け検索ツール（BLAST）を使用して識別することができます。しかし、モデル予測およびタンパク質入札機関部位を同定することが困難に不整合により、すべてのRBMBsの特異性は、最終的には実験的に検証する必要があります。 望ましい場合には、ハイブリダイゼーション状態の影響を受けない非消光参照色素はRBMB 15に加えることができる。参照色素の添加は、PRができるプローブの配信のためにマーカーをovide全細胞蛍光のより正確な測定が必要な場合は、レシオメトリックイメージングに使用される。リファレンス色素は測定が送達細胞間のばらつきに起因バックグラウンドの差を調整することができる。しかし、個別のRNAを撮像する際は、参照色素を必要としない転写産物。注目すべきことに、いくつかの基準色素は核内でわずかに高いバックグラウンドシグナルをもたらし、核からRBMBsの輸出を妨害する可能性がある。 適切に設計されたときに、標的RNAは、少なくとも4つのRBMB結合部位（ 図1B）16 を含むように操作された場合、RBMBsは、単一の生細胞内の画像個別のRNA転写物に使用することができる。 RBMBsを効率的に細胞生存率21全く影響がほとんどで、マイクロポレーションを介して細胞タイプの広い範囲内に送達することができ、遺伝子発現の定量的測定であることができる30分以内に取得しました。結合していないRBMBsからの蛍光を効率的に消光されるので、方法論は、RBMB濃度と標的RNAのレベルにかなり鈍感である。ここでは、マイクロポリアルタイムで単一のRNA転写物の画像化を介して生細胞へRBMBsを準備し、精製するために使用される方法の詳細な説明、ならびにRBMBsの送達のための一般的な手順を提供する。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="977">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Nuclease-free Water</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">AM9932</td>
			<td style="width:244px;">no DEPC-treated</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">DPBS</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td>14190-144</td>
			<td>No Ca2+ and Mg2+</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Cary 100 UV-Vis Spectrophotometer</td>
			<td style="width:207px;">Agilent Technologies</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Potassium Phosphate Dibasic</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">P290-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Potassium Phosphate Monobasic</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">P284-500&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Sodium Phosphate Monobasic</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">S381-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:207px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:220px;">22364111</td>
			<td>1.5mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Chromatography Column</td>
			<td style="width:207px;">Kimble Chase Life Science</td>
			<td style="width:220px;">420400-0720</td>
			<td>0.7x20cm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Superdex 75 Prep Grade</td>
			<td style="width:207px;">GE healthcare</td>
			<td style="width:220px;">17-1044-01&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Syringe Pump</td>
			<td style="width:207px;">Braintree Scientific</td>
			<td style="width:220px;">BS-300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Syringe</td>
			<td style="width:207px;">BD</td>
			<td style="width:220px;">301035</td>
			<td>60mL, Luer-lok tip</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Centrifugal Filter Units</td>
			<td style="width:207px;">Millipore</td>
			<td style="width:220px;">UFC501096</td>
			<td>Mw 10,000 cutoff</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Centrifuge 5418</td>
			<td style="width:207px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Poly-D-lysine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:220px;">P7280-5MG</td>
			<td>lyophilized powder, g-irradiated</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">8-well chambered coverglass</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">155409</td>
			<td>Working volume 0.2-0.5mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">HT1080</td>
			<td style="width:207px;">ATCC</td>
			<td style="width:220px;">CCL-121</td>
			<td>Human Fibrosarcoma cell line</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Cell Culture Flask</td>
			<td style="width:207px;">Corning</td>
			<td style="width:220px;">430639</td>
			<td>25cm2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">DMEM</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">11965084</td>
			<td>High glucose</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">DMEM without Phenol Red</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">21063029</td>
			<td>High glucose</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td style="width:207px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:220px;">F2442-500ML&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Penecillin/Streptomycin</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">15140122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Trypsin</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">25300054</td>
			<td>0.05% Trypsin-EDTA</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Neon transfection system</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">MPK5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Neon transfection system kit&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">MPK1096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Hemacytometer</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">02-671-10&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hoescht 33342</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">H1399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">IX-81 Inverted fluorescence microscope&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Olympus</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">SOLA light engine</td>
			<td style="width:207px;">Lumencor</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Metamorph</td>
			<td style="width:207px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td>Software controlling microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Immersol oil 518F</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">12-624-66B&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real-time imaging of single engineered rna transcripts in living cells using ratiometric bimolecular beacons

両方の遺伝子発現の時間的および空間的調節は細胞機能に重要な影響を持つことができ、成長の実現は、単一の生細胞内の個別のRNA転写産物を視覚化するために多様な技術が開発された。最近記載されている一つの有望な技術は、3 &#39;非翻訳領域におけるRBMB標的配列の少なくとも4つのタンデムリピートを含むように操作されたRNA転写産物を検出するためのオリゴヌクレオチドベースの光プローブ、レシオメトリック二分子ビーコン（RBMB）を利用する。 RBMBsを具体的に相補的なRNAへのハイブリダイゼーションの際に、明るい蛍光シグナルを発するように設計されているが、それ以外は急冷されたままになります。この方法で合成プローブの使用は、赤方偏移し、光安定性を可能にし、高度に発光性有機染料は、画像形成に使用される。広視野蛍光顕微鏡下で見たときの離散蛍光スポットにおける工学的RNA転写産物の結果を複数のRBMBsの結合。したがって、個別のRNA転写物の移動が容易に蛍光画像の時系列を取ることによって、リアルタイムで可視化することができる。ここでは、マイクロポと単一のRNA転写物の生細胞イメージングによる細胞への送達、RBMBsの調製および精製を記載している。

広視野蛍光顕微鏡で画像化する際まもなくRBMBsの存在下で、HT1080細胞のマイクロポ以下、それらの3&#39;-UTR内の複数RBMB結合部位を含むように操作された個別のRNA転写物（ 図2）のように明るい蛍光スポットとして表示されます。わずか4つのRBMB結合部位を有する個別のRNA転写物は、生細胞内で画像化することができるが、3&#39;-UTRにおける結合部位よりRBMB、強い蛍光シグナル。信号?...

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Real-time Imaging of Single Engineered RNA Transcripts in Living Cells Using Ratiometric Bimolecular Beacons

レシオメトリック二分子ビーコン（RBMBs）は、生細胞内の画像の単一操作されたRNA転写物に使用することができる。ここでは、マイクロポリアルタイムで単一のRNA転写物の蛍光イメージングによる細胞内へのRBMBsの配信、RBMBsの調製および精製を記載している。

レシオメトリック二分子ビーコンを使用して、生細胞における単エンジニアのRNA転写物のリアルタイムイメージング

The growing realization that both the temporal and spatial regulation of gene expression can have important consequences on cell function has led to the ...

real-time-imaging-single-engineered-rna-transcripts-living-cells

Research

JoVE Journal

Biology

11.7K ビュー.  University of Pennsylvania. レシオメトリック二分子ビーコン（RBMBs）は、生細胞内の画像の単一操作されたRNA転写物に使用することができる。ここでは、マイクロポリアルタイムで単一のRNA転写物の蛍光イメージングによる細胞内へのRBMBsの配信、RBMBsの調製および精製を記載している。 

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Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging. Cell shape changes in the fly are analogous to those in higher organisms, and they drive tissue morphogenesis. So, in many cases, their study has direct implications for understanding human disease (Table 1)1-5. On the sub-cellular scale, these cell shape changes are the product of activities ranging from gene expression to signal transduction, cell polarity, cytoskeletal remodeling and membrane trafficking. Thus, the Drosophila embryo provides not only the context to evaluate cell shape changes as they relate to tissue morphogenesis, but also offers a completely physiological environment to study the sub-cellular activities that shape cells.
The protocol described here is designed to image a specific cell shape change called cellularization. Cellularization is a process of dramatic plasma membrane growth, and it ultimately converts the syncytial embryo into the cellular blastoderm. That is, at interphase of mitotic cycle 14, the plasma membrane simultaneously invaginates around each of ~6000 cortically anchored nuclei to generate a sheet of primary epithelial cells. Counter to previous suggestions, cellularization is not driven by Myosin-2 contractility6, but is instead fueled largely by exocytosis of membrane from internal stores7. Thus, cellularization is an excellent system for studying membrane trafficking during cell shape changes that require plasma membrane invagination or expansion, such as cytokinesis or transverse-tubule (T-tubule) morphogenesis in muscle.
Note that this protocol is easily applied to the imaging of other cell shape changes in the fly embryo, and only requires slight adaptations such as changing the stage of embryo collection, or using "embryo glue" to mount the embryo in a specific orientation (Table 1)8-19. In all cases, the workflow is basically the same (Figure 1). Standard methods for cloning and Drosophila transgenesis are used to prepare stable fly stocks that express a protein of interest, fused to Green Fluorescent Protein (GFP) or its variants, and these flies provide a renewable source of embryos. Alternatively, fluorescent proteins/probes are directly introduced into fly embryos via straightforward micro-injection techniques9-10. Then, depending on the developmental event and cell shape change to be imaged, embryos are collected and staged by morphology on a dissecting microscope, and finally positioned and mounted for time-lapse imaging on a confocal microscope.

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Early development of the fruit fly, Drosophila melanogaster, is characterized by a number of cell shape changes that are well suited for imaging approaches. This article will describe basic tools and methods required for live confocal imaging of Drosophila embryos, and will focus on a cell shape change called cellularization.

リビングでのイメージング、細胞の形状の変更ショウジョウバエ胚

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

生物学

Measuring the Kinetics of mRNA Transcription in Single Living Cells

The transcriptional activity of RNA polymerase II (Pol II) is a dynamic process and therefore measuring the kinetics of the transcriptional process in vivo is of importance. Pol II kinetics have been measured using biochemical or molecular methods.1-3 In recent years, with the development of new visualization methods, it has become possible to follow transcription as it occurs in real time in single living cells.4 Herein we describe how to perform analysis of Pol II elongation kinetics on a specific gene in living cells.5, 6 Using a cell line in which a specific gene locus (DNA), its mRNA product, and the final protein product can be fluorescently labeled and visualized in vivo, it is possible to detect the actual transcription of mRNAs on the gene of interest.7, 8 The mRNA is fluorescently tagged using the MS2 system for tagging mRNAs in vivo, where the 3'UTR of the mRNA transcripts contain 24 MS2 stem-loop repeats, which provide highly specific binding sites for the YFP-MS2 coat protein that labels the mRNA as it is transcribed.9 To monitor the kinetics of transcription we use the Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) method. By photobleaching the YFP-MS2-tagged nascent transcripts at the site of transcription and then following the recovery of this signal over time, we obtain the synthesis rate of the newly made mRNAs.5 In other words, YFP-MS2 fluorescence recovery reflects the generation of new MS2 stem-loops in the nascent transcripts and their binding by fluorescent free YFP-MS2 molecules entering from the surrounding nucleoplasm. The FRAP recovery curves are then analyzed using mathematical mechanistic models formalized by a series of differential equations, in order to retrieve the kinetic time parameters of transcription.

RNA polymerase II transcriptional kinetics are measured on specific genes in living cells. mRNAs transcribed from the gene of interest are fluorescently tagged and using Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) the in vivo kinetics of transcriptional elongation are obtained.

単一生細胞におけるmRNAの転写の動態を測定

The transcriptional activity of RNA polymerase II (Pol II) is a dynamic process and therefore measuring the kinetics of the transcriptional process in ...

FRET Microscopy for Real-time Monitoring of Signaling Events in Live Cells Using Unimolecular Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring of biochemical and signaling events in live cells and tissues. Compared to classical biochemical methods, this novel technology is characterized by high temporal and spatial resolution. FRET experiments use various genetically-encoded biosensors which can be expressed and imaged over time in situ or in vivo1-2. Typical biosensors can either report protein-protein interactions by measuring FRET between a fluorophore-tagged pair of proteins or conformational changes in a single protein which harbors donor and acceptor fluorophores interconnected with a binding moiety for a molecule of interest3-4. Bimolecular biosensors for protein-protein interactions include, for example, constructs designed to monitor G-protein activation in cells5, while the unimolecular sensors measuring conformational changes are widely used to image second messengers such as calcium6, cAMP7-8, inositol phosphates9 and cGMP10-11. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from single commercially available components and how to control the whole setup using the Micro-Manager freeware. This simple but powerful instrument is designed for routine or more sophisticated FRET measurements in live cells. Acquired images are processed using self-written plug-ins to visualize changes in FRET ratio in real-time during any experiments before being stored in a graphics format compatible with the build-in ImageJ freeware used for subsequent data analysis. This low-cost system is characterized by high flexibility and can be successfully used to monitor various biochemical events and signaling molecules by a plethora of available FRET biosensors in live cells and tissues. As an example, we demonstrate how to use this imaging system to perform real-time monitoring of cAMP in live 293A cells upon stimulation with a &beta;-adrenergic receptor agonist and blocker.

F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy is a powerful technique for real-time monitoring of signaling events in live cells using various biosensors as reporters. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from commercially available components and how to use it for FRET experiments.

単分子バイオセンサーを用いた生細胞中のシグナル伝達事象をリアルタイムで監視するための顕微鏡のFRET

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy  continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring  of biochemical ...

Quantitative, Real-time Analysis of Base Excision Repair Activity in Cell Lysates Utilizing Lesion-specific Molecular Beacons

We describe a method for the quantitative, real-time measurement of DNA glycosylase and AP endonuclease activities in cell nuclear lysates using base excision repair (BER) molecular beacons. The substrate (beacon) is comprised of a deoxyoligonucleotide containing a single base lesion with a 6-Carboxyfluorescein (6-FAM) moiety conjugated to the 5'end and a Dabcyl moiety conjugated to the 3' end of the oligonucleotide. The BER molecular beacon is 43 bases in length and the sequence is designed to promote the formation of a stem-loop structure with 13 nucleotides in the loop and 15 base pairs in the stem1,2. When folded in this configuration the 6-FAM moiety is quenched by Dabcyl in a non-fluorescent manner via F&ouml;rster Resonance Energy Transfer (FRET)3,4. The lesion is positioned such that following base lesion removal and strand scission the remaining 5 base oligonucleotide containing the 6-FAM moiety is released from the stem. Release and detachment from the quencher (Dabcyl) results in an increase of fluorescence that is proportionate to the level of DNA repair. By collecting multiple reads of the fluorescence values, real-time assessment of BER activity is possible. The use of standard quantitative real-time PCR instruments allows the simultaneous analysis of numerous samples. The design of these BER molecular beacons, with a single base lesion, is amenable to kinetic analyses, BER quantification and inhibitor validation and is adaptable for quantification of DNA Repair activity in tissue and tumor cell lysates or with purified proteins. The analysis of BER activity in tumor lysates or tissue aspirates using these molecular beacons may be applicable to functional biomarker measurements. Further, the analysis of BER activity with purified proteins using this quantitative assay provides a rapid, high-throughput method for the discovery and validation of BER inhibitors.

We describe a method for the quantitative, real-time measurement of DNA glycosylase and AP endonuclease activities in cell nuclear lysates. The assay yields rates of DNA Repair activity amenable to kinetic analysis and is adaptable for quantification of DNA Repair activity in tissue and tumor lysates or with purified proteins.

病変の特異的分子ビーコンを活用した細胞ライセート中の塩基除去修復活性の定量、リアルタイム分析

We describe a method for the quantitative, real-time measurement of DNA glycosylase and AP endonuclease activities in cell nuclear lysates using base ...

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in the x-y plane. Here a summary of the FIONA technique is reported and examples of research that have been performed using FIONA are briefly described. First, how to set up the required equipment for FIONA experiments, i.e., a total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), with details on aligning the optics, is described. Then how to carry out a simple FIONA experiment on localizing immobilized Cy3-DNA single molecules using appropriate protocols, followed by the use of FIONA to measure the 36 nm step size of a single truncated myosin Va motor labeled with a quantum dot, is illustrated. Lastly, recent effort to extend the application of FIONA to thick samples is reported. It is shown that, using a water immersion objective and quantum dots soaked deep in sol-gels and rabbit eye corneas (&#62;200 &#181;m), localization precision of 2-3 nm can be achieved.

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

Single fluorophores can be localized with nanometer precision using FIONA. Here a summary of the FIONA technique is reported, and how to carry out FIONA experiments is described.

ワンナノメートルの精度で蛍光イメージング（FIONA）

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

リビングヒト臍帯静脈内皮細胞における高解像度タイムラプスイメージングと微小管ダイナミクスの自動解析

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

Application of Genetically Encoded Fluorescent Nitric Oxide (NO&#8226;) Probes, the geNOps, for Real-time Imaging of NO&#8226; Signals in Single Cells

Nitric Oxide (NO&#8226;) is a small radical, which mediates multiple important cellular functions in mammals, bacteria and plants. Despite the existence of a large number of methods for detecting NO&#8226; in vivo and in vitro, the real-time monitoring of NO&#8226; at the single-cell level is very challenging. The physiological or pathological effects of NO&#8226; are determined by the actual concentration and dwell time of this radical. Accordingly, methods that allow the single-cell detection of NO&#8226; are highly desirable. Recently, we expanded the pallet of NO&#8226; indicators by introducing single fluorescent protein-based genetically encoded nitric oxide (NO&#8226;) probes (geNOps) that directly respond to cellular NO&#8226; fluctuations and, hence, addresses this need. Here we demonstrate the usage of geNOps to assess intracellular NO&#8226; signals in response to two different chemical NO&#8226;-liberating molecules. Our results also confirm that freshly prepared 3-(2-hydroxy-1-methyl-2-nitrosohydrazino)-N-methyl-1-propanamine (NOC-7) has a much higher potential to evoke change in intracellular NO&#8226; levels as compared with the inorganic NO&#8226; donor sodium nitroprusside (SNP). Furthermore, dual-color live-cell imaging using the green geNOps (G-geNOp) and the chemical Ca2+ indicator fura-2 was performed to visualize the tight regulation of Ca2+-dependent NO&#8226; formation in single endothelial cells. These representative experiments demonstrate that geNOps are suitable tools to investigate the real-time generation and degradation of single-cell NO&#8226; signals in diverse experimental setups.

Application of Genetically Encoded Fluorescent Nitric Oxide (NO&amp;#8226;) Probes, the geNOps, for Real-time Imaging of NO&amp;#8226; Signals in Single Cells

This manuscript presents protocols for the application of novel genetically encoded nitric oxide (NO&#8226;) probes (geNOps) to monitor single cell NO&#8226; fluctuations in real-time using fluorescence microscopy. The Ca2+-triggered NO&#8226; formation on the level of individual endothelial cells was visualized by combining geNOps with a chemical Ca2+ sensor.

遺伝的にコードされた蛍光一酸化窒素の応用（•NO）シングル細胞におけるNO•信号のリアルタイムイメージングのためのプローブ、geNOps、

Nitric Oxide (NO&#8226;) is a small radical, which mediates multiple important cellular functions in mammals, bacteria and plants. Despite the existence ...

Method for Labeling Transcripts in Individual Escherichia coli Cells for Single-molecule Fluorescence In Situ Hybridization Experiments

A method is described for labeling individual messenger RNA (mRNA) transcripts in fixed bacteria for use in single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) experiments in E. coli. smFISH allows the measurement of cell-to-cell variability in mRNA copy number of genes of interest, as well as the subcellular location of the transcripts. The main steps involved are fixation of the bacterial cell culture, permeabilization of cell membranes, and hybridization of the target transcripts with sets of commercially available short fluorescently-labeled oligonucleotide probes. smFISH can allow the imaging of the transcripts of multiple genes in the same cell, with limitations imposed by the spectral overlap between different fluorescent markers. Following completion of the protocol illustrated below, cells can be readily imaged using a microscope coupled with a camera suitable for low-intensity fluorescence. These images, together with cell contours obtained from segmentation of phase contrast frames, or from cell membrane staining, allow the calculation of the mRNA copy number distribution of a sample of cells using open-source or custom-written software. The labeling method described here can also be applied to image transcripts with stochastic optical reconstruction microscopy (STORM).

Method for Labeling Transcripts in Individual Escherichia coli Cells for Single-molecule Fluorescence In Situ Hybridization Experiments

This manuscript describes a method for labeling individual messenger RNA (mRNA) transcripts with fluorescently-labeled DNA probes, for use in single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) experiments in E. coli. smFISH is a visualization method that allows the simultaneous detection, localization, and quantification of single mRNA molecules in fixed individual cells.

単一分子蛍光In Situハイブリダイゼーション実験のため個々 の大腸菌細胞の転写物を自動ラベリング手法

A method is described for labeling individual messenger RNA (mRNA) transcripts in fixed bacteria for use in single-molecule fluorescence in situ ...

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli using Two-Color Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization

Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) allows for counting the absolute number of mRNAs in individual cells. Here, we describe an application of smFISH to measure the rates of transcription and mRNA degradation in Escherichia coli. As smFISH is based on fixed cells, we perform smFISH at multiple time points during a time-course experiment, i.e., when cells are undergoing synchronized changes upon induction or repression of gene expression. At each time point, sub-regions of an mRNA are spectrally distinguished to probe transcription elongation and premature termination. The outcome of this protocol also allows for analyzing intracellular localization of mRNAs and heterogeneity in mRNA copy numbers among cells. Using this protocol many samples (~50) can be processed within 8 h, like the amount of time needed for just a few samples. We discuss how to apply this protocol to study the transcription and degradation kinetics of different mRNAs in bacterial cells.

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli using Two-Color Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization

This protocol describes an application of single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) to measure the in vivo kinetics of mRNA synthesis and degradation.

Situハイブリダイゼーションにおける2色単分子蛍光を用いた 大腸菌 における空間と時間におけるmRNA運動学の探査

Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) allows for counting the absolute number of mRNAs in individual cells. Here, we describe an ...

Real-Time Monitoring of Aurora kinase A Activation using Conformational FRET Biosensors in Live Cells

Epithelial cancers are often hallmarked by the overexpression of the Ser/Thr kinase Aurora A/AURKA. AURKA is a multifunctional protein that activates upon its autophosphorylation on Thr288. AURKA abundance peaks in mitosis, where it controls the stability and the fidelity of the mitotic spindle, and the overall efficiency of mitosis. Although well characterized at the structural level, a consistent monitoring of the activation of AURKA throughout the cell cycle is lacking. A possible solution consists in using genetically-encoded F&#246;rster&#8217;s Resonance Energy Transfer (FRET) biosensors to gain insight into the autophosphorylation of AURKA with sufficient spatiotemporal resolution. Here, we describe a protocol to engineer FRET biosensors detecting Thr288 autophosphorylation, and how to follow this modification during mitosis. First, we provide an overview of possible donor/acceptor FRET pairs, and we show possible cloning and insertion methods of AURKA FRET biosensors in mammalian cells. Then, we provide a step-by-step analysis for rapid FRET measurements by fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM) on a custom-built setup. However, this protocol is also applicable to alternative commercial solutions available. We conclude by considering the most appropriate FRET controls for an AURKA-based biosensor, and by highlighting potential future improvements to further increase the sensitivity of this tool.

The activation of the multifunctional Ser/Thr kinase AURKA is hallmarked by its autophosphorylation on Thr288. Fluorescent probes relying on FRET can discriminate between its inactive and activated states. Here, we illustrate some strategies for probe engineering, together with a rapid FRET protocol to follow the kinase activation throughout mitosis.

ライブ細胞におけるコンソジショナルフレットバイオセンサーを用いたオーロラキナーゼ活性化のリアルタイムモニタリング

Epithelial cancers are often hallmarked by the overexpression of the Ser/Thr kinase Aurora A/AURKA. AURKA is a multifunctional protein that activates upon ...