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The authors declare that they have no competing financial interests.

従来の方法と比較して、TGR生殖細胞突然変異アッセイは、 インビボで生殖細胞突然変異を誘発され定量化するより速く、より経済的で、かつより高感度な手段を提供する。子孫とは対照的に精子を直接導入遺伝子MFを評価することによって、動物の数は、任意の単一化合物の生殖細胞変異原性を評価するために必要な時間およびリソースが大幅に低減される。感度の点では、用量群ごとに5匹の動物を用いて、25mg / kgののENUへの曝露後の精原幹細胞MFが大幅に2.6倍の増加を検出することができた。これとは対照的に、特定の遺伝子座アッセイは、使用してこの同じ用量で、MFに有意な変化を検出することができませんでした&gt;曝露群における3000マウス&gt;50万対照マウス28。 両方の機構的および規制調査のための適性に加えて、この方法は、体細胞および生殖系列mutati間の比較研究のための機会を提供率に。最近の証拠は、いくつかの薬剤のための生殖細胞変異は体細胞変異のために必要とされるよりも低い濃度で誘導され得ることを示唆している。例えば、N-ヒドロキシメチルアクリルアミドへの長期暴露は、食品の発癌物質アクリルアミド12の代謝産物は、赤血球中の小核頻度、体細胞遺伝学的損傷13の伝統的な尺度に影響を与えることなく、マウスにおける優性致死生殖細胞変異の頻度を増大させる。さらに、両方の主流と副流タバコ煙に対するマウスの曝露は、血液小核頻度14を増加させない用量での精子におけるタンデムリピートのDNA座で上昇した変異頻度が発生します。これらの知見は、体細胞遺伝毒性試験は常に生殖細胞系の保護的であるという仮定に挑戦し、生殖細胞変異頻度を定量化するためのより効率的で費用効果的な手段の需要を強化する。しかし、優先的な生殖細胞変異原性の証拠はまだ弱いです、主に体細胞および生殖細胞組織に突然変異率を比較するための利用可能なデータが不足しているため。 TGRの突然変異試験は、並列テストと同じ導入遺伝子を使用して、複数の組織における誘発突然変異率の比較を可能にする。したがって、TGRアッセイを用いた比較突然変異検査は、優先生殖細胞効果の可能性を取り囲むデータギャップを埋めるために役立つだろう。 規制試験のための体細胞および生殖細胞変異の同時評価はまた、必要な動物の数を減らすことにより効率を改善するであろう。体細胞変異のためのOECDガイドラインは、3日間のサンプリング時間（+ 3 28）に続いて、28日の管理時間を推奨しています。それは精子形成の精母細胞と精細胞相（ 図3）の間、主に曝露された細胞を標的とするので、尾部精子の分析は、この時点で貧弱な感度を提供することがあります。これらの段階の細胞はDNAを合成し、漸進的にDNA修復のための6能力を失うことはありません&lt;/ SUP&gt;。さらに、この時点でのサンプリング尾精子は精原幹細胞に存在する変異を検出するために失敗していました。このように、28 +3設計への統合のために、OECDガイドラインは、精細管から生殖細胞を採取することをお勧めします。この混合集団は、DNA合成および幹細胞を含む修復熟練した細胞型由来の細胞を含み、精子形成の段階の大部分にわたって露出している。しかし、これらの細胞の混合性質のために、精細管の細胞分析は、相固有の情報を提供していません。また、非標的細胞の存在が観察されたMFに影響を与えることができることが懸念される（ 例えばによるDNA修復欠損の生殖細胞から変異した生殖細胞シグナルの突然変異した体細胞の汚染、または希釈に偽陽性の生殖細胞変異呼び出し） 。現在、28 + 3申し出同じ感度と特異性aにおける精細管細胞からの結果かどうかを結論付けるには不十分なデータが存在する後の時点でのS尾部精子。当研究室では現在、この点に対処するために、さまざまなサンプリング時間後に収集精細管細胞及び尾部精子における誘導のMFを比較している。私たちは、OECDガイドラインがゆっくりなども生殖細胞分析に適している可能性がある肝臓のような組織を分割するための28日間の代替的なサンプリング時間を示唆していることに注意してください。それにもかかわらず、利用可能なデータはまだ不十分であり、当社は現在、規制テスト用のTGRの突然変異アッセイを用いて、体細胞および生殖細胞の同時分析のための1つの実験計画をお勧めすることはできません。 注目すべきであるこのアッセイの一つの特徴は、変異事象は、非マウスのトランスジーンで評価されていることである。しかし、導入遺伝子が内因性遺伝子20と同様の方法で、環境変異原に応答することを示唆する十分な証拠がある。さらに、独立した突然変異事象の正確な起源はすることは困難であるため、解決し、結果は、一般に、（変異頻度とは対照的に）変異頻度として報告される。結果はクローン拡大のために補正されている場合は、実際の変異頻度を解消することができる（ すなわち 、導入遺伝子変異体の観察された頻度に寄与することができる単一の変異細胞の分裂および乗算）DNA配列決定によってを。変異体遺伝子の配列決定は、lacZの変異を特徴付けるために行われ、これは、分析の時間とコストを大幅に追加されたが、クローン性増殖事象に由来することができる変異体を同定することができる。短い（294 3021塩基対lacZの対塩基、 図1）および29の配列決定が容易になり、λ のcII遺伝子の変異体：lacZ遺伝子に加えて、theλgt10トランスジェニックベクターは、代替的な温度依存性の変異レポーター遺伝子を保有する。配列決定はまたmutatioへの洞察を提供し、誘導された突然変異スペクトルの解析を可能にする問題の化合物の内部メカニズム。クローン性増殖の極端な例では、「ジャックポット」の突然変異の発生である（ すなわち 、劇的に上昇したMFに貢献臓器の開発の非常に早い段階で、導入遺伝子変異、時には何百背景よりも大きい数千倍まで）。 「ジャックポット」変異を有する動物または組織は、分析から削除する必要があります。 私たちが説明したアッセイは、例えば、（20に総説）、同様の変異レポーターベクターを保有するこれらの全てはBigBlueマウスおよびラット、およびlacZプラスミドマウスなどの他のTGRのモデルに広く適用可能である。同様の方法を採用して今日までに行われ、生殖細胞の研究の大部分は、そのようなENUおよび（30に概説される）放射線とほぼ独占的に上のよく特徴付け変異原を当てている。これは、TGRのアッセイのためのOECDテストガイドラインの最近のリリースで、このアッセイはなることが予想される化学スクリーニングおよび規制評価のためにますます人気。規制テストバッテリーにTGR生殖細胞突然変異試験の組み込みは、生殖細胞11における突然変異誘発の効率的な評価を可能にすることにより、既存のギャップを埋める。さらに、このアッセイは、同一の遺伝的エンドポイントでの環境因子による突然変異の誘発に体細胞および生殖細胞の相対感度を比較するための適切な手段を提供し、実質的に任意の組織においてMFを測定するために使用することができる。

生殖細胞における散発DNA変異は、減少し繁殖成功につながることや、継承された場合には、子孫1-3で癌に対する遺伝的疾患または高められた素因の原因となります。実質的な証拠が新生突然変異の大部分は父方の生殖細胞系列4から継承されることを示している、と子孫における変異の数は、積極的に受胎5の時に父方の年齢と相関していること。男性の突然変異のより高い割合が男女間の配偶子形成時の年齢差の結果であると考えられている、女性の生殖細胞系列2 oogenic細胞分裂の数と比較して精子形成細胞分裂より多くの、そしてDNAの進行性の低下男性では年齢とともに修復効率。これらの要因はすべて、男性の生殖細胞系列6の複製エラーの確率が増加に寄与している。しかし、父方の暴露の影響は、エンバイロする新生突然変異の頻度にnmental要因は不明である。それにもかかわらず、環境因子の多数のげっ歯類7の生殖細胞突然変異を誘発することが知られており、これらの薬剤のいくつかは、ヒト生殖細胞系8に影響を与えることができることの証拠があるれている。これらの懸念にもかかわらず、化学物質が日常的に規制目的のために体細胞において変異を誘導するそれらの能力について試験し、それは一般的に体細胞試験は生殖細胞を保護するのに十分であると仮定する。したがって、化学物質はまれにしか生殖細胞突然変異を誘導するそれらの能力について評価されていない。 生殖細胞変異原性試験は、主に規制意思決定プロセスから省略されている一つの理由は、実用的な方法論の欠如である。このような優性致死9および特定の遺伝子座10のテストなどの伝統的な齧歯類ベースの方法は、胚または子孫の変異表現型をスコアリングすることにより生殖細胞突然変異率を推定露出した両親。これらのアッセイは、統計的に意味のある結果を取得するために、動物、時間とリソースの非常に多数の使用を必要とする。 生殖細胞変異を定量化するためのいくつかの近代的な方法は、最近浮上しているが、多くは彼らの実用性、効率性、および生物学的関連性の面で欠点を抱えている。例えば、遺伝子座は、単一分子PCR法15を用いて、雄性生殖細胞に定量することができる拡張した単純なタンデムリピート（エストル）で長さ変異を繰り返す。しかし、この方法の実行は技術的に困難かつ面倒であることができ、点突然変異とは異なり、非常に不安定エストル遺伝子座の反復長の変化の生物学的および健康的意義は不明である16。現代の世代突然変異4,17の問題に適用した場合に全ゲノムシーケンシング技術は、生物学的に意味のあるデータを豊富に提供することができますが、高コスト、高エラー率、必要に関連した検証変異を確認し、バイオインフォマティクスの課題は、依然として規制のテスト容量18には、このオプションの日常的な適用を制限する。 ここで、私たちは、トランスジェニック雄マウスの生殖細胞内に直接誘導された変異を定量化するための実用的な方法を説明している。このプロトコルは、第3染色体19（ 図1）の両方のコピーに組み込まれ、大腸菌lacZレポーター遺伝子を含む組換えをλgt10ファージベクターの複数の連結のコピーを有するトランスジェニックMutaMouseモデル、に記載されている。 このプロトコルは、（。BigBlueマウスおよびラット、またはlacZのプラスミドマウスなど ）も同じ原理に基づいて、他のトランスジェニックげっ歯類（TGR）のモデルに関連しているか、わずかに異なるレポーター遺伝子（GPTデルタマウスおよびラット、TGRのモデルはランバートらに検討文献 20）。この方法は、最近リリースされたに記載されたTGRの突然変異試験に基づいていますやOECDテストガイドライン21を改訂し、私たちが原因精子形成の独特の特性のため、男性の生殖細胞系列の変異の評価に対応するために必要な特別な考慮事項について記述する。簡単に述べると、このアッセイは、予め突然変異病変が安定した突然変異に固定されたサンプリング時間に続いて、変異原性物質に対するトランスジェニック雄マウスを曝露することを含む。選択されたサンプリング時間に、マウスを安楽死させ、生殖細胞は、精巣上体尾または精細管のいずれかから収集される。以下に説明するように、精子形成の異なる段階において変異原性は、露光及びサンプル収集の間の時間を選択することによって決定することができる。細胞当たりのλファージゲノムの複数のコピーを含むトランスジェニックインサートは、生殖細胞のゲノムDNAから単離し、次いでE.を感染させるために使用されている感染性λファージ粒子を作成する空のλファージカプシドにパッケージングされている大腸菌ホスト。感染した細菌は、セレク上に成長させる野生型のlacZを保有する細胞からlacZの突然変異したコピーを有するベクターを含む細胞を区別することができる電性メディア。男性の生殖細胞系列への露光の変異原性効果は、対照と処置マウスとの間の変異導入遺伝子の頻度と比較することによって決定される（ランバートらに概説図2、 図20）。生殖細胞の大多数は、必要な動物の数を削減しながら、従来の方法に対するこのアッセイの優れた感度を与え、単一のマウスからアッセイすることができる。全く特殊な装置やトレーニングを必要としないためと、このアッセイは、最も近代的な毒物学/分子生物学の研究室で生殖細胞突然変異検査のための実用的かつ効率的なオプションを提供します。 TGR生殖細胞突然変異試験の効果的な適用のための一つの本質的な要件は、精子形成サイクル（ 図3）を理解することである。マウスの生殖細胞がSTから進行するまでの時間全角精原細胞への精細管中の細胞、精母細胞、精子細胞、および最終的に精巣上体に精子を成熟（ すなわち精子形成）は、約49日である。変異は、このサイクルのさまざまな段階で発生し、多くの場合、化合物に特異的であることができます。雄の生殖細胞における変異誘発に特に関連ある二つの主要な機能は、早期減数分裂時のDNA合成の停止、及び後期ポスト減数分裂時のDNA修復能6の進行性の喪失、の誘導および固定のために必要な2つのプロセスであるほとんどの突然変異。 そのため、精子形成のこれらのユニークな特性のため、TGR生殖細胞突然変異試験の実施のための3つの重要な実験的な変数があります：（1）試験化合物投与時間が; （2）サンプリング時間;及び（3）分析のために収集する生殖細胞集団の選択（ 図3及び表1）。管理時間がexperimeです長い標的細胞が試験化合物にさらされている方法を決定NTAL変数。投与時間の長さはまた、特定の細胞型または精子の位相に対するエクスポージャーを標的化するために使用することができる。例えば、一日の投与は、特定の細胞型急性曝露の影響を決定するために使用することができる。同様に、露光のみ減数分裂割る精母細胞を標的とする、または有糸分裂2週間の投与時間と適切なサンプリング時間を使用して、精原細胞を分割することにより、例えば、全体の精子形成相に集束させることができる。慢性および亜慢性投与回数は、例えば（長期曝露の影響を評価するために試験化合物の十分な薬物動態学的分布を確実にするために、または弱い変異原の変異の十分な蓄積を可能にするOECD試験で推奨される28日間の投与時に使用され指針）。 サンプリング時間は、時を決定するための重要な変数である精子形成の段階は、標的細胞は、露光時であった。サンプリング時間は、どのくらいの時間が決まるので、どのくらいのさらなる精子形成サイクルに沿って、細胞が曝露後に通過する。例えば、幹細胞精原細胞における効果を調べるために、サンプリング時間&gt; 49日&gt;は42日、完全に成熟した精子を採取する場合に必要な、またはされ、収集されたすべてのセルがするのに十分な時間があったことを確認するために、精細管から未成熟生殖細胞を採取する場合暴露さから発生して細胞を生じる。それは、少なくとも70日のサンプリング時間が精子形成の後の段階で曝露された細胞の除去のために、毒性の薬物動態学的分布のための十分な時間を提供するために、真の幹細胞の効果を実証することが好ましい、とを考慮していることに留意することが重要である〜6週間の高い変異原性化合物22にさらされた後に発生することがあり、一時的な無菌性の期間。同様に、21日のサンプリング時間は、精子のコレを確実にする精巣上体尾からCTEDはちょうど暴露の最終日に減数分裂を完了しているだろう。 生殖細胞は、精巣上体尾から、または精細管からの各種の精子形成細胞型の混合物として成熟精子として採取することができる。成熟精子は、相対精度で精子は、任意の実験計画のために発信された精子の細胞型または位相を決定することが可能となる、〜3日間、尾部に残る。このように、尾部精子が許すの分析は非常に段階特異的突然変異の影響の調査を目標と。一方、精細管から採取した細胞懸濁液は、発達の異なる段階で、さまざまな生殖細胞型の混合物を含有し、従って、変異が発信された精子相の乏しい分解能を提供する。また、精細管から回収した細胞懸濁液は、精母細胞、続いて、過剰表現精子細胞を含有する傾向があり、版yのいくつ精原細胞および幹細胞（これらの比率は、 図3に卒業白いバーで表されます）。また、精細管から調製懸濁液はまた、さまざまな体細胞を含むことができる。非常に多くの細胞型が存在するので、したがって、突然変異の効果は、非標的細胞のさまざまな影響を与えることができる。しかし、精細管から試料を採取することは、同時に複数の生殖細胞型、および体細胞突然変異のための標準OECDテストプロトコルに生殖細胞分析の容易な統合をスクリーニングするための経済的なオプションを提供しています。 治験責任医師、投与時間、サンプリング時間及び収集細胞集団のニーズに応じて、繰り返しにさまざまな細胞型における精子形成の異なる段階での曝露の影響を調べるために調整することができる。慎重にこれらの変数を選択することにより、実験を、またはより一般規制試験の対象と機構的研究のために設計することができるる目的。 アッセイで習熟を達成するために、70日サンプリング時間陽性対照として、続いて100mg / kgのN-エチル-N-ニトロソウレア（ENU）の急性経口投与の使用をお勧めします。尾部精子の分析は、このように一般的にENUのこの非常に変異原投与後対照より突然変異体頻度（MF）における4〜5倍の増加を示し、精原幹細胞（ 図3）、標的とする。これは、この用量は、このようにより短いサンプリング時間に適した制御用量でなくてもよく、露光後6週間無菌性を誘導することが知られていることに留意すべきである。この用量は、ほとんどの体細胞組織20におけるMFの検出可能な増加を生成します。以下に代表的な結果は、最大ENUの3用量を用いて、および100mg / kgを含む急性70暴露レジメンに従って作製した。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1326">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:380px;">Name of Reagent/Material</td>
			<td style="width:145px;">Company</td>
			<td style="width:137px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:664px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MutaMouse</td>
			<td>Covance</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">E.coli (lacZ-/galE-)</td>
			<td>Covance</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:664px;">See reference 25 in manuscript</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Chloroform</td>
			<td>Caledon</td>
			<td>3001-2-40</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dulbecco&#39;s phosphate-buffered saline (D-PBS)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-250</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA), 0.5M, pH 8</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>03690 FLUKA</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoamyl alcohol</td>
			<td>Caledon</td>
			<td>2/10/7900</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lennon LB broth base</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>12780-029</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stainless steel mesh filter</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S3770</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Transpack packaging extract</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>200220</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#946;-mercaptoethanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M3148</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethyl alcohol, anhydrous (EtOH)</td>
			<td>Commercial Alcohols</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:664px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Ampicilin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11593-027</td>
			<td style="width:664px;">prepare 20 mg/ml in dH2O</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Kanamycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11815-024</td>
			<td style="width:664px;">prepare 5 mg/ml in dH2O</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Phenol</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15509-097</td>
			<td style="width:664px;">Saturate in 0.1 M Tris-HCl as per manufacturers direction</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Phenyl-&#946;-D-galactopyranoside (P-Gal)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6501</td>
			<td style="width:664px;">dissolve 3 g per 10 ml of dimethylformamide</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Proteinase K</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>25530-031</td>
			<td style="width:664px;">prepare 60 mg/ml solution dH2O just before use, 20 &#181;l per sample</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium acetate (NaAc)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP333-500</td>
			<td style="width:664px;">prepare 3M solutution, pH 5.2</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Sodium dodecyl sulfate (SDS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L4390</td>
			<td style="width:664px;">prepare 10% solution in dH2O</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">1 M MgSO4</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">24.6 g MgSO4&#183;7H2O per 100 ml dH2O, autoclave, store at room temperature up to 1 year</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">20% maltose solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">20.0 g maltose, 24.6 g MgSO4&#183;7H2O, per 100 ml dH2O, filter sterilize, sore at 4&#7506;C up to 6 months</td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;">Bottom agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">Prepare 64 ml per sample (8 pitri plates per sample X&#160; 8 ml per plate): 5.0 g LB base, 6.4 g NaCl, 7.5 g agar, per 1L dH2O. Autoclave and cool to 50&#7506;C before pouring into Petri plates</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">LB Broth</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">5.0 g LB base, 6.4 g NaCl per 1L dH2O. Autoclave and cool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Saline sodium citrate (SSC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">150 mM NaCl, 15 mM trisodium citrate, pH 7.0&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;">SM Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">5.8 g NaCl, 2.0 g MgSO4&#183;7H2O, 50 ml 1 M Tris-HCl (pH 7.5), 5.0 ml of gelatin (2% w/v), per 1L dH2O, autoclave, store at room temperature up to 1 year</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TE buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8</td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;">Top agar, mutant plates</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">Prepare 32 ml per sample (4 mutant plates per sample X 8 ml per plate): 5.0 g LB base, 6.4 g NaCl, 7.5 g agar, per 1L dH2O. Autoclave and cool to 50&#7506;C. Add MgSO4 to 10 mM</td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;">Top agar, titre plates</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:664px;">Prepare 32 ml per sample (4 mutant plates per sample X 8 ml per plate): 5.0 g LB base, 6.4 g NaCl, 7.5 g agar, per 1L H2O. Autoclave and cool to 50&#7506;C. Add MgSO4 to 10 mM and P-Gal to 3 g/L</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transgenic rodent assay for quantifying male germ cell mutant frequency

De novo mutations arise mostly in the male germline and may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Traditional methods for assessing the induction of germ cell mutations require the use of large numbers of animals, making them impractical. As such, germ cell mutagenicity is rarely assessed during chemical testing and risk assessment. Herein, we describe an in vivo male germ cell mutation assay using a transgenic rodent model that is based on a recently approved Organisation for Economic Co-operation and Development (OECD) test guideline. This method uses an in vitro positive selection assay to measure in vivo mutations induced in a transgenic &#955;gt10 vector bearing a reporter gene directly in the germ cells of exposed males. We further describe how the detection of mutations in the transgene recovered from germ cells can be used to characterize the stage-specific sensitivity of the various spermatogenic cell types to mutagen exposure by controlling three experimental parameters: the duration of exposure (administration time), the time between exposure and sample collection (sampling time), and the cell population collected for analysis. Because a large number of germ cells can be assayed from a single male, this method has superior sensitivity compared with traditional methods, requires fewer animals and therefore much less time and resources.

動物20万プラークの平均プラークカウントで、私たちは一般的に8つの独立したデータに基づいて、（私たちの対照群では1.7×10 -5の標準偏差が雄の生殖細胞において、約2.8×10 -5の平均バックグラウンドMFを観察実験）。はn = 5の動物と、このプラークカウント、バックグラウンドレベルと分散、用量群ではそれぞれがパワー&gt; 0.8で、MFでの2倍の増加を検出するのに十分である。 結果は、一般的に、表2と図6は 0の単一の急性経口投与量、25、50にさらさMutaMouse男性の尾部精子（群当たりn = 5）からの代表的な結果を示す。表形式またはグラフ形式で報告され、100mg / kgのされている70日間のサンプリング時間に続いてN-エチル-N-ニトロソウレア（ENU）。この70日の期間は、露光時に精子幹細胞で精子に発生した突然変異事象（ 図3の測定を可能にする）。変異体およびタイタープレート上の典型的なプラーク密度を図7に示す。 表2および図6に示されるように、急性ENU曝露は精原幹細胞のMFでの有意な用量依存的増加を誘導した。低用量は、2.6×10 -5のベースラインMFを持っていたコントロールよりも大幅2.6倍の増加を誘導した。最大誘導は、対照より4.4倍の増加を誘発した高用量、発生しました。 このアッセイの例は、精細管の生殖細胞で行っダグラスら MFが50mg / kgのENUの5日間の反復腹腔内注射後のさまざまな時間間隔で尿細管生殖細胞において決定された文献 27に見出すことができる。その研究では、精細管細胞における変異頻度は、治療後15日目まで増加し、その後一定のままであった。 <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr tr=""><td> 博覧会必ず養生法</td><td> 採取した組織 </td><td> 収集された細胞型（標的細胞） </td><td> 露光の開始時に、標的セルの相 </td><td> 相は、露光中に渡さ </td></tr><tr><td>急性+ 70 </td><td>尾</td><td>成熟精子</td><td>幹細胞</td><td>幹細胞</td></tr><tr><td> 14 + 21 </td><td>尾</td><td>成熟精子</td><td>精原細胞</td><td>精子細胞</td></tr><tr><td> 14 + 35 </td><td>尾</td><td>成熟精子</td><td>幹細胞</td><td>精母細胞</td></tr><tr><td> 28 + 3 </td><td>尾</td><td>成熟精子</td><td>精母細胞</td><td>精母細胞 精子細胞 成熟精子</td></tr><tr><td></td><td>細管</td><td>幹細胞</td><td>幹細胞</td><td>幹細胞</td></tr><tr><td></td><td></td><td>精原細胞</td><td> Spはermatogonia </td><td>精原細胞</td></tr><tr><td></td><td></td><td>精母細胞</td><td></td><td>精母細胞</td></tr><tr><td></td><td></td><td>精子細胞</td><td></td><td>精子細胞</td></tr><tr><td> 28 + 49 </td><td>尾</td><td>成熟精子</td><td>ステム·セル画</td><td>幹細胞</td></tr><tr><td></td><td>細管</td><td>幹細胞 精原細胞 精母細胞 精子細胞</td><td>幹細胞</td><td>幹細胞</td></tr></tbody></table> さまざまな実験デザインによるトランスジェニック齧歯類突然変異試験の標的とされている、表1の細胞型および精子形成の段階。 <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 用量群 </td><td> 動物＃ </td><td> ミュータントPFU </td><td> 合計PFU </td><td> MF（X10 -5） </td><td> 平均MF（×10 -5） </td><td> 倍の変化 </td><td> p値 </td></tr><tr><td>コントロール</td><td> 1 </td><td> 5 </td><td> 180245 </td><td> 2.8 </td><td> 2.6 </td><td> 1.0 </td><td> - </td></tr><tr><td></td><td> 2 </td><td> 4 </td><td> 137835 </td><td> 2.9 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 3 </td><td> 11 </td><td> 385672 </td><td> 2.9 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 4 </td><td> 2 </td><td> 431396 </td><td> 0.5 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 5 </td><td> 6 </td><td> 152413 </td><td> 3.9 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 25ミリグラム/ kgの</td><td> 6 </td><td> 17 </td><td> 162353 </td><td> 10.5 </td><td> 6.9 </td><td> 2.6 </td><td> 0.0002 </td></tr><tr><td></td><td> 7 </td><td> 14 </td><td> 150094 </td><td> 9.3 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 154401 </td><td> 2.6 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 9 </td><td> 9 </td><td> 154401 </td><td> 5.8 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 10 </td><td> 12 </td><td> 196978 </td><td> 6.1 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 50mg / kgの</td><td> 11 </td><td> 17 </td><td> 155727 </td><td> 10.9 </td><td> 9.3 </td><td> 3.6 </td><td> &lt;0.0001 </td></tr><tr><td></td><td> 12 </td><td> 11 </td><td> 135847 </td><td> 8.1 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 13 </td><td> 25 </td><td> 193499 </td><td> 12.9 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 14 </td><td> 12 </td><td> 133859 &lt;/ TD&gt; <td> 9.0 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 15 </td><td> 14 </td><td> 252807 </td><td> 5.5 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 100mg / kgの</td><td> 16 </td><td> 26 </td><td> 170968 </td><td> 15.2 </td><td> 11.5 </td><td> 4.4 </td><td> &lt;0.0001 </td></tr><tr><td></td><td> 17 </td><td> 28 </td><td> 234584 </td><td> 11.9 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 18 </td><td> 10 </td><td> 145289 </td><td> 6.9 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 19 </td><td> 35 </td><td> 292236 </td><td> 12.0 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 20 </td><td> 22 </td><td> 190848 </td><td> 11.5 </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table> 表2トランスジェニックオスmの尾部精子中のlacZ変異体頻度彼らは精子幹細胞（= 1日投与時間、サンプリング時間= 70日）だったとき氷がENUに急性暴露した。 PFUは、プラーク形成単位、MF =突然変異体頻度を=。 <img alt="図1" fo:content-width="6in" width="600" src="/files/ftp_upload/51576/51576fig1highres.jpg" /> 図1をλgt10ファージ構築物の略図。 <img alt="図2" fo:content-width="6in" width="600" src="/files/ftp_upload/51576/51576fig2highres.jpg" /> 図2トランスジェニック齧歯類生殖細胞突然変異試験の概要。 <img alt="図3" fo:content-width="6in" width="600" src="/files/ftp_upload/51576/51576fig3highres.jpg" /> 図3マウスにおける精子形成および細胞型およびPHAの模式図さまざまな実験デザインによるトランスジェニック齧歯類突然変異試験の標的とされているES注：卒業白いバーは、精細管から調製した細胞懸濁液中に存在する細胞の種類（ すなわち精子&gt;精母&gt;精原細胞&gt;幹細胞）の相対的比率を表して<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51576/51576fig3highres.jpg" target="_blank">ください。この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" fo:content-width="6in" width="600" src="/files/ftp_upload/51576/51576fig4highres.jpg" /> マウスの精巣上体尾の4集図。 A））D。静かに精巣および精巣上体を引き出すために脂肪パッドを引っ張る）C。B）副睾丸脂肪パッドを特定します。陰嚢に向かって腹部の切開を作る精巣上体尾を見つけ、切除。 精細管からの生殖細胞の懸濁液の5。準備図。 A）切開は精細管を露出させ、精巣上皮カプセルで作られています。B）精細管がカプセルから絞り出されている。C）組織ローラーを穏やかに5〜10℃の角度で細管に通し、 。D内に含まれる生殖細胞）、生殖細胞懸濁液は、さらなる処理のために収集さを放出する。 <img alt="図6" fo:content-width="6in" width="600" src="/files/ftp_upload/51576/51576fig6highres.jpg" /> 図6 MutaMouse精子中のlacZ変異体頻度のグラフ表示ENUに幹細胞として急性暴露さ（n = 5）であった。各三角形は、一匹のMFを表す。* p &lt;0.05のポアソン回帰によって決定される。 <img alt="図7" fo:content-width="6in" width="600" src="/files/ftp_upload/51576/51576fig7highres.jpg" /> Eの芝生の上に形成されたプラークを有するトランスジェニック齧歯類突然変異試験から寒天プレート図7代表大腸菌宿主細菌。 A）「変異体」プレートは、特に時折、いくつかのプレートにゼロ斑を持つことになります対照用量群において、矢印でマークされた非常に少数のプラーク（）があります。B）」タイター」プレートは、プラークの数百を持つことができます。

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Transgenic Rodent Assay for Quantifying Male Germ Cell Mutant Frequency

De novo mutations in the male germline may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Here we describe a protocol for the use of a transgenic rodent model for quantifying mutations in male germ cells induced by environmental agents.

トランスジェニック齧歯類アッセイ男性生殖細胞変異頻度を定量化するための

De novo mutations arise mostly in the male germline and may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Traditional methods for ...

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Research

JoVE Journal

Biology

16.1K ビュー.  Environmental Health Centre. De novo mutations in the male germline may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Here we describe a protocol for the use of a transgenic rodent model for quantifying mutations in male germ cells induced by environmental agents.

ビデオ: Transgenic Rodent Assay for Quantifying Male Germ Cell Mutant Frequency

Primary Dissociated Midbrain Dopamine Cell Cultures from Rodent Neonates

The ability to create primary cell cultures of dopamine neurons allows for the study of the presynaptic characteristics of dopamine neurons in isolation from systemic input from elsewhere in the brain. In our lab, we use these neurons to assess dopamine release kinetics using carbon fiber amperometry, as well as expression levels of dopamine related genes and proteins using quantitative PCR and immunocytochemistry. In this video, we show you how we generate these cultures from rodent neonates.
The process involves several steps, including the plating of cortical glial astrocytes, the conditioning of neuronal cell culture media by the glial substrate, the dissection of the midbrain in neonates, the digestion, extraction and plating of dopamine neurons and the addition of neurotrophic factors to ensure cell survival.
The applications suitable for such a preparation include electrophysiology, immunocytochemistry, quantitative PCR, video microscopy (i.e., of real-time vesicular fusion with the plasma membrane), cell viability assays and other toxicological screens.

Primary dissociated midbrain dopamine cell cultures allow for the study of presynaptic characteristics of dopamine neurons. They can be used to monitor real-time dopamine release kinetics and protein/mRNA levels of regulators of dopamine exocytosis. Here, we show you how to generate these cultures from rodent neonates.

げっ歯類の新生児から一次分離した中脳ドーパミン細胞培養

The ability to create primary cell cultures of dopamine neurons allows for the study of the presynaptic characteristics of dopamine neurons in isolation ...

生物学

Modified Mouse Embryonic Stem Cell based Assay for Quantifying  Cardiogenic Induction Efficiency

Differentiation of pluripotent stem cells is tightly controlled by temporal and spatial regulation of multiple key signaling pathways. One of the hurdles to its understanding has been the varied methods in correlating changes of key signaling events to differentiation efficiency. We describe here the use of a mouse embryonic stem (ES) cell based assay to identify critical time windows for Wnt/&beta;-catenin and BMP signal activation during cardiogenic induction. By scoring for contracting embryonic bodies (EBs) in a 96-well plate format, we can quickly quantify cardiogenic efficiency and identify crucial time windows for Wnt/&beta;-catenin and BMP signal activation in a time course following specific modulator treatments. The principal outlined here is not limited to cardiac induction alone, and can be applied towards the study of many other cell lineages. In addition, the 96-well format has the potential to be further developed as a high throughput, automated assay to allow for the testing of more sophisticated experimental hypotheses.

We describe the use of a mouse ES cell based assay to identify critical time windows for Wnt/&#946;-catenin and BMP signal activation during cardiogenic induction. The method provides a standardized platform that reliably quantifies cardiogenic efficiency, and it is applicable to the study of other cell lineages.

心原性誘導効率を定量化するために修飾されたマウス胚性幹細胞ベースのアッセイ

Differentiation of pluripotent stem cells is tightly controlled by temporal and spatial regulation of multiple key signaling pathways.  One of the hurdles ...

Quantifying the Frequency of Tumor-propagating Cells Using Limiting Dilution Cell Transplantation in Syngeneic Zebrafish

Self-renewing cancer cells are the only cell types within a tumor that have an unlimited ability to promote tumor growth, and are thus known as tumor-propagating cells, or tumor-initiating cells. It is thought that targeting these self-renewing cells for destruction will block tumor progression and stop relapse, greatly improving patient prognosis1. The most common way to determine the frequency of self-renewing cells within a tumor is a limiting dilution cell transplantation assay, in which tumor cells are transplanted into recipient animals at increasing doses; the proportion of animals that develop tumors is used the calculate the number of self-renewing cells within the original tumor sample2, 3. Ideally, a large number of animals would be used in each limiting dilution experiment to accurately determine the frequency of tumor-propagating cells. However, large scale experiments involving mice are costly, and most limiting dilution assays use only 10-15 mice per experiment. 
Zebrafish have gained prominence as a cancer model, in large part due to their ease of genetic manipulation and the economy by which large scale experiments can be performed. Additionally, the cancer types modeled in zebrafish have been found to closely mimic their counterpart human disease4. While it is possible to transplant tumor cells from one fish to another by sub-lethal irradiation of recipient animals, the regeneration of the immune system after 21 days often causes tumor regression5. The recent creation of syngeneic zebrafish has greatly facilitated tumor transplantation studies 6-8. Because these animals are genetically identical, transplanted tumor cells engraft robustly into recipient fish, and tumor growth can be monitored over long periods of time. Syngeneic zebrafish are ideal for limiting dilution transplantation assays in that tumor cells do not have to adapt to growth in a foreign microenvironment, which may underestimate self-renewing cell frequency9, 10. Additionally, one-cell transplants have been successfully completed using syngeneic zebrafish8 and several hundred animals can be easily and economically transplanted at one time, both of which serve to provide a more accurate estimate of self-renewing cell frequency.
Here, a method is presented for creating primary, fluorescently-labeled T-cell acute lymphoblastic leukemia (T-ALL) in syngeneic zebrafish, and transplanting these tumors at limiting dilution into adult fish to determine self-renewing cell frequency. While leukemia is provided as an example, this protocol is suitable to determine the frequency of tumor-propagating cells using any cancer model in the zebrafish.

Limiting dilution cell transplantation assays are used to determine the frequency of tumor-propagating cells. This protocol describes a method for generating syngeneic zebrafish that develop fluorescently-labeled leukemia and details how to isolate and transplant these leukemia cells at limiting dilution into the peritoneal cavity of adult zebrafish.

同系ゼブラフィッシュにおける限界希釈細胞移植を用いた腫瘍増殖細胞の頻度を定量化

Self-renewing cancer cells are the only cell types within a tumor that have an unlimited ability to promote tumor growth, and are thus known as ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

マウスでXenografting胚細胞移植と精巣組織

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Affinity Precipitation of Active Rho-GEFs Using a GST-tagged Mutant Rho Protein (GST-RhoA(G17A)) from Epithelial Cell Lysates

Proteins of the Rho family of small GTPases are central regulators of the cytoskeleton, and control a large variety of cellular processes, including cell migration, gene expression, cell cycle progression and cell adhesion 1. Rho proteins are molecular switches that are active in GTP-bound and inactive in GDP-bound state. Their activation is mediated by a family of Guanine-nucleotide Exchange Factor (GEF) proteins. Rho-GEFs constitute a large family, with overlapping specificities 2. Although a lot of progress has been made in identifying the GEFs activated by specific signals, there are still many questions remaining regarding the pathway-specific regulation of these proteins. The number of Rho-GEFs exceeds 70, and each cell expresses more than one GEF protein. In addition, many of these proteins activate not only Rho, but other members of the family, contributing further to the complexity of the regulatory networks. Importantly, exploring how GEFs are regulated requires a method to follow the active pool of individual GEFs in cells activated by different stimuli. Here we provide a step-by-step protocol for a method used to assess and quantify the available active Rho-specific GEFs using an affinity precipitation assay. This assay was developed a few years ago in the Burridge lab 3,4 and we have used it in kidney tubular cell lines 5,6,7. The assay takes advantage of a "nucleotide free" mutant RhoA, with a high affinity for active GEFs. The mutation (G17A) renders the protein unable to bind GDP or GTP and this state mimics the intermediate state that is bound to the GEF. A GST-tagged version of this mutant protein is expressed and purified from E. coli, bound to glutathione sepharose beads and used to precipitate active GEFs from lysates of untreated and stimulated cells. As most GEFs are activated via posttranslational modifications or release from inhibitory bindings, their active state is preserved in cell lysates, and they can be detected by this assay8. Captured proteins can be probed for known GEFs by detection with specific antibodies using Western blotting, or analyzed by Mass Spectrometry to identify unknown GEFs activated by certain stimuli.

Affinity Precipitation of Active Rho-GEFs Using a GST-tagged Mutant Rho Protein GST-RhoAG17A from Epithelial Cell Lysates

The method presented here describes an assay to follow activation of RhoA specific GDP/GTP Exchange Factors (GEFs) in cultured cells by making use of a mutant RhoA GST fusion protein that has high affinity for activated GEFs. GEFs are precipitated from cell lysates, detected by Western blotting and quantified by densitometry.

上皮細胞ライセートからのGSTタグ付き突然変異体のRhoタンパク質（GST-RhoAは（G17A））を使用してアクティブロー-GEFの親和性降水

Proteins of the Rho family of small GTPases are central regulators of the cytoskeleton, and control a large variety of cellular processes, including cell ...

Separation of Spermatogenic Cell Types Using STA-PUT Velocity Sedimentation

Mammalian spermatogenesis is a complex differentiation process that occurs in several stages in the seminiferous tubules of the testes. Currently, there is no reliable cell culture system allowing for spermatogenic differentiation in vitro, and most biological studies of spermatogenic cells require tissue harvest from animal models like the mouse and rat. Because the testis contains numerous cell types - both non-spermatogenic (Leydig, Sertoli, myeloid, and epithelial cells) and spermatogenic (spermatogonia, spermatocytes, round spermatids, condensing spermatids and spermatozoa) - studies of the biological mechanisms involved in spermatogenesis require the isolation and enrichment of these different cell types. The STA-PUT method allows for the separation of a heterogeneous population of cells - in this case, from the testes - through a linear BSA gradient. Individual cell types sediment with different sedimentation velocity according to cell size, and fractions enriched for different cell types can be collected and utilized in further analyses. While the STA-PUT method does not result in highly pure fractions of cell types, e.g. as can be obtained with certain cell sorting methods, it does provide a much higher yield of total cells in each fraction (~1 x 108 cells/spermatogenic cell type from a starting population of 7-8 x 108 cells). This high yield method requires only specialized glassware and can be performed in any cold room or large refrigerator, making it an ideal method for labs that have limited access to specialized equipment like a fluorescence activated cell sorter (FACS) or elutriator.

The STA-PUT method allows for the separation of different populations of spermatogenic cells based on size and density.

STA-PUTの速度沈降を使用して造精細胞型の分離

Mammalian spermatogenesis is a complex  differentiation process that occurs in several stages in the seminiferous  tubules of the testes. Currently, there ...

Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

During spermatogenesis in mammals and in Drosophila melanogaster, male germ cells develop in a series of essential developmental processes. This includes differentiation from a stem cell population, mitotic amplification, and meiosis. In addition, post-meiotic germ cells undergo a dramatic morphological reshaping process as well as a global epigenetic reconfiguration of the germ line chromatin&#8212;the histone-to-protamine switch.
Studying the role of a protein in post-meiotic spermatogenesis using mutagenesis or other genetic tools is often impeded by essential embryonic, pre-meiotic, or meiotic functions of the protein under investigation. The post-meiotic phenotype of a mutant of such a protein could be obscured through an earlier developmental block, or the interpretation of the phenotype could be complicated. The model organism Drosophila melanogaster offers a bypass to this problem: intact testes and even cysts of germ cells dissected from early pupae are able to develop ex vivo in culture medium. Making use of such cultures allows microscopic imaging of living germ cells in testes and of germ-line cysts. Importantly, the cultivated testes and germ cells also become accessible to pharmacological inhibitors, thereby permitting manipulation of enzymatic functions during spermatogenesis, including post-meiotic stages.
The protocol presented describes how to dissect and cultivate pupal testes and germ-line cysts. Information on the development of pupal testes and culture conditions are provided alongside microscope imaging data of live testes and germ-line cysts in culture. We also describe a pharmacological assay to study post-meiotic spermatogenesis, exemplified by an assay targeting the histone-to-protamine switch using the histone acetyltransferase inhibitor anacardic acid. In principle, this cultivation method could be adapted to address many other research questions in pre- and post-meiotic spermatogenesis.

Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

This protocol describes the dissection and cultivation of intact testes and germ-line cysts from Drosophila melanogaster pupae. This method allows microscopic observation of spermatogenesis ex vivo. Furthermore, we describe a pharmacological assay of the effect of inhibitors on specific stages of germ-cell development in pupal testes.

解剖、イメージング、および薬理学的治療： ショウジョウバエ蛹精巣や独身男性生殖ライン嚢胞のex vivo培養

During spermatogenesis in mammals and in Drosophila melanogaster, male germ cells develop in a series of essential developmental processes. This includes ...

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among multicellular animals. Hydra is used as a model for the study of regeneration, pattern formation, and stem cells. However, research efforts have been hampered by lack of a reliable method for gene perturbations to study molecular function. The development of transgenic methods has revitalized the study of Hydra biology1. Transgenic Hydra allow for the tracking of live cells, sorting to yield pure cell populations for biochemical analysis, manipulation of gene function by knockdown and over-expression, and analysis of promoter function. Plasmid DNA injected into early stage embryos randomly integrates into the genome early in development. This results in hatchlings that express transgenes in patches of tissue in one or more of the three lineages (ectodermal epithelial, endodermal epithelial, or interstitial). The success rate of obtaining a hatchling with transgenic tissue is between 10% and 20%. Asexual propagation of the transgenic hatchling is used to establish a uniformly transgenic line in a particular lineage. Generating transgenic Hydra is surprisingly simple and robust, and here we describe a protocol that can be easily implemented at low cost.

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

Stably transgenic Hydra are made by microinjection of plasmid DNA into embryos followed by random genomic integration and asexual propagation to establish a uniform line. Transgenic Hydra are used to track cell movements, overexpress genes, study promoter function, or knock down gene expression using RNAi.

トランスジェニックの世代<em&gt;ハイドラ</em&gt;胚マイクロインジェクションによる

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among ...

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and experimentally tractable. It is economical and easy to culture and dispense in liquid medium which makes it well suited for medium-throughput screening. We have previously validated the use of transgenic luciferase expressing C. elegans strains to provide rapid in vivo assessment of the nematode&#8217;s ATP levels.1-3 Here we present the required materials and procedure to carry out bioassays with the bioluminescent C. elegans strains PE254 or PE255 (or any of their derivative strains). The protocol allows for in vivo detection of sublethal effects of drugs that may identify mitochondrial toxicity, as well as for in vivo detection of potential beneficial drug effects. Representative results are provided for the chemicals paraquat, rotenone, oxaloacetate and for four firefly luciferase inhibitory compounds. The methodology can be scaled up to provide a platform for screening drug libraries for compounds capable of modulating mitochondrial function. Pre-clinical evaluation of drug toxicity is often carried out on immortalized cancerous human cell lines which derive ATP mostly from glycolysis and are often tolerant of mitochondrial toxicants.4,5 In contrast, C. elegans depends on oxidative phosphorylation to sustain development into adulthood, drawing a parallel with humans and providing a unique opportunity for compound evaluation in the physiological context of a whole live multicellular organism.

A Screenable In Vivo Assay for Mitochondrial Modulators Using Transgenic Bioluminescent Caenorhabditis elegans

A protocol is described for in vivo detection of effects of mitochondrial inhibitors in the model organism Caenorhabditis elegans and for identification of potential enhancing compounds. This protocol can be used to screen drug libraries for compounds modulating mitochondrial function.

スクリーニング可能<em&gt;インビボ</em&gt;トランスジェニック生物発光を使用したミトコンドリアモジュレーターについてのアッセイ<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

The multicellular model organism Caenorhabditis elegans is a small nematode of approximately 1 mm in size in adulthood that is genetically and ...

Medium-throughput Screening Assays for Assessment of Effects on Ca2+-Signaling and Acrosome Reaction in Human Sperm

Ca2+-signaling is essential to normal sperm cell function and male fertility. Similarly, the acrosome reaction is vital for the ability of a human sperm cell to penetrate the zona pellucida and fertilize the egg. It is therefore of great interest to test compounds (e.g., environmental chemicals or drug candidates) for their effect on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm either to examine the potential adverse effects on human sperm cell function or to investigate a possible role as a contraceptive. Here, two medium-throughput assays are described: 1) a fluorescence-based assay for assessment of effects on Ca2+-signaling in human sperm, and 2) an image cytometric assay for assessment of acrosome reaction in human sperm. These assays can be used to screen a large number of compounds for effects on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm. Furthermore, the assays can be used to generate highly specific dose-response curves of individual compounds, determine potential additivity/synergism for two or more compounds, and to study the pharmacological mode of action through competitive inhibition experiments with CatSper inhibitors.

Medium-throughput Screening Assays for Assessment of Effects on Ca2+-Signaling and Acrosome Reaction in Human Sperm

Here, two medium-throughput assays for assessment of effects on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm are described. These assays can be used to quickly and easily screen large amounts of compounds for effects on Ca2+-signaling and acrosome reaction in human sperm.

Ca2 +の効果の評価のためのスクリーニング アッセイ中スループット-シグナリングおよびひと精子先体反応

Ca2+-signaling is essential to normal sperm cell function and male fertility. Similarly, the acrosome reaction is vital for the ability of a human sperm ...