Name: measuring physiological responses of drosophila sensory neurons to lipid pheromones using live calcium imaging
Uploaded: 2016-04-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging at JoVE.com

This work was supported by the Singapore National Research Foundation (grant NRF-RF2010-06 to J.Y.Y.).

1. Probenvorbereitung <ol><li> Überqueren Sie die Gal4 3,22 Fahrer zu UAS-GCaMP5G 19 Fliegen (w 1118; P {20XUAS-IVS-GCaMP5G} attP40). Lassen Sie das Kreuz bei 25 ° C wachsen. Hinweis: Generieren fliegt mit mehreren Kopien der Gal4 oder UAS-GCaMP Transgene helfen kann , die Fluoreszenzsignalintensität zu erhöhen. Eine frühere Version des UAS-GCaMP Transgen (UAS-GCaMP3) zeigten eine sehr schwache Fluoreszenzintensität , wenn sie unter der Kontrolle des Gr68a-Gal4 Treiber zum Ausdruck gebracht. <ol><li> Sammeln und getrennt nach Geschlecht neu erwachsenen Fliegen geschlüpften und erhöhen bei 25 ° C. Hinweis: Die Basisniveau von GCaMP5G florescence in Fliegen optimal ist im Alter zwischen 14 bis 28 Tagen. Isolieren von Fliegen nach Geschlecht schließt die Möglichkeit der sozialen Interaktionen, die die neuronalen Reaktionen beeinflussen können. </li></ol></li><li> Anästhesieren eine Fliege unter einem milden Strom von CO 2. </li><li> Bringen Sie die fly zu einem Deckglas, indem man zuerst einen kleinen Tropfen von Nagellack in der Mitte eines 0,17 mm Deckglas platzieren. Sanft legen Sie eine Fliege auf seiner Seite auf dem Tropfen klaren Nagellack und sicherzustellen, dass der gesamte Rückgang der Fliege bedeckt ist. </li><li> Führen Sie die Schritte 1.5 und 1.6 unter einem Sezieren Stereo, bei 8-facher Vergrößerung verwendet. </li><li> Verwenden Sie einen nassen Pinsel, die einen foreleg der Fliege zu verlängern. Sichern die foreleg in Position durch zwei dünne Streifen des Bandes über die erste und fünfte tarsal Segmente (2A) platzieren. Dies wird tarsal Segmente T2-T4 für die Bildgebung (2B) aus. </li><li> Um das Bild zu Neuronen auf den Rüssel, legen Sie einen dünnen Streifen Klebeband über die Tribüne des Rüssels die labellum (2C, D) zu belichten. </li><li> Zeichnen Sie eine hydrophobe Barriere um die Fliege mit einem PAP Stiftlösung fließt über die Deckfläche zu verhindern. Machen Sie Messungen innerhalb von 30 Minuten der Montage. </li></ol> 2. Herstellung von StimulusLösung <ol><li> Verdünnte lipophilen Liganden (wie CH503, in dieser Studie verwendet wurden ) in einer PBST - Lösung: 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na 2 HPO 4, 1,8 mM KH 2 PO 4, 0,1% Triton X-100 (v / v ); pH 7,4. <ol><li> Machen Sie eine 1 mg / ml Stammlösung des Liganden mit PBST. Bereiten Sie alle nachfolgenden Verdünnungen der Stammlösung mit PBST. Hinweis: Je nach der Löslichkeit des Liganden von Interesse können unterschiedliche Lösungsmittel erforderlich sein, um den Liganden aufzulösen. Die Löslichkeit von CH503 in verschiedenen Lösungsmitteln ist in Tabelle 1. Im Gegensatz zu anderen Lösungsmitteln beschrieben PBST keine Zunahme der Fluoreszenz erzeugen. </li></ol></li></ol> 3. Die Stimulation von Gustatory Neurons und Image Acquisition <ol><li> Mit einem 10 ul-Pipette legen 10 ul PBST auf die Fußwurzel Segmente. Hinweis: Dieser Schritt feuchtet das Bein und verhindert, dass die Fußwurzel Segmente driften. </li><li> Verwenden Sie ein optisches System, das eine Kamera von su hatffizient Geschwindigkeit und Empfindlichkeit auf eine gute Fluoreszenzsignal mit hoher Zeitauflösung zu erreichen. Hinweis: Für diese Studie haben wir eine sich drehende Scheibe konfokalen Mikroskop und eine sCMOS Kamera verwendet wird (siehe Materialliste). </li><li> Wählen Sie die spezifischen tarsal Segment und Neuronen abgebildet werden. Erwerben drei Vorstimulation konfokalen Z-Stacks. <ol><li> Idealerweise Einstellungen Verwendung Erwerb, die schnell genug maximale Zeitauflösung zu ermöglichen, während noch die gesamte Zellvolumen zu erfassen. Beispiel Erwerb Einstellungen sind: 200 ms Belichtung, Binning 2 x 2 und 6 x 0,5 um 2 optische Schnitte, erfasst alle 2 Sek. Anmerkung: Immobilisierte Beine abgebildet wurden erfolgreich für bis zu 10 min, bei 30 sec Intervallen ohne erkennbare Bleichen des GCaMP Signals. Für längere Aufnahmezeiten zu gewährleisten, dass die Beine sehr fest an ihrem Platz auf dem Deckglas gehalten werden. </li><li> Optimierung der Laserleistung für höchste Signal-zu-Rausch erreichbare mit minimaler Photobleaching während der gesamten imaGing Regime. Für die Experimente hier beschriebenen verwenden, um eine 491 nm Diodenlaser (100 mW) bei 30% Durchlässigkeit für die Bildgebung sowohl Gr68a und ppk23 gustatorischen Neuronen an den Beinen und Rüssels. Verwenden Sie 2 x 2-Binning für kürzere Belichtungszeiten zu ermöglichen, während noch eine ausreichende räumliche Auflösung zu erreichen. Hinweis: Die Laserleistungseinstellungen wurden optimiert Detektion von Fluoreszenzänderung von einem 1,2- bis 4,5-fache Steigerung bis hin zu ermöglichen. </li></ol></li><li> Pipette 10 ul der Lösung auf die Stimulus tarsal Segmente. Für Kontrollexperimente, fügen Sie eine weitere 10 ul PBST. Unmittelbar 117 Poststimulations Bilder erwerben. Anmerkung: Die Anzahl der Poststimulations Bilder erfasst wird basierend auf der Menge an Zeit, in der die maximale Änderung der Fluoreszenz erreicht war (ca. 2 min). <ol><li> Kritischste Schritt: Während bei der Vorbereitung Pipettieren Lösung, nicht die Fliege mit der Pipettenspitze zu berühren, da dies der foreleg wird dazu führen, dass aus der Position zu bewegen. Hinweis: Alternativ verwendenenthält Reiz der Nähe des tarsal Segment ein Mikromanipulator, um genau eine Glaskapillare Position abgebildet werden. gesteuerte Mengen von Stimulus liefern eine intrazelluläre Mikroinjektion Spender nach den Anweisungen des Herstellers verwendet wird. </li></ol></li></ol> 4. Bildverarbeitung und Analyse: Die Quantifizierung der Reaktion <ol><li> Öffnen Sie eine Reihe von konfokalen Z-Stapel mit Fidschi ( <a href="http://fiji.sc/Fiji" target="_blank">http://fiji.sc/Fiji</a> ) 23 oder ImageJ ( <a href="http://imagej.nih.gov/ij/" target="_blank">http://imagej.nih.gov/ij/</a> ) 24 Bildanalyse und Verarbeitungssoftware. </li><li> Machen Sie eine Summe-Intensitätsprojektion aller sechs Z-Scheiben für jede der 120 Zeitpunkten. <ol><li> Wählen Sie den &quot;Stack&quot; Option unter &quot;Bild&quot;. Außerdem wählen Sie die Option &quot;Z Projektion&quot; und &quot;1&quot; als Start Scheibe und &quot;4&quot; als Anschlagscheibe ein. Für Projektionstyp, wählen Sie R20; Summe Scheiben &quot;aus dem Pull-Down-Menü, und wählen Sie&quot; Alle Zeitrahmen &quot;. </li></ol></li><li> Definieren Sie die Region of Interest (ROI) durch die freihändige Auswahlwerkzeug mit einer Grenze um einen Zellkörper oder neuronalen Projektion zu zeichnen. Klicken Sie auf &quot;Analyze&quot; Label und wählen Sie die &quot;ROI-Manager&quot; Option unter &quot;Tools&quot;. </li><li> Quantifizieren der Fluoreszenz des ROI durch die &quot;Set-Messungen&quot; Option wählen, unter der &quot;Analyse&quot; Menü und die Kontrollkästchen für die integrierte Dichte, Fläche, mittleren und maximalen Grauwert und Label. Dann wählen Sie die &quot;Mehr&quot; Option unter dem ROI-Manager-Menü und weiter die &quot;Multi Maßnahme&quot; Option auswählen. Anmerkung: Dies wird ein Popup-Feld mit Werten für jeden der ausgewählten Parameter zu erzeugen. </li><li> Überprüfen Sie die maximale Grauwerte , um sicherzustellen , daß keines der Pixel Sättigung erreicht haben (beispielsweise 65.535 für einen 16-Bit - Kamera). HINWEIS: Für die Versuche in t gezeigtsein Papier, wurden Antworten entweder aus Zellkörpern oder neuronale Projektionen gemessen, je nachdem, wo der maximale Anstieg der &amp; Delta; F / F beobachtet wurde. </li><li> Berechnen Sie die maximale relative Fluoreszenzänderung (&amp; Dgr; F / F) zum Zeitpunkt t ist wie folgt: <img alt="Gleichung 1" src="/files/ftp_upload/53392/53392eq1.jpg" /><ol><li> Subtrahieren Hintergrundfluoreszenz von jedem F (Zelle) Wert. In den Hintergrundfluoreszenz, Messen der integrierten Dichte einer ROI gleicher Größe und Form von einem Bereich des Vorderbeins (oder Rüssel) frei von nachweisbaren Neuronen zu quantifizieren. </li><li> Die post-Stimulation Fluoreszenz, F (Zelle) t, messen Sie die integrierte Dichte des ROI des Zellkörpers oder Prozess zum Zeitpunkt &quot;t&quot; nach der Stimulation zu quantifizieren. </li><li> Die Vorstimulation Fluoreszenz, F (Zelle) , t = 0, zu analysieren pre-Stimulus Bilder des Zellkörpers oder Verfahren in der gleichen Weise zu quantifizieren , wiedie Post-Stimulationssignal. Verwenden Sie die mittlere integrierte Dichte von 3 Bildern F (Zelle) t = 0 zu bestimmen. </li></ol></li></ol>

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	<li>Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Candidate+taste+receptors+in+Drosophila.">Candidate taste receptors in Drosophila.</a> Science. 287, 1830-1834 (2000).</li><li>Dunipace, L., Meister, S., McNealy, C., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatially+restricted+expression+of+candidate+taste+receptors+in+the+Drosophila+gustatory+system.">Spatially restricted expression of candidate taste receptors in the Drosophila gustatory system.</a> Curr. Biol. 11, 822-835 (2001).</li><li>Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreceptors+mediate+male-male+repulsion+and+male-female+attraction+during+Drosophila+courtship.">Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship.</a> Cell. 149, 1140-1151 (2012).</li><li>Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+female+aphrodisiac+pheromone+activates+ppk23(+)+sensory+neurons+to+elicit+male+courtship+behavior.">The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior.</a> Cell Rep. 1, 599-607 (2012).</li><li>Vijayan, V., Thistle, R., Liu, T., Starostina, E., Pikielny, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+pheromone-sensing+neurons+expressing+the+ppk25+ion+channel+subunit+stimulate+male+courtship+and+female+receptivity.">Drosophila pheromone-sensing neurons expressing the ppk25 ion channel subunit stimulate male courtship and female receptivity.</a> PLoS Genet. 10, 1004238 (2014).</li><li>Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ppk23-Dependent+chemosensory+functions+contribute+to+courtship+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster.</a> PLoS Genet. 8, e1002587 (2012).</li><li>Koh, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+IR20a+Clade+of+Ionotropic+Receptors+Are+Candidate+Taste+and+Pheromone+Receptors.">The Drosophila IR20a Clade of Ionotropic Receptors Are Candidate Taste and Pheromone Receptors.</a> Neuron. 83, 850-865 (2014).</li><li>Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+taste+of+the+Drosophila+gustatory+receptors.">A taste of the Drosophila gustatory receptors.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 19, 345-353 (2009).</li><li>Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+organs+of+Drosophila+melanogaster:+fine+structure+and+expression+of+the+putative+odorant-binding+protein+PBPRP2.">Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2.</a> Cell Tissue Res. 304, 423-437 (2001).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> J. Neurobiol. 56, 139-152 (2003).</li><li>Rodrigues, V., Siddiqi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gustatory+mutant+of+Drosophila+defective+in+pyranose+receptors.">A gustatory mutant of Drosophila defective in pyranose receptors.</a> Mol. Genet. Genomics. 181, 406-408 (1981).</li><li>Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+antagonistic+gustatory+receptor+neurons+responding+to+sweet-salty+and+bitter+taste+in+Drosophila.">Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila.</a> J. Neurobiol. 61, 333-342 (2004).</li><li>Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+and+cellular+basis+of+taste+coding+in+the+legs+of+Drosophila.">The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila.</a> J. Neurosci. 34, 7148-7164 (2014).</li><li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> J. Vis. Exp. , e51355 (2014).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem. Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Masuyama, K., Zhang, Y., Rao, Y., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+neural+circuits+with+activity-dependent+nuclear+import+of+a+transcription+factor.">Mapping neural circuits with activity-dependent nuclear import of a transcription factor.</a> J. Neurogenet. 26, 89-102 (2012).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structures+of+the+GCaMP+calcium+sensor+reveal+the+mechanism+of+fluorescence+signal+change+and+aid+rational+design.">Crystal structures of the GCaMP calcium sensor reveal the mechanism of fluorescence signal change and aid rational design.</a> J. Biol. Chem. 284, 6455-6464 (2009).</li><li>Miyamoto, T., Chen, Y., Slone, J., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+Drosophila+glucose+receptor+using+Ca2++imaging+of+single+chemosensory+neurons.">Identification of a Drosophila glucose receptor using Ca2+ imaging of single chemosensory neurons.</a> PloS One. 8, e56304 (2013).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+a+GCaMP+calcium+indicator+for+neural+activity+imaging.">Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging.</a> J. Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).</li><li>Shikichi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone+synthesis.+Part+250:+Determination+of+the+stereostructure+of+CH503+a+sex+pheromone+of+male+Drosophila+melanogaster,+as+(3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol+by+synthesis+and+chromatographic+analysis+of+its+eight+isomers.">Pheromone synthesis. Part 250: Determination of the stereostructure of CH503 a sex pheromone of male Drosophila melanogaster, as (3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol by synthesis and chromatographic analysis of its eight isomers.</a> Tetrahedron. 68, 3750-3760 (2012).</li><li>Yew, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+male+sex+pheromone+and+novel+cuticular+cues+for+chemical+communication+in+Drosophila.">A new male sex pheromone and novel cuticular cues for chemical communication in Drosophila.</a> Curr. Biol. 19, 1245-1254 (2009).</li><li>Bray, S., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+putative+Drosophila+pheromone+receptor+expressed+in+male-specific+taste+neurons+is+required+for+efficient+courtship.">A putative Drosophila pheromone receptor expressed in male-specific taste neurons is required for efficient courtship.</a> Neuron. 39, 1019-1029 (2003).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).</li><li>Kaissling, K. E., Zack Strausfeld, C., Rumbo, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptation+processes+in+insect+olfactory+receptors.+Mechanisms+and+behavioral+significance.">Adaptation processes in insect olfactory receptors. Mechanisms and behavioral significance.</a> Ann. N. Y. Acad. Sci. 510, 104-112 (1987).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, 986-996 (2001).</li><li>Koepsell, K., Wang, X., Hirsch, J. A., Sommer, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploring+the+function+of+neural+oscillations+in+early+sensory+systems.">Exploring the function of neural oscillations in early sensory systems.</a> Front Neurosci. 4, 53 (2010).</li><li>Berridge, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inositol+trisphosphate+and+calcium+signalling.">Inositol trisphosphate and calcium signalling.</a> Nature. 361, 315-325 (1993).</li><li>Busch, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tonic+signaling+from+O(2)+sensors+sets+neural+circuit+activity+and+behavioral+state.">Tonic signaling from O(2) sensors sets neural circuit activity and behavioral state.</a> Nat Neurosci. 15, 581-591 (2012).</li></ol>

The authors declare that there are no competing financial interests.

Wir beschreiben hier eine Methode , um Live - Kalzium - Imaging von Drosophila peripheren Neuronen in 2 verschiedenen Sinnesorgane durchführen. Die Ca 2+ -evoked GCaMP fluoreszierende Reaktionen in Gr68a-Neuronen durch den Pheromon - Liganden induziert CH503 waren dosisabhängig und quantitativ. Es war auch möglich, verschiedene neuronale Antwortmuster wie phasic und Tonikum Antworten zu erkennen. Neurons zeigt phasischen Reaktionen wird angenommen, dass eine schnelle Anpassung an kontinuierliche Stimuli zu ermöglichen. Diese Art der Reaktion wird mit der Geruchserkennungs 25 und der Erzeugung rhythmischer Motoraktivitätsmuster 26 verbunden. Im Gegensatz dazu neuralen Schwingungen, die in vielen sensorischen Systeme beschrieben worden sind, sind gedacht , mehrere Eingänge auf einem einzigen postsynaptischen Seite zu synchronisieren und Besonderheiten über die Stimulus 27 zu vermitteln. Die molekulare Grundlage von Schwingungen mit ppk23 Neuronen assoziiert wurde noch nicht berichtet worden, in unseren knowledge. In anderen Arten von erregbaren Zellen zeigt Schwingungsantworten, die Frequenz der Schwingungen ist nach einem Verfahren , genannt Calcium-induzierte Calciumfreisetzung reguliert 28 gezeigt werden. In diesem Verfahren wird Calcium aus internen Speichern unter der Steuerung des sekundären Boten Inositoltriphosphat freigegeben und die Frequenz seiner Freisetzung ist von der Stärke des externen Stimulus abhängig. Einblicke in die molekularen Grundlagen der Tonika neuronalen Antworten wurden von Studien über Sauerstoffsensor - Rezeptoren von C gewonnen worden elegans 29. Eine anhaltende Erhöhung der Calciumspiegel in Neuronen gefunden wurde durch L-Typ spannungsgesteuerten Calciumkanälen, Ryanodin und Inositoltriphosphat Signalwege 29 vermittelt zu werden. Es wird wichtig sein, um festzustellen, ob ähnliche Mechanismen eine Rolle bei den Antworten von ppk23 Neuronen spielen. Live Calcium Bildgebung kann auf verschiedene Weise für die Untersuchung von anderen Populationen angepasst werden <em&gt; Drosophila sensorischen Neuronen oder andere chemische Liganden. Zunächst werden die Antworten von Geschmacks- Neuronen sich auf den Rüssel, Beine oder Flügel können in einem Bildschirm für Liganden für Orphan-Geschmacks-Rezeptoren. Zweitens Modifikation des Lösungsmittels ermöglicht neuronale Antworten auf mehr polare Moleküle zu testen. Drittens kann eine Bühne Inkubator mit dem Drehscheiben-Mikroskop gekoppelt werden. Diese Einrichtung würde zur Aktivierung oder zum Schweigen zu bringen neuronale Aktivität mit temperaturempfindlichen Transgene wie UAS-TRPA1 oder UAS-Shibire ts, und die Messung der entsprechenden Veränderungen in der Fluoreszenz in diesen Neuronen auf Stimulation 4 ideal. Viertens kann die Verwendung eines kontinuierlichen Zeitreihen für die Bildsammlung Erfassung schneller reagierenden Zellen erleichtern. Schließlich durch Zugabe von gezielten Laserbeleuchtung könnte dieses Verfahren für mit anderen fortschrittlichen lebenden Zellen Bildgebungsverfahren wie FRAP und FRET Anwendung erweitert werden. Mehrere technische consideRationen sind zwingend notwendig, stabile Bilder zu erhalten und genau den zeitlichen Verlauf der physiologischen Reaktionen zu messen. Erstens muss die Vorderbeins sicher positioniert werden, da die Fliege nach Zugabe der Lösung kräftige Bewegung aufweist, die eine Quelle der Abweichung zwischen Zubereitungen sein kann. Obwohl der Pheromon Lösungsbad Anwendung der Ligand ermöglicht alle der gustatory sensilla auf den freiliegenden tarsal Segmente zu erreichen, kann ein Teil der Lösung gegenüber anderen Teilen der montierten Vorbereitung fließen. Außerdem könnte die foreleg potenziell abdriften, wenn Lösung hinzugefügt wird. Zweitens, um genau Bild nahezu sofortige Anstieg der Fluoreszenz, ist es wichtig Abbildungs ​​unmittelbar nach der Zugabe des Stimulus wieder aufzunehmen, da einige Neuronen eine schnelle und maximale Reaktion innerhalb von 4 Sekunden nach Anregung zeigen. Alternativ kann eine kontinuierliche Zeitreihen vor werden eingeleitet, um die Stimulus-Lösung zugibt und den genauen Zeitpunkt, zu dem der Reiz verabreicht wird, markiert werden können. lass = &quot;jove_content&quot;&gt; zwei Quellen von falschen positiven Reaktionen beobachtet. Erstens kann das Lösungsmittel selbst fluoreszierende Reaktionen auch in Abwesenheit eines Liganden zu induzieren. Das PBST Lösungsmittel verursacht eine solche Reaktion in einigen ppk23-Gal4 markierten Zellen. Darüber hinaus, DMSO, ein häufig verwendetes Lösungsmittel für polare und unpolare Moleküle, auch eine Antwort in einigen Gr68a-Gal4 markierten Neuronen induziert. Es ist daher wesentlich, um zu bestimmen, ob das Lösungsmittel selbst ein Fluoreszenzsignal induziert und ein Lösungsmittelsystem mit geringer Hintergrundaktivität zu wählen. Zweitens ist eine starke phasic artige Reaktion in nicht-neuronalen Zellen Unterstützung wurde allein zu dem Lösungsmittel PBST beobachtet. Der Gr68a-Gal4 - Treiber ist in beiden Neuronen und Stützzellen exprimiert , die einige der Neuronen zu umgeben und im Allgemeinen erscheinen, sind größer, amorph geformt und sichtbaren Vorsprünge fehlen. Es ist daher wichtig neuralen aus nicht-neuronalen Antworten für jede Gal4 Linie zu differenzieren , wenn ROIs wählen. _content &quot;&gt; Eine wesentliche Einschränkung dieses Verfahrens ist, dass die gleiche fly Zubereitung kann nicht für aufeinanderfolgende Experimente unterschiedliche Konzentrationen oder Typen von Liganden getestet werden, es sei denn, die aufgebrachte Reiz gründlich von der Oberfläche des Deckglases entfernt wird zuerst. Außerdem ist dieses Verfahren kann nicht für Hochdurchsatz - Abbildungs ​​mehrerer Fliegen auf einmal, durch die hohe Vergrßerung , die für die Visualisierung von Drosophila Neuronen, und die Notwendigkeit für die schnelle Erfassung und hohe Zeitauflösung verwendet werden. Schließlich dieses Verfahren die Verfügbarkeit von genetischen Werkzeugen für transgene Genexpression erfordert , also Anwendung in erster Linie zu den wichtigsten Modellorganismen zu begrenzen. Insgesamt ist dieses Verfahren eine einfachere Alternative zur zellulären Aufnahme Elektroden und nicht spezielle Instrumentierung erfordert. Darüber hinaus, anders als andere genetisch codierte Reporter wie CaLexA wird das Tier lebendig gehalten gesamten Abbildungs ​​physiologischen Reaktionen ermöglicht in re zu vermessendenal-Zeit mit hoher Empfindlichkeit in Fliegen jeden Alters. Diese Funktion könnte damit potenziell für das Screening von altersabhängigen Reaktionen auf Liganden oder den Vergleich der neuronalen Antworten folgende Veränderungen in der sozialen Bedingungen oder reproduktiven Zustand. Darüber hinaus können nachhaltig Aufnahmen für mindestens 10 Minuten ohne offensichtliche Photobleichens oder Verminderung von GCaMP Signal ausgeführt werden.

Tiere verlassen sich auf Geruchs- und Geschmacks Informationen Entscheidungen zu vermitteln, von wesentlicher Bedeutung für das Überleben und die Fortpflanzung. Zu verstehen , wie chemosensory cues werden erkannt und durch das Nervensystem verarbeitet erfordert die Identifizierung des sensorischen Rezeptor (en) und die entsprechenden chemischen Liganden. Drosophila eine erstaunliche Vielzahl von flüchtigen und nicht-flüchtigen Verbindungen erkennen und sind ein ausgezeichnetes Modell , bei dem die physiologische Studie Mechanismen der Chemosensorik. Während die Geruchsorgane flüchtige Moleküle wahrnehmen, werden die Geschmacks- Organe spezialisiert geringe Flüchtigkeit Verbindungen zu erkennen. Hier präsentieren wir eine Methode zur direkten neuronalen Antworten von den Geschmacksorgane von Drosophila melanogaster zu schwerflüchtige lipophile Liganden messen. Gustatory Organe der Fliege sind die Vorderbeine, Rüssel und Flügel. Verteilt auf der Oberfläche der Geschmacksorgane sind haarähnliche Strukturen als sensilla bekannt, die auf s antwortenugars, Bitters, Salze, Wasser und Pheromone 8. Die sensilla wurden morphologisch in Geschmack Borsten klassifiziert und Geschmack Heringe 9. Es gibt etwa 31 Geschmack Borsten auf dem Labellum, die in den langen (L-Typ) klassifiziert sind, kurz (s-Typ) und Zwischenprodukt (i-Typ) Morphologien. Die &#39;l&#39; und &#39;s&#39; sensilla Haus 4 sensorischen Neuronen , die physiologisch zu Zucker (der S - Zelle), wenig Salz (das L1 - Zelle), hohe Salz und Bitterstoffe (die L2 - Zelle) und Wasser (die W - Zelle) 10 antworten , 11. Die &quot;i&quot; sensilla Haus 2 sensorischen Neuronen, von denen 12 sowohl zu niedrigen Salz und Zucker, während die anderen reagiert auf hohe Salz reagiert. Es gibt etwa 41 Geschmack sensilla bei Männern und 26 bei Frauen sensilla auf jeder der Vorderbeine verteilt. Für Männer und Frauen gibt es 21 sensilla auf dem midleg, und etwa 22 sensilla auf dem Hinterbein 13. Die geschmackliche Neuronen durch den Geschmack sensilla auf den Beinen eingeschlossen sind auch classified in L1, L2, W und S-Typen. Ein Standardverfahren zur Messung der elektrischen Aktivität von einzelnen Neuronen verwendet extrazelluläre oder intrazelluläre Elektroden Ionenstrom zu erfassen. Elektrodenmessungen erlauben neuronale Funktion in nicht-Modellorganismen wie Drosophila - Arten, Motten und Bienen , die umfangreiche genetische Werkzeuge für neuronale Kennzeichnung fehlt untersucht werden. Routinemäßig verwendet haben , jedoch während elektrophysiologischen Methoden wurden Aktivität von Drosophila Geschmack sensilla 4,13,14 zu messen, dieser Ansatz zugrunde gelegt stellt einige technische Herausforderungen. Zuerst schmecken Borsten identifiziert werden müssen, basierend auf der Morphologie und der räumlichen Lage. Bei der Identifizierung kann elektrophysiologische Messungen durch die geringe Größe des sensilla behindert werden, begrenzt Zugänglichkeit durch Position und Schwierigkeiten bei der Anwendung von kontrollierten Mengen eines chemischen Stimulus zu einem Geschmack Borste. Auch die Stimulation von sensilla erzeugen kann Signale von mehr als einerneuronale Typ 15. Zweitens Detektion elektrischer Signale kann durch Hintergrundrauschen verwechselt werden, die aus mechanischen Schwingungen und Geräusche von der elektronischen Ausrüstung. Drittens kann die Verwendung eines geschärften Elektrode , die Fliege Vorbereitung beschädigen, wenn sie falsch 14 verwendet. Schließlich erfordert eine Elektro Rig Montage spezialisierten elektronischen Komponenten für Stimulus Lieferung, Signalaufzeichnung und Datenanalyse und kann teuer werden. In D. melanogaster, hat die Verfügbarkeit von genetisch-codierten Werkzeuge , um die Entwicklung von Bildgebungstechniken erleichtert , dass die Antworten von kleinen Populationen von Neuronen ermöglichen sucht werden. Ein solcher Ansatz ist die Verwendung des CaLexA Reporter 16. Bei diesem Verfahren Gensequenzen den Faktor LexA-VP16-Transkriptions Codierungs- und eine Calcium-empfindliche Protein NFAT miteinander verschmolzen. Calcium Aktivierung der Proteinphosphatase Calcineurin katalysiert die de-Phosphorylierung von NFAT und wiederum, facilitaTES seinen Import in den Zellkern. Im Kern bindet das LexA-Domäne in eine LexAop-DNA-Bindungsmotiv, das die Expression eines grün fluoreszierenden Proteins (GFP) reporter, wodurch nachhaltige Identifizierung von funktionell aktivierten Neuronen lenkt. Der Ansatz wurde erfolgreich zur Messung der Reaktion von spezifischen olfaktorischen Glomeruli im Antennallobus nach der Exposition von lebenden Fliegen Riechstoff 16 verwendet. Vor kurzem wurden die physiologischen Reaktionen von IR52c Geschmacks- Rezeptorneuronen von lebenden Fliegen gemessen mit CaLexA 7. Jedoch für diese Studie war es notwendig, zu altern Fliegen für bis zu 6 Wochen GFP Transkription zu erhöhen. Während Immunfärbung mit einem Anti-GFP-Antikörper verwendet werden kann, die CaLexA Signal zu verstärken, würde diese Methode Gewebefixierung erfordern, wodurch die Möglichkeit ausgeschlossen wird zum Abbilden lebenden Zellen. Genetisch kodierte Calciumindikatorprotein GCaMP auch neuronale Reaktionen in einer Anzahl von zu studieren extensiv verwendet wurde,Spezies 17. Das Protein GCaMP fluoresziert mit geringer Intensität vor neuronale Stimulation. Anwendung eines Stimulus löst ein Aktionspotential in dem Neuron, wodurch der Einstrom von Ca 2+. GCaMP, gebunden an Ca 2+, erfährt eine Konformationsänderung, so dass es mit heller Intensität (Abbildung 1) zu fluoreszieren. Ein vor kurzem Single-Neuron - Kalzium - Imaging - Ansatz entwickelt wurde verwendet für die foreleg Neuronen spezifischen Gr61a Geschmacks- 18 Glukose als Ligand zu identifizieren. In dieser Studie wurden seziert Vorderbeine aus transgenen Drosophila exprimiert GCaMP in Gr61a gustatorischen Neuronen wurden mit einer Schicht aus Agarose vor der Bilderzeugung behandelt. Jedoch kann die Verwendung von sezierten Gewebe verursachen eventuelle Verminderung von GCaMP Expression, wodurch die Messzeit und die Erfassungsempfindlichkeit begrenzen. Zusätzlich kann Agarose begrenzen Empfindlichkeit aufgrund der hohen Hintergrundniveaus der Fluoreszenz und ihre Lichtstreuungseigenschaften. To einige dieser Nachteile ansprechen, beschreiben wir die Verwendung von GCaMP-vermittelten Calcium Imaging physiologischen Reaktionen von foreleg und Rüssel Geschmacks- Neuronen intakter Tiere aufzunehmen. Wir zeigen die physiologischen Reaktionen von Gr68a und ppk23 Neuronen exprimieren genetisch kodierte GCaMP5G 19 einem Drosophila Lipid Pheromon, (3 R, 11 Z, 19 Z) -3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol (CH503) 20, 21. Neuronale Antworten werden durch Quantifizieren der Zunahme der Fluoreszenz des GCaMP5G Signals während Pheromon Stimulation gemessen. In diesem Protokoll Neuronen sind für eine Gesamtdauer von 120 sec abgebildet wird, wobei die Muster der neuronalen Aktivierung in einzelnen Zellen zu differenzieren ausreicht.

<table><tbody><tr><td>Gr68a-Gal4</td><td></td><td></td><td>Gift from H. Amrein (Texas A&amp;amp;M Health Science Center, TX, USA) and J. Carlson (Yale University, CT, USA)</td></tr><tr><td>ppk23-Gal4</td><td></td><td></td><td>Gift from K. Scott (Univ. of California, Berkeley, CA, USA)</td></tr><tr><td>UAS-GCaMP5&amp;nbsp;</td><td></td><td>42037</td><td>Bloomington Drosophila&amp;nbsp; Stock Center</td></tr><tr><td>0.17 mm coverslip (Gold-Seal coverslip)</td><td>Electron Microscopy Services</td><td>63790-10</td><td></td></tr><tr><td>Nail polish, &quot;Hard as Nails Clear&quot;&amp;nbsp;</td><td>Sally Hansen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PAP pen</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>Z377821</td><td></td></tr><tr><td>Paint brush</td><td></td><td></td><td>fine-tipped brush</td></tr><tr><td>Tape&amp;nbsp;</td><td>Scotch brand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>13021</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, lab grade</td><td>Merck</td><td>10094</td><td></td></tr><tr><td>Hexane, HPLC grade</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>H303SK-4</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>472301</td><td></td></tr><tr><td>PBST</td><td></td><td></td><td>Recipe described in the protocol section</td></tr><tr><td>CH&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;0&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>Synthesis described in Mori &lt;em&gt;et al.&lt;/em&gt;, 2010</td></tr><tr><td>sCMOS Camera (ORCA Flash4.0)</td><td>Hamamatsu&amp;nbsp;</td><td>C11578-22U</td><td></td></tr><tr><td>Microscope (Ti-Eclipse)</td><td>Nikon</td><td>Ni-E</td><td></td></tr><tr><td>Spinning Disk Scan head&amp;nbsp;</td><td>Yokogawa</td><td>CSU-X1-A1</td><td></td></tr><tr><td>Aquistion Software (MetaMorph Premier)</td><td>Molecular Devices</td><td>40002</td><td></td></tr><tr><td>Fiji software</td><td>open source</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://fiji.sc/Fiji&quot;&gt;http://fiji.sc/Fiji&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

measuring physiological responses of drosophila sensory neurons to lipid pheromones using live calcium imaging

Im Gegensatz zu Säugetieren, Insekten wie Drosophila haben mehrere Geschmacksorgane. Die chemosensorische Neuronen an den Beinen, Rüssel, Flügel und ovipositor von Drosophila exprimieren Geschmacks- Rezeptoren 1,2, Ionenkanäle 3-6 und ionotropen Rezeptoren 7 , die bei der Erkennung von flüchtigen und nichtflüchtigen sensorischen Signale beteiligt sind. Diese Neuronen direkt tastants Kontakt wie Lebensmittel, Schadstoffe und Pheromone und daher beeinflussen viele komplexe Verhaltensweisen wie Fütterung, Eiablage und Paarung. Elektrodenaufzeichnungen und Kalzium-Imaging wurden in Insekten zu quantifizieren, die neuronalen Reaktionen hervorgerufen durch diese tastants weit verbreitet. Allerdings erfordert die Elektrospezialausrüstung und um Messungen von einem einzigen Geschmack Sensillum kann technisch schwierig sein, je nach Zelltyp, Größe und Position. Darüber hinaus können einzelne Neuron Auflösung in Drosophila schwierig sein , da Geschmack sensilla hou zu erreichense mehr als eine Art von chemosensorische Neuronen. Die Live-Kalzium-Imaging hier beschriebene Methode erlaubt Antworten einzelner Geschmacks- Neuronen im Live-Fliegen gemessen werden. Dieses Verfahren ist besonders geeignet zum Abbilden neuronaler Antworten auf Lipid Pheromone und andere Liganden-Typen, die eine geringe Löslichkeit in Wasser basierende Lösungsmittel haben.

Die GCaMP Calciumindikator wurde genetisch mit Gr68a-Gal4 oder ppk23-Gal4 Treiber zum Ausdruck gebracht. Distinct Populationen von foreleg Neuronen und nicht-neuronalen Stützzellen werden von jedem Fahrer (3A-C) bezeichnet. Ligand-spezifische Antworten auf die lipophilen Pheromon CH503 wurden in Gr68a-Gal4 und ppk23-Gal4 - exprimierenden Zellen GCaMP (3D) beobachtet. Die relative Veränderung der Fluoreszenzintensität des GCaMP5G Signal (&amp; Dgr; F / F) und mit höheren Konzentrationen von CH503 (3E) erhöht. Interessanterweise kann die 5 ng Dosis von CH503 die Nervenreaktion zu unterdrücken. Gr68a und ppk23 Neuronen zeigten unterschiedliche Reaktionsmuster. Gr68a Neuronen zeigten eine stärkende Muster der neuronalen Antwort (Abbildung 3F), während ppk23 Neuronen eine phasic zeigte, Schwingungsverhalten (Abbildung 3G). Antworten von ppk23 Neuronen in den Rüssel waren einlso gemessen dieser Zubereitung und eine Kombination aus phasic und Schwingungsantworten (3H) ausgestellt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53392/53392fig1.jpg" /> Abb . 1: Das Grundprinzip der GCaMP Kalzium - Imaging - Technik GCaMP5G ist genetisch in Gal4 ausgedrückt -markierte Zellen und fluoresziert mit geringer Intensität vor neuronale Stimulation. Anwendung eines Stimulus löst ein Aktionspotential in dem Neuron und bewirkt , dass Ca 2+ -Einstrom. GCaMP5G, einmal gebunden an Ca 2+, erfährt eine Konformationsänderung, was zu erhöhten Fluoreszenz führt (AF), die im Laufe der Zeit ändert. Die Baseline - Fluoreszenz (F) bezieht sich auf Fluoreszenzsignalintensität vor der Stimulation. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53392/53392fig2.jpg" /> Abbildung 2: eine Live - Fliege für die Bildgebung der foreleg oder Rüssel Neuronen Montage.(A) Montage des Vorderbeins: ein 3.2x Bild eines lebenden männlichen Fliege, die zeigen , die auf dem Deckglas befestigt Vorderbeine mit Klebeband. (B) A 40X Bild der Fliege, jedes der tarsalen Segmente (T1-5) und der Platzierung des Bandes über dem ersten tarsal Segment und an den fünften tarsal Segmente zeigt. (C) Montage der Rüssel: ein Stück Klebeband über die Tribüne gesetzt wird , um die Spitze des Rüssels zu belichten. (D) Die Pipettenspitze für Stimulus hinaus wird leicht über dem fly gehalten und macht keinen direkten Kontakt mit der Vorbereitung. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53392/53392fig3.jpg" /> Abbildung 3:. Pheromon-induzierten neuronalen Antworten in GCaMP-exprimierenden Neuronen (A) Schematische Darstellung des männlichen foreleg von Drosophila , die räumlichen Positionen der Gr68a-Gal4 zeigt markierten Zellen auf tarsal Segmente T2-4. Nicht-neuronale Zellen (identifiziert anhand von Größe und Form) sind Colored gelb. (B) Raw Fluoreszenzbild des männlichen foreleg zeigt neuralen und Unterstützung durch die Gr68a-Gal4 Treiber markierten Zellen. Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m. (C) Schematische Darstellung des männlichen foreleg von Drosophila , die räumlichen Positionen der ppk23-Gal4 zeigt markierten Zellen auf tarsal Segmente T2-4. (D) Reaktion von Gr68a- und ppk23 T4 exprimierenden Neuronen CH503 (chemische Struktur oben gezeigt). Die durchschnittliche &amp; Dgr; F / F in Reaktion auf CH503 wurde im Vergleich zum Durchschnitt &amp; Dgr; F / F nach der Anwendung von PBST Lösungsmittel allein; Student-t-Test mit ungleichen Varianz (für Gr68a) oder Mann-Whitney-Test (für ppk23): * p &lt;0,05, *** p &lt;0,001. Die Fehlerbalken zeigen SEM Statistische Leistung = 0,93. (E) Eine dosisabhängige Änderung Δ F / F wird in Gr68a Neuronen in T4 beobachtet. Student-t-Test mit ungleichen Varianz: ** p &lt;0,01, *** p &lt;0,001. Statistische Leistung = 0,86-0,96. (F </strong&gt;) Eine farbkodierte Zeitverlauf die Tonika Reaktion in GCaMP Fluoreszenz folgende CH503 Stimulation (500 ng) Gr68a-exprimierenden Neuronen zeigt. Die Positionen der Neuronen auf der Vorderbeins sind im rohen Fluoreszenzbild (links) gezeigt. Maßstabsbalken = 10 &amp; mgr; m; Zeitskala = 0-96 sek. Die begleitende Liniendiagramm zeigt die Tonika Antwort von einem Gr68a Neuron auf die Stimulation von 500 ng CH503. Der rote Pfeil zeigt den Zeitpunkt, zu dem die Anregung gegeben. Die Peak-Reaktion erfolgt bei 120 Sekunden. (G) Eine farbkodierte Zeitverlauf eine oszillierende, phasische Reaktion in GCaMP Fluoreszenz folgende CH503 Stimulation (500 ng) ppk23-exprimierenden Neuronen zeigt. Die Positionen der Neuronen auf der Vorderbeins sind im rohen Fluoreszenzbild (links) gezeigt. Maßstabsbalken: 10 &amp; mgr; m; Zeitskala: 0-96 sek. Die begleitende Liniendiagramm zeigt ein Platzen Antwort von einem ppk23 Neuron auf die Stimulation von 500 ng CH503. Roter Pfeil zeigt die Zeit, zu der der Stimulus zugegeben. Der Gipfel response tritt bei 76 sec. (H) Eine farbkodierte Zeitverlauf der ppk23-exprimierenden Neuronen auf den Rüssel ein late-onset Tonikum Reaktion aus dem Zellkörper und das Schwingungsverhalten von einer axonalen Projektions folgenden CH503 Stimulation (500 ng) zeigt. Die Positionen der Zellen in den rohen Fluoreszenzbild (links) gezeigt. Maßstabsbalken = 10 &amp; mgr; m; Zeitskala: 0-96 sek. Nachdruck mit freundlicher Genehmigung von Shankar, S., et al. Das Neuropeptid Tachykinin ist von wesentlicher Bedeutung für Pheromonerkennung in einem Geschmacks- neuronalen Schaltkreis. doi:. 10,7554 / eLife.06914 (2015) <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/53392/53392fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/53392/53392fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table><tbody><tr><td> Solvent 1,2 </td><td> Die Löslichkeit von CH 5 0 3 3 </td><td> Ist das Lösungsmittel allein Auslöser neuronale Aktivität? 4 </td></tr><tr><td> 0,1% PBST </td><td> JA </td><td> NEIN </td></tr><tr><td> 100% Ethanol </td><td> JA </td><td> JA </td></tr><tr><td> 100% Hexane </td><td> JA </td><td> JA </td></tr><tr><td> 10% Ethanol </td><td> NEIN </td><td> (nicht getestet) </td></tr><tr><td> 10% Hexane </td><td> NEIN </td><td> (nicht getestet) </td></tr><tr><td> 100% DMSO </td><td> JA </td><td> JA </td></tr><tr><td> 10% DMSO </td><td> JA </td><td> JA </td></tr><tr><td> 0,4% DMSO </td><td> JA </td><td> JA </td></tr><tr><td> 0,2% DMSO </td><td> JA </td><td> JA </td></tr></tbody></table> Tabelle 1:. Die Löslichkeit von CH 5 0 3 in verschiedenen Lösungsmitteln 1 DMSO:. Dimethylsulfoxid 2 Ethanol, Hexan und DMSO - Lösungen wurden mit dH 2 O verdünnt (v / v) 3 Löslichkeit von CH503 in 0,2% DMSO wurde begrenzt. nur bis 250 ng / ml. 4 Anstieg in &amp; Dgr; F / F mit dem Lösungsmittel allein war äquivalent zu jener Beobachved nach Stimulation mit Pheromon.

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Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

Mess physiologischen Reaktionen von<em&gt; Drosophila</emNeurone&gt; Sensory zu Lipid Pheromone Verwendung von Live-Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

8.5K Aufrufe.  Temasek Life Sciences Laboratory. The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone. 

Serie: Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Loading Drosophila Nerve Terminals with Calcium Indicators

Calcium plays many roles in the nervous system but none more impressive than as the trigger for neurotransmitter release, and none more profound than as the messenger essential for the synaptic plasticity that supports learning and memory. To further elucidate the molecular underpinnings of Ca2+-dependent synaptic mechanisms, a model system is required that is both genetically malleable and physiologically accessible. Drosophila melanogaster provides such a model. In this system, genetically-encoded fluorescent indicators are available to detect Ca2+ changes in nerve terminals. However, these indicators have limited sensitivity to Ca2+ and often show a non-linear response. Synthetic fluorescent indicators are better suited for measuring the rapid Ca2+ changes associated with nerve activity. Here we demonstrate a technique for loading dextran-conjugated synthetic Ca2+ indicators into live nerve terminals in Drosophila larvae. Particular emphasis is placed on those aspects of the protocol most critical to the technique's success, such as how to avoid static electricity discharges along the isolated nerves, maintaining the health of the preparation during extended loading periods, and ensuring axon survival by providing Ca2+ to promote sealing of severed axon endings. Low affinity dextran-conjugated Ca2+-indicators, such as fluo-4 and rhod, are available which show a high signal-to-noise ratio while minimally disrupting presynaptic Ca2+ dynamics. Dextran-conjugation helps prevent Ca2+ indicators being sequestered into organelles such as mitochondria. The loading technique can be applied equally to larvae, embryos and adults.

Calcium is a ubiquitous messenger in the nervous system, essential for triggering neurotransmitter release and changes in synaptic strength. Here we demonstrate a technique for loading Ca2+-indicators into Drosophila nerve terminals. We also demonstrate fabrication of the required apparatus and emphasize points critical for the technique's success.

Loading Drosophila Nerve Terminals mit Calcium-Indikatoren

Calcium plays many roles in the nervous system but none more impressive than as the trigger for neurotransmitter release, and none more profound than as ...

Forschung

Biologie

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

Calcium Imaging von geruchs-evozierte Potentiale in der Drosophila Antennallobus

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Neurowissenschaften

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model animal for endocrine research, Drosophila melanogaster, which has sophisticated genetic tools and genome information, is being increasingly used. This article describes a method for the calcium imaging of Drosophila brain explants. This method enables the detection of the direct signaling of a hormone to the brain. It is well known that many peptide hormones act through G-protein-coupled receptors (GPCRs), whose activation causes an increase in the intracellular Ca2+concentration. Neural activation also elevates intracellular Ca2+ levels, from both Ca2+ influx and the release of Ca2+ stored in the endoplasmic reticulum (ER). A calcium sensor, GCaMP, can monitor these Ca2+ changes. In this method, GCaMP is expressed in the neurons of interest, and the GCaMP-expressing larval brain is dissected and cultured ex vivo. The test peptide is then applied to the brain explant, and the fluorescent changes in GCaMP are detected using a spinning disc confocal microscope equipped with a CCD camera. Using this method, any water-soluble molecule can be tested, and various cellular events associated with neural activation can be imaged using the appropriate fluorescent indicators. Moreover, by modifying the imaging chamber, this method can be used to image other Drosophila organs or the organs of other animals.

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

This paper describes a protocol for ex vivo calcium imaging of the Drosophila brain. In this method, natural or synthetic compounds can be applied to the buffer to test their ability to activate particular neurons in the brain.

Ex-Vivo Calcium Imaging zur Visualisierung von Gehirn Reaktionen auf endokrine Signalisierung bei Drosophila

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

In Vivo Optische Calcium-Bildgebung der lerninduzierten synaptischen Plastizität bei Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

In Vivo Calcium Imaging of Taste-Induced Neural Responses in Adult Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model organism, Drosophila melanogaster. A key strength of this methodology is its ability to record taste-induced neural responses in awake animals without the need for anesthesia. This approach employs binary expression systems (e.g., Gal4-UAS) to express the calcium indicator GCaMP in specific neurons of interest. This protocol describes a procedure in which flies expressing GCaMP are mounted with the labellum securely positioned, enabling fluorescence in the brain to be recorded at millisecond resolution under a confocal microscope while a solution is applied to the labellum, stimulating all labellar taste sensilla. The examples provided focus on calcium responses in primary gustatory receptor neurons of D. melanogaster. However, this approach can be adapted to record from other neurons of interest within the brain of Drosophilids or other insect species. This imaging method enables researchers to simultaneously record collective calcium responses from groups of gustatory neurons across the labellum, complementing electrophysiological tip recordings that quantify action potentials from individual neurons. The in vivo calcium imaging technique outlined here has been instrumental in uncovering molecular and cellular mechanisms of chemosensation, identifying unique temporal response patterns in primary taste neurons, investigating mechanisms of gustatory modulation, and exploring taste processing in downstream circuits.

A calcium imaging approach enables the recording of taste-induced responses in the brains of awake flies while a solution is applied to the labellum. Primary gustatory responses in Drosophila melanogaster are used as an example, but this protocol can be adapted to study downstream neurons or other species.

Im lebenden Organismus Kalzium-Bildgebung von geschmacksinduzierten neuronalen Reaktionen bei adulten Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model ...

In Vivo Calcium Imaging Using Synaptically Localized Calcium Sensors in Drosophila melanogaster

Source: Hancock, C. E. et al., <a href="https://app.jove.com/v/60288">In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2019).
This video demonstrates a method for in vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors in flies. It outlines the steps for preparing the flies for microscopy, conducting olfactory conditioning, and visualizing odor-induced calcium influx.

im lebenden Organismus Calcium-Imaging mit synaptisch lokalisierten Calciumsensoren in Drosophila melanogaster

1. Transgenic fruit flies,&#160;Drosophila melanogaster

	Cross female virgin and male flies (raised at 25 &#176;C in 60% relative humidity on a 12 h ...

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Neuroscience

Neurophysiology

Imaging and Optical Techniques

Drosophila In Vivo Calcium Imaging: A Method for Functional Imaging of Neuronal Activity

Source: Hancock, C. E., et al. <a href="https://www.jove.com/video/60288/" target="_blank">In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes in vivo calcium imaging in Drosophila neurons using GCaMP. The featured protocol clip shows how to record changes in GCaMP fluorescence from mushroom body neurons during an olfactory conditioning experiment.

Drosophila In Vivo Calcium Imaging: Eine Methode zur funktionellen Bildgebung neuronaler Aktivität

Source: Hancock, C. E., et al. In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
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Drosophila melanogaster (Fruchtfliege)

Adultes Tier

Detecting Physiological Responses from Sensory Neurons in Drosophila

Source: Shankar, S., et al. <a href="https://app.jove.com/v/53392">Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates a method for detecting sensory neuron responses in Drosophila using ligand binding and fluorescence imaging. Ligands bind to neuron receptors, causing calcium influx. The calcium binds to indicator complexes, leading to fluorescence emission, which confirms the neuronal response to the ligand.

Detektion physiologischer Reaktionen von sensorischen Neuronen in Drosophila

1. Sample Preparation

	Cross the Gal4 driver line to UAS-GCaMP5G Drosophila melanogaster flies (w;P{20XUAS-IVS-GCaMP5G}attP40). Allow the cross to grow ...

Mess physiologischen Reaktionen von

Zusammenfassung

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