著者は、学際的イノベーションイニシアティブプログラム、イリノイ大学、助成金12035を承認したいと思います。 SKが国立科学財団（NSF）グラントからUIUCで賄われていた0965918 IGERT：細胞分子力学とバイオナノテクノロジーの研究者次世代トレーニング。

製造および細胞培養表面の近くに埋め込まれた蛍光ミクロスフェアとの剛性を変化させるPAゲルを官能化する。 1トップガラスカバースリップを官能<ol><li>クリーンガラスカバースリップ（＃1.0、12mmのDIAM。）石鹸と水で、余分なゴミを除去するためにエタノールが続く。 </li><li>それらはカバースリップとの相互作用を容易にするために触れないようおろし面に置き、ガラスカバースリップ（ すなわちピペットチップホルダー）。 </li><li>コートカバーの表面全体が1時間（ 図1A）のためのポリ-D-リジン（0.1 mg / ml）を用いてスリップ。 </li><li>この時間の間、1行う：直径0.1μmのコロイド溶液の10,000希釈し、脱イオン（DI）水を用いて赤色蛍光ミクロスフェアは、ゲル表面上に20μmの2当たり約1マイクロスフェアの粒子密度を得る。さまざまな希釈の結果については、図2を参照してください。このdilutionは、特定の実験の必要性を満たすように修正することができる。 </li><li> 30分間の超音波水浴中で希釈した溶液を配置します。 </li><li> 1時間後、慎重に各カバースリップを持ち上げ、空気で乾燥爆破するピンセットを使用しています。すりおろした表面にドライカバースリップを返します。 </li><li>各カバースリップの上に超音波浴とピペットを150μlから希釈したコロイド溶液を削除します。 10分（ 図1B）に向けて出発。 </li><li>慎重に各カバースリップを持ち上げ、空気で乾燥送風するピンセットを使用してください。使用するまで暗所におろし面とストアに乾燥カバースリップを返します。 </li></ol>直接グラスボトムペトリ皿上のPAゲルの準備2。 <ol><li> 100℃に予熱ホットプレート。 </li><li>化学ヒュームフード内の平らな面に（14ミリメートルマイクロウェル、＃1.0と35mmディッシュ）ガラス底ペトリ皿の所望の数をレイアウト。 </li><li> 97％3 - アミノプロピル - trimethoxys各ペトリ皿のマイクロウェルのガラス部分をカバーつる植物化学的活性化のために7分間（3-APTES）。ポリスチレンの劣化を避けるために、ペトリ皿プラスチックの表面に3-APTESの不注意液だれしないように注意してください。 </li><li> 7分後、DI水を用いてペトリ皿に充填し、廃棄物容器に廃棄する。 </li><li>その後繰り返し各皿のためのステップ2.4​​の3倍、そして余分な水を除去するためにペトリ皿を振る。ガラス部分が乾燥するまでホットプレート上でペトリ皿を置きます。 </li><li>ホットプレートからシャーレを取り出し、化学ドラフト内で平らな面に戻ります。 </li><li>化学ドラフト内で、0.5％グルタルアルデヒドの溶液を作製し、30分間溶液を各ウェルシャーレのガラス部分を覆う。プラスチックの劣化を避けるために、ペトリ皿プラスチックの表面にグルタルアルデヒドの不注意滴下をしないように注意してください。 </li><li> 30分後、DI水を用いてペトリ皿に充填し、すすぐために廃棄物容器に廃棄しglutaraldを除去ルデヒド。 </li><li>その後繰り返し各皿のためのステップ2.4​​の3倍、そして余分な水を除去するためにペトリ皿を振る。ガラス部分が乾燥するまでホットプレート上でペトリ皿を置きます。 </li><li> PAゲル溶液の成分を混合する前に、ガラス底のゲルの迅速な挟み込みを考慮して、それらが容易にアクセス可能であるように化学ヒュームフードに官能化ガラススライドを移動させるゲル溶液を混合した後、ペトリ皿。 </li><li> 15mlの遠心管中で、所望のマトリックス弾性を達成するために、（公開されたプロトコル10から適応） 表1に列挙された濃度で、即時に連続して40％ビスアクリルアミド、2％のアクリルアミド、およびアクリル酸を混合する。 </li><li>ゲル溶液を完了するために、所望のマトリックス弾性に対応する表1に列挙される量で、100mMのHEPES、10％の過硫酸アンモニウムおよびTEMEDを加える。 </li><li>すぐにガラス部分の中央にゲル溶液の15μlのピペットペトリ皿の。 </li><li>すぐにピンセットで官能化されたガラスカバースリップを拾う。 <ol><li>蛍光ビーズは、ゲル溶液との副意思コンタクト上になるように上のガラスカバースリップを反転します。 </li><li>官能化された側は、ゲル（ 図1C）に接触するようになりました-液体PAゲルの上に静かにカバースリップを置きます。注：最良の結果を得るには、二人目は、複数のペトリ皿上に液体のPAゲル溶液をピペットしながら、部分重合の可能性を避けるために、カバースリップを追加する役割をすることをお勧めします。 </li></ol></li><li> PAゲルの下位レベルに重合した蛍光ナノ粒子上の重力の影響を回避することを支援するために、すべてのペトリ皿を裏返し。 </li><li>少なくとも35分間待って、またはPAゲルの原液は目に見えて、その遠心管中で重合されるまで。 </li><li>振り返ってペトリ皿を裏返して、カバースリップを除去しながら支援するために、PBSでそれらを埋める。 </li><li>慎重にカバースリップの周囲を掻き取るピンセットを使用して、ペトリ皿のガラス部分およびカバースリップの輪郭に接触する。カバーガラスが脱落するまで、数サイクルを実行します。カバースリップを外し、適切な鋭利物廃棄容器に廃棄してください。 </li><li>すべてのカバースリップを除去した後、蛍光ビーズは、ゲル（ 図1D）に移しています。 PBSで完全にPAゲルをカバーし、各皿にペトリ皿のふたを置き、4℃で保管してください。 </li></ol> 3フィブロネクチンとPAゲルを官能<ol><li>溶液（137mMの塩化ナトリウム、5％（v / v）グリセロール）に浸し、2×結合緩衝液（0.2 M 2（Nのモルホリノ）エタンスルホン酸（MES）、10：確立されたプロトコル11で説明したように、以下の予混合溶液を調製する％（v / v）グリセロール、pH4.5中）。 </li><li> PAゲルを含むガラスボトムディッシュからすべてのPBSを除去するために、生物学的フード内の真空ポンプを使用してください。 </li><li>ピペットでteのゲルが完全に水没するように、各ゲル上に溶液を浸します。少なくとも1時間室温でインキュベートする。 </li><li>室温に1 -エチル-3 - [3 -ジメチルアミノプロピル]カルボジイミド塩酸塩（EDC）及びN -hydroxysulfosuccinimide（NHS）暖かい。 </li><li> EDC（150​​mMの、19 mg / mlのDI水中）およびNHS（250ミリモル、29 mg / mlのDI水中）の10倍の溶液を混合する。 </li><li> 1部の10倍のEDC、1部の10倍のNHS、3部DI水、および結合バッファー2×5部を混ぜる。 </li><li>浸す溶液を除去するために、生物学的フード内の真空ポンプを使用してください。すべての液体をゲル表面から除去されていることを確認します。 </li><li>ゲル表面を覆い、ペトリ皿（150〜250μl）を、ガラス底のウェルを満たすのに十分なNHS / EDC溶液を添加する。暗所で30分間室温でインキュベートする。 </li><li>室温で解凍フィブロネクチン。解凍したら、50μg/ mlのフィブロネクチンソリューションを作成するの滅菌DI水を混ぜる。 </li><li> NHS / EDCソリューを除去するために、生物学的フード内の真空ポンプを使用しる。すべての液体をゲル表面から除去されていることを確認します。 </li><li>各ゲルにフィブロネクチン溶液150μlを追加します。フィブロネクチンの結合を可能にするために35分間室温でインキュベートする。 </li><li> 35分後、2週間まで4℃で各ペトリ皿や店舗に、PBSを追加します。 </li></ol> 4。トラクションフォース実験<ol><li>温かい細胞培地、PBS、そして水浴中37℃でトリプシン。 </li><li>ゲルはリンスの間に、PBSを吸引、滅菌PBSで5倍、そしてフード内でカバーされたまま洗浄します。 </li><li>細胞を含むフラスコに25cm 2の当たり1mlのトリプシンを追加します。細胞がフラスコから持ち上げられた後、細胞培地でトリプシンを希釈し、細胞をカウントします。ゲルの表面積に基づいて、/ cm 2で3,000細胞の最終細胞播種密度をゲルごとに必要な細胞の数を決定する。希釈してまたは細胞培地混合物を150μlの細胞のこの数を含むようにサスペンションを集中。一定分量の細胞suspens150μlの各ゲルに上のイオン。 </li><li> 30分間インキュベーター内で細胞を含有するペトリ皿を置きます。その後、慎重にペトリ皿を除去し、皿の表面が完全に水没するようなメディア（約2ml）を用いてペトリ皿の残りを埋める。 </li><li>画像取得まで、インキュベーター内でシャーレをバックに配置します。 </li><li> 、微分干渉コントラスト（DIC）プリズムを挿入し、40倍の水浸対物レンズを挿入mCherryをまたは同等の蛍光フィルターを選択し、環境室をオンにします。イメージングのための顕微鏡とデータ収集システムを準備します。 </li><li>イメージングのために準備すると、インキュベーターから1ペトリ皿を取り外し、顕微鏡ステージ上で静かに置きます。 DICイメージングのためのペトリ皿のふたを取り外します。 </li><li>単一のセルの位置を確認し、DIC内のセルの1枚の静止画をキャプチャします。 </li><li>顕微鏡ステージを移動させることなく、蛍光を撮像モードに切り替える。蛍光マイクロスフェアとRECに注力微小球のイメージをORD。 </li><li>慎重にピペットでペトリ皿から細胞培地を除去し、0.05％トリプシン-EDTAを追加します。 </li><li>イメージセル後のセルの下の微小球が切り離されている。 </li><li>使用して粒子画像流速測定法（PIV）携帯力による変位場を計算するためにはImageJ 12での分析。 </li></ol>

<ol>
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著者は、彼らが競合する金融利害がないことを宣言します。

この技術を使用する場合は、ビーズ溶液が適切に希釈し、ビーズを所望の直径、PAゲル基材の剛性、および所望の実験で調査された現象の大きさの尺度に基づいて選択されることが不可欠である。 トップガラスカバースリップを官能する前にビーズ溶液を希釈する際に注意すべきである。ゲル表面上のビーズ間の間隔は、コロイド溶液の希釈係数を変更することによって...

その局所環境との生体細胞の機械的相互作用は、一般的にPAゲルを用いて研究されている。これらの基板は、これらの基質の主な利点の1つは1997年にDemboおよびWangによって確立単純な、十分に特徴付けられたプロトコルに依存して、その剛性がゲル溶液の特定の成分の濃度を変更することによって調整することができるということである。これは、異なる剛性の環境と細胞の相互作用を研究するのが望ましいのプラットフォームを提供します。 PAゲルを、細胞外マトリックス（ECM）タンパク質で被覆されている場合には、細胞が力を発生させる、それらに付着する。細胞力の結果として、ゲルは、弾性体として変形する。この変形は、細胞およびゲルの弾性特性によって印加される力の大きさに依存する。さまざまな研究は、細胞の牽引力を調査するためにPAゲルを採用している。 PAゲル製造の一変形例では、蛍光ミクロスフェア（ビーズ）tで埋め込まれている異なる剛性2のゲル上の細胞牽引力を定量化するためにゲルをhroughout。細胞力を印加すると、ビーズは、ゲル変形に追従し、その初期の場所から移動さ。変形場は、個別のビーズの変位から測定される。この変形場は、弾性理論と牽引力を計算するために、ゲルの弾性特性を用いて利用される。これらの測定は、細胞が機械的に感知し、それらの局所微小環境3と対話する方法についての洞察を提供しています。 多くの広く使用されているPAゲルの製造のプロトコルでは、ビーズはその液体、未重合状態のPAゲル全体に混在している。完全に重合のPAゲルは、その体積全体蛍光ビーズが含まれています。細胞の牽引力を計算するときに、ゲル表面（細胞 - 基板界面）付近の最もビーズが監視される。これらのビーズの変位は、力で簡単にするために、細胞培養表面上で起こると仮定されるcalculationは。ゲルの深さの中のビーズの実際の位置は無視されます。しかし、弾性媒質中（例えば、PAゲルなど）、力の作用点に近いビードが遠くにポイントからであるビード以上に移動します。このように、携帯トラクションの過小評価における表面の結果で、そのような面から遠位（ビーズの位置で）点の変位を処理する。誤差の程度は、表面からのビーズの距離に依存する。エラーは、ビーズの位置についての知識なしに推定することができない。 非常に細胞培養表面の近くでビーズを閉じ込めるための単純な方法の必要性は、いくつかの技術により対処されてきた。一つの方法は、非常に表面近傍の動きを測定するための上部焦点面内のビーズの十分な数があるようにゲル全体を通してビーズの密度を増加させることである。別の技術は、光のことを生細胞イメージングのための共焦点撮像チャンバーを構築することを含む最上部の焦点面での唯一のビーズは4収集されます。別の方法は、ビーズ5せずに、既に重合したゲルの上にビーズを含有するPAゲルの非常に薄い層を重ねることを含む。これらの技術のそれぞれの欠点は、ゲル内のビーズの正確な位置が分からないことである。これは、ビーズの変位場、したがって、細胞力の計​​算の計算に誤差が導入されています。別の技術は、スルホ-SANPAH 6を用いて既に重合PAゲルの上面にビーズの結合を伴う。この手法は、ビーズのみPAゲルの上に実際にいることを保証するが、それらはゲルの深さに埋め込まれている程度は不明である。従来の研究では、細胞が数ミクロン離れて7の力を感じることができることを示唆しているので、これは潜在的に、細胞の挙動を変化させることができ、細胞のためのローカルな地形を作成することができます。最近では、直径1μmfにPAゲルをパターニングするための技術正則配列内luorescentフィブロネクチンドットマーカーは、8を設立しました。この場合、蛍光マーカーの深さが知られており、フィブロネクチンパターンが間接的にゲル表面に印刷されるように、本質的にゼロである。 ECMタンパク質は、直径1μmドットに制限されているようしかし、この方法では、細胞が付着できる上に連続的な環境を提供していません。完全に極めて表面近くに既知の場所にPAゲル内トラッカービーズを統合し、それらを閉じ込めるための方法は未だ確立されなければならない。 ここでは、非常にPAゲル内の細胞培養表面の近くに焦点面にミクロン径蛍光ビーズ、サブミクロンを制限する技術を開発する。ゲルは、典型的には、2枚のガラス板の間に未重合液体ゲル溶液を挟んで硬化される。ゲルは強く、それに付着するようにプレートの一つは、官能化されている。他の非官能化し、ゲルが硬化した後に除去される。私たちは、この取り外し可能なガラスのsuを変更ビーズの層で被覆することによりデータポート。官能化及びビーズコーティングされたガラス表面との間に液体ゲルを挟む際に、ゲルビーズへの転送は、それが硬化される。これは、表面の1.6μmの範囲内にゲルにビーズ「統合の距離を制限。ガラス底ペトリ皿は、ゲルが硬化された接着性の表面として使用される。重合の間に平坦な頂ゲル表面を形成するために、円形のガラスカバースリップは、ガラス底ペトリ皿で​​のゲルサンドイッチに使用される。ゲルの製造に先立って、上部ガラスカバースリップは、正の表面電荷を生じる、ポリ-D-リジン（PDL）でコーティングされている。 PDLは、圧縮空気で吹き飛ばしており、水中のビーズの溶液をカバースリップ上に堆積される。私たちは、負の電荷を運ぶカルボキシル化蛍光マイクロビーズを利用して、PDLで処理することによって作成された、正に帯電した表面と相互作用する。圧縮空気でカバースリップオフビーズ溶液を吹き付けた後、単層のビーズは、静電的に乾燥したカバースリップに結合されたままになります。ガラススライドに損傷がなく、完全に無傷のPAゲルから除去されるように、PDLコーティングは、ゲル表面にガラスの接着性には影響しません。 ガラス底ペトリ皿は、97％3 - アミノプロピル - trimethoxyslianeおよび0.5％グルタルアルデヒドで処理することにより付着行われる。希望剛性のPAゲルは、標準的な手順9を介してビスアクリルアミドとアクリルアミドの適切な濃度を混合することにより作成される。ゲル溶液の液滴は、ガラス底ペトリ皿上にピペットされる。ビーズを含むガラスカバースリップをペトリ皿にゲルを挟むために使用される。ゲルが硬化した場合、トップカバースリップは、表面から1.6μmの範囲内のPAゲル中に埋め込まれたビーズを残して削除されます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="502">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Name</td>
			<td style="width:128px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:255px;">97% 3-Aminopropyl-trimethoxysliane (APTES)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>281778</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">70% Glutaraldehyde</td>
			<td>Polysciences, Inc.</td>
			<td>111-30-8</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">1M HEPES buffer solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>83264</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">40% Acrylamide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A4058</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">2% Bisacrylamide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1533</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:255px;">0.1 um Fluorescent microspheres (mCherry)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>F8801</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Fibronectin, Human, 1mg</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>354008</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Ammonium Persulfate</td>
			<td>Bio-RAD</td>
			<td>161-0700</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:255px;">Tetramethylethylenediamine (TEMED)</td>
			<td>Bio-RAD</td>
			<td>161-0801</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Poly-D-Lysine</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>A-003-E</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:255px;">1-Ethyl-3-[3-dimethylaminopropyl]carbodiimide hydrochloride (EDC)&#160;</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>22980</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">N-hydroxysulfosuccinimide (NHS)</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>24500</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">.05% Trypsin-EDTA (1X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>25300-054</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">NaCL</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Acrylic Acid&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>147230</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7757</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:255px;">2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid (MES)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M3671</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:255px;">35 mm Glass bottom dish with 14 mm micro-well #1 cover glass</td>
			<td>In Vitro Scientific</td>
			<td>D35-14-1-N</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:255px;">Glass cover slips, 12 mm diam.</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>26023</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a novel method for localizing reporter fluorescent beads near the cell culture surface for traction force microscopy

PAゲルは長い製作、チューニング、その弾性特性をする能力の容易さに起因する細胞牽引力を研究するためのプラットフォームとして使用されてきた。基質は細胞外マトリックスタンパク質でコーティングされたとき、細胞がゲルに付着し、ゲルを変形させる、力を加える。変形は、細胞牽引力とゲルの弾性特性に依存します。表面の変形場が既知の場合、表面牽引弾性理論を用いて計算することができる。ゲルの変形は、一般的にゲル中に均一に蛍光マーカービーズを埋め込むことによって測定される。プローブは、ゲルが変形として変位する。ゲルの表面近くでプローブが追跡されます。これらのプローブによって報告変位が表面変位と見なされる。表面からの彼らの深さは無視されます。この仮定は、牽引力評価に誤差が導入されています。ビーズの位置が知られるために、細胞の力の正確な測定のためには重要である。私たちは、開発した表面の1.6μmの範囲内、PAゲル中で、直径が0.1〜1μmのを蛍光マーカービーズを閉じ込めるために、単純な化学的性質を利用した技術。私たちはコートポリ-D-リジン（PDL）とカバーガラスと蛍光ビーズ。 PAゲル溶液を次にカバースリップと付着面の間に挟まれている。蛍光ビーズは、硬化中にゲル溶液を移す。重合後、PAゲルは、ゲル表面に近い面上に蛍光ビーズが含まれています。

共焦点イメージングは​​、ビーズがゲル表面の下に実際にあったことを決定するために、ゲル深度内にそれらの正確な位置を定量した。ゲル内のものとは異なる波長の蛍光ビーズは、表面上に沈降させ、埋め込み蛍光ナノ粒子表面上のそれらの間の距離は、重心の同定アルゴリズムを用いて計算した。ゲル表面上のビーズの位置はゲルの細胞表面への付着の際に力を加えるの上面の基準と?...

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A Novel Method for Localizing Reporter Fluorescent Beads Near the Cell Culture Surface for Traction Force Microscopy

蛍光プローブを含有するポリアクリルアミド（PA）ゲルを製造するための伝統的な技術は、接着面とスライドガラスの間にゲルを挟むことを含む。ここでは、ポリ-D-リジン（PDL）および蛍光プローブを用いたこのスライドを被覆するゲル表面から1.6ミクロン以内のプローブを局在化することを示している。

トラクション力顕微鏡用の細胞培養表面近くのローカライズレポーター蛍光ビーズのための新しい方法

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When ...

a-novel-method-for-localizing-reporter-fluorescent-beads-near-cell

Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.5K ビュー.  University of Illinois at Urbana-Champaign. 蛍光プローブを含有するポリアクリルアミド（PA）ゲルを製造するための伝統的な技術は、接着面とスライドガラスの間にゲルを挟むことを含む。ここでは、ポリ-D-リジン（PDL）および蛍光プローブを用いたこのスライドを被覆するゲル表面から1.6ミクロン以内のプローブを局在化することを示している。 

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Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

3次元細胞培養のための自己申告足場

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

生物工学

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous number of imaging techniques currently available and the progress in instrumentation, there is still a need for highly sensitive probes that are suitable for in vivo imaging. One typical problem of available preclinical fluorescent probes is their rapid clearance in vivo, which reduces their imaging sensitivity. To circumvent rapid clearance, increase number of dye molecules at the target site, and thereby reduce background autofluorescence, encapsulation of the near-infrared fluorescent dye, DY-676-COOH in liposomes and verification of its potential for in vivo imaging of inflammation was done. DY-676 is known for its ability to self-quench at high concentrations. We first determined the concentration suitable for self-quenching, and then encapsulated this quenching concentration into the aqueous interior of PEGylated liposomes. To substantiate the quenching and activation potential of the liposomes we use a harsh freezing method which leads to damage of liposomal membranes without affecting the encapsulated dye. The liposomes characterized by a high level of fluorescence quenching were termed Lip-Q. We show by experiments with different cell lines that uptake of Lip-Q is predominantly by phagocytosis which in turn enabled the characterization of its potential as a tool for in vivo imaging of inflammation in mice models. Furthermore, we use a zymosan-induced edema model in mice to substantiate the potential of Lip-Q in optical imaging of inflammation in vivo. Considering possible uptake due to inflammation-induced enhanced permeability and retention (EPR) effect, an always-on liposome formulation with low, non-quenched concentration of DY-676-COOH (termed Lip-dQ) and the free DY-676-COOH were compared with Lip-Q in animal trials.

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

The use of fluorophores for in vivo imaging can be greatly limited by opsonization, rapid clearance, low detection sensitivity and cytotoxic effects on the host. Encapsulation of fluorophores in liposomes by film hydration and extrusion leads to fluorescence quenching and protection which enables in vivo imaging with high detection sensitivity.

のためのツールと​​してのリポソームカプセル化された近赤外蛍光体の蛍光消光<em&gt;インビボ</em&gt;光学イメージング

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous ...

Surface Potential Measurement of Bacteria Using Kelvin Probe Force Microscopy

Surface potential is a commonly overlooked physical characteristic that plays a dominant role in the adhesion of microorganisms to substrate surfaces. Kelvin probe force microscopy (KPFM) is a module of atomic force microscopy (AFM) that measures the contact potential difference between surfaces at the nano-scale. The combination of KPFM with AFM allows for the simultaneous generation of surface potential and topographical maps of biological samples such as bacterial cells. Here, we employ KPFM to examine the effects of surface potential on microbial adhesion to medically relevant surfaces such as stainless steel and gold. Surface potential maps revealed differences in surface potential for microbial membranes on different material substrates. A step-height graph was generated to show the difference in surface potential at a boundary area between the substrate surface and microorganisms. Changes in cellular membrane surface potential have been linked with changes in cellular metabolism and motility. Therefore, KPFM represents a powerful tool that can be utilized to examine the changes of microbial membrane surface potential upon adhesion to various substrate surfaces. In this study, we demonstrate the procedure to characterize the surface potential of individual methicillin-resistant Staphylococcus aureus USA100 cells on stainless steel and gold using KPFM.

Here, we present a protocol explaining the use of Kelvin probe force microscopy as a tool for generating high resolution nano-scale surface potential maps. This tool was applied to assess the role of surface potential on the binding capacity of microorganisms to substrate surfaces.

ケルビンプローブフォース顕微鏡を用いて細菌の表面電位測定

Surface potential is a commonly overlooked physical characteristic that plays a dominant role in the adhesion of microorganisms to substrate surfaces. ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

原子間力顕微鏡イメージングおよびサポートされている脂質二重層のフォーススペクトロスコピー

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly controlled, high-throughput engineered system for measuring the impact of arrayed biochemical signals on cell differentiation. Recent efforts using cell microarrays have demonstrated their utility for combinatorial studies in which many microenvironmental factors are presented in parallel. However, these efforts have focused primarily on investigating the effects of biochemical cues on cell responses. Here, we present a cell microarray platform with tunable material properties for evaluating both cell differentiation by immunofluorescence and biomechanical cell&#8211;substrate interactions by traction force microscopy. To do so, we have developed two different formats utilizing polyacrylamide hydrogels of varying Young&#39;s modulus fabricated on either microscope slides or glass-bottom Petri dishes. We provide best practices and troubleshooting for the fabrication of microarrays on these hydrogel substrates, the subsequent cell culture on microarrays, and the acquisition of data. This platform is well-suited for use in investigations of biological processes for which both biochemical (e.g., extracellular matrix composition) and biophysical (e.g., substrate stiffness) cues may play significant, intersecting roles.

Cell differentiation is regulated by a host of microenvironmental factors, including both matrix composition and substrate material properties. We describe here a technique utilizing cell microarrays in conjunction with traction force microscopy to evaluate both cell differentiation and biomechanical cell&#8211;substrate interactions as a function of microenvironmental context.

細胞の分化やトラクション軍の相関的分析のためのハイスループット細胞マイクロアレイプラットフォーム

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

Fabrication and Implementation of a Reference-Free Traction Force Microscopy Platform

Quantifying cell-induced material deformation provides useful information concerning how cells sense and respond to the physical properties of their microenvironment. While many approaches exist for measuring cell-induced material strain, here we provide a methodology for monitoring strain with sub-micron resolution in a reference-free manner. Using a two-photon activated photolithographic patterning process, we demonstrate how to generate mechanically and bio-actively tunable synthetic substrates containing embedded arrays of fluorescent fiducial markers to easily measure three-dimensional (3D) material deformation profiles in response to surface tractions. Using these substrates, cell tension profiles can be mapped using a single 3D image stack of a cell of interest. Our goal with this methodology is to make traction force microscopy a more accessible and easier to implement tool for researchers studying cellular mechanotransduction processes, especially newcomers to the field.

This protocol provides instructions for implementing multiphoton lithography to fabricate three-dimensional arrays of fluorescent fiducial markers embedded in poly(ethylene glycol)-based hydrogels for use as reference-free, traction force microscopy platforms. Using these instructions, measurement of 3D material strain and calculation of cellular tractions is simplified to promote high-throughput traction force measurements.

リファレンスフリートラクションフォース顕微鏡プラットフォームの製造と実装

Quantifying cell-induced material deformation provides useful information concerning how cells sense and respond to the physical properties of their ...

Traction Microscopy Integrated with Microfluidics for Chemotactic Collective Migration

Cells change migration patterns in response to chemical stimuli, including the gradients of the stimuli. Cellular migration in the direction of a chemical gradient, known as chemotaxis, plays an important role in development, the immune response, wound healing, and cancer metastasis. While chemotaxis modulates the migration of single cells as well as collections of cells in vivo, in vitro research focuses on single-cell chemotaxis, partly due to the lack of the proper experimental tools. To fill that gap, described here is a unique experimental system that combines microfluidics and micropatterning to demonstrate the effects of chemical gradients on collective cell migration. Furthermore, traction microscopy and monolayer stress microscopy are incorporated into the system to characterize changes in cellular force on the substrate as well as between neighboring cells. As proof-of-concept, the migration of micropatterned circular islands of Madin-Darby canine kidney (MDCK) cells is tested under a gradient of hepatocyte growth factor (HGF), a known scattering factor. It is found that cells located near the higher concentration of HGF migrate faster than those on the opposite side within a cell island. Within the same island, cellular traction is similar on both sides, but intercellular stress is much lower on the side of higher HGF concentration. This novel experimental system can provide new opportunities to studying the mechanics of chemotactic migration by cellular collectives.

Collective cell migration in development, wound healing, and cancer metastasis is often guided by the gradients of growth factors or signaling molecules. Described here is an experimental system combining traction microscopy with a microfluidic system and a demonstration of how to quantify the mechanics of collective migration under biochemical gradient.

化学的集団移動のためのマイクロ流体学と統合された牽引顕微鏡

Cells change migration patterns in response to chemical stimuli, including the gradients of the stimuli. Cellular migration in the direction of a chemical ...

Traction Force Microscopy to Study B Lymphocyte Activation

Traction force microscopy (TFM) enables the measurement of forces produced by a cell on a substrate. This technique infers traction force measurements from an experimentally observed displacement field produced by a cell pulling on an elastic substrate. Here, we adapted TFM to investigate the spatial and temporal structure of the force field exerted by B cells when activated by antigen engagement of the B cell receptor. Gel rigidity, bead density, and protein functionalization must be optimized for the study of relatively small cells (~ 6 &#181;m) that interact with, and respond specifically to ligands for cell surface receptors.

Here we present a protocol used to perform traction force microscopy experiments on B cells. We describe the preparation of soft polyacrylamide gels and their functionalization, as well as data acquisition at the microscope and a summary of data analysis.

Bリンパ球活性化を研究するための牽引力顕微鏡

Traction force microscopy (TFM) enables the measurement of forces produced by a cell on a substrate. This technique infers traction force measurements ...

Simultaneous Quantification of Selected Kynurenines Analyzed by Liquid Chromatography-Mass Spectrometry in Medium Collected from Cancer Cell Cultures

The kynurenine pathway and the tryptophan catabolites called kynurenines have received increased attention for their involvement in immune regulation and cancer biology. An in vitro cell culture assay is often used to learn about the contribution of different tryptophan catabolites in a disease mechanism and for testing therapeutic strategies. Cell culture medium that is rich in secreted metabolites and signaling molecules reflects the status of tryptophan metabolism and other cellular events. New protocols for the reliable quantification of multiple kynurenines in the complex cell culture medium are desired to allow for a reliable and quick analysis of multiple samples. This can be accomplished with liquid chromatography coupled with mass spectrometry. This powerful technique is employed in many clinical and research laboratories for the quantification of metabolites and can be used for measuring kynurenines.
Presented here is the use of liquid chromatography coupled with single quadrupole mass spectrometry (LC-SQ) for the simultaneous determination of four kynurenines, i.e., kynurenine, 3-hydroxykynurenine, 3-hydroxyanthranilic, and xanthurenic acid in the medium collected from in vitro cultured cancer cells. SQ detector is simple to use and less expensive compared to other mass spectrometers. In the SQ-MS analysis, multiple ions from the sample are generated and separated according to their specific mass-to-charge ratio (m/z), followed by the detection using a Single Ion Monitoring (SIM) mode.
This paper draws the attention on the advantages of the reported method and indicates some weak points. It is focused on critical elements of LC-SQ analysis including sample preparation along with chromatography and mass spectrometry analysis. The quality control, method calibration conditions and matrix effect issues are also discussed. We described a simple application of 3-nitrotyrosine as one analog standard for all target analytes. As confirmed by experiments with human ovary and breast cancer cells, the proposed LC-SQ method&#160;generates reliable results and can be further applied to other in vitro cellular models.

Described here is a protocol for the determination of four different tryptophan metabolites generated in the kynurenine pathway (kynurenine, 3-hydroxykynurenine, xanthurenic acid, 3-hydroxyanthranilic acid) in the medium collected from cancer cell cultures analyzed by liquid chromatography coupled with a single quadrupole mass spectrometry.

癌細胞培養から採取した培地における液体クロマトグラフィー-質量分析法による選択キヌレニンの同時定量化

The kynurenine pathway and the tryptophan catabolites called kynurenines have received increased attention for their involvement in immune regulation and ...

Application of Atomic Force Microscopy to Detect Early Osteoarthritis

Biomechanical properties of cells and tissues not only regulate their shape and function but are also crucial for maintaining their vitality. Changes in elasticity can propagate or trigger the onset of major diseases like cancer or osteoarthritis (OA). Atomic force microscopy (AFM) has emerged as a strong tool to qualitatively and quantitatively characterize the biomechanical properties of specific biological target structures on a microscopic scale, measuring forces in a range from as small as the piconewton to the micronewton. Biomechanical properties are of special importance in musculoskeletal tissues, which are subjected to high levels of strain. OA as a degenerative disease of the cartilage results in the disruption of the pericellular matrix (PCM) and the spatial rearrangement of the chondrocytes embedded in their extracellular matrix (ECM). Disruption in PCM and ECM has been associated with changes in the biomechanical properties of cartilage. In the present study we used AFM to quantify these changes in relation to the specific spatial pattern changes of the chondrocytes. With each pattern change, significant changes in elasticity were observed for both the PCM and ECM. Measuring the local elasticity thus allows for drawing direct conclusions about the degree of local tissue degeneration in OA.

We present a method to investigate early osteoarthritic changes at the cellular level in articular cartilage by using atomic force microscopy (AFM).

早期変形性関節症の検出に対する原子間力顕微鏡の応用

Biomechanical properties of cells and tissues not only regulate their shape and function but are also crucial for maintaining their vitality. Changes in ...