Name: murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury
Uploaded: 2016-05-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury at JoVE.com

ロシア科学財団によってサポートされていたこの作品は、無許可します。 14-50-00060およびLLC RUSCHEMBIO。この作品は、また、（CJ）は294083（AVTへ）、およびNIH助成金RO1 DK47700によって付与アメリカのCrohn`sと大腸炎財団によってサポートされていました。

動物研究は、健康ガイドラインの国立研究所に従って行われ、動物実験によって承認されたとトルドー研究所の委員会を使用しています。 8-12週齢のC57BL / 6マウスを研究に使用しました。 外科1.準備<ol><li>準備と手術器具を滅菌します。 </li><li>ノーズコーン、および加熱パッドでイソフルランベースの麻酔システムを準備します。加熱されたパッドが（&lt;39ºC）を過熱されていないことを確認してください。 </li><li>イソフルランガス掃気キャニスターがブロックされたり、任意の方法で閉塞されていないキャニスターの底部に排気口を確保するために正しく配置されていることを確認してください。キャニスター上の手続きや書類の重量の前に掃気キャニスターを計量。キャニスターの重量が累積重量（〜12時間）の50グラムを超えたときにキャニスターを捨てます。 </li></ol> 2.麻酔<ol><li>誘導室中の3％イソフルランでマウスを麻酔（1 L /分O 2）。 <ol><li>意図的な随意運動、瞬目反射の消失、筋弛緩、および反射刺激（事務所の圧力でつま先や尾ピンチ）に対する応答の損失の直立し、損失を維持することができないことによって麻酔深度を評価します。 </li><li>胸壁と腹部の動きを観察することによって、呼吸速度およびパターンを評価します。最適な麻酔下、呼吸数は、毎分〜55-65呼吸でなければなりません。 </li><li>誘導チャンバーからマウスを外し、すぐにマウスの腹部領域を剃ります。 </li></ol></li><li>角膜の乾燥を防ぐために、目に当たり障りのない眼軟膏を配置します。 </li><li>加熱されたパッドの上にマウスを置き、麻酔システムにノーズコーンを介して接続します。ラテックスノーズコーンの膜がしっかりとマウスの頭の上にフィットし、イソフルランのない漏れがないことを確認してください。 </li><li> 1.5パーセントにイソフルラン率を低下させ、ブプレノルフィン（0.1ミリグラム/キログラム）と痛み-カスケードのワインドアップを防止するために、ケタミン（10mg / kgの）皮下注射します。 </li><li>目を拭きベタジン外科的な解決策を染み込ませた滅菌綿棒で操作エリアのEの皮膚を70％エタノールに続きます。 </li></ol> 3.手術<ol><li>オペレーティングハサミで正中線3〜5センチメートル開腹術を行います。生理食塩水で湿らせた無菌の非接着パッドで操作エリアをカバーしています。盲腸および回腸を分離し、食塩水で湿らせた綿棒を使用して、上腸間膜動脈を露出させます。 </li><li>適用するクリップを容易にするために、優しくドレッシング鉗子で腸を高め、目的のクリップ位置（ 図で上腸間膜動脈の両側に腸間膜をカットし、微細なアイリスを使用して、上腸間膜動脈の周囲の腸間膜の小さなニックはこれを行うscissors.To作ります1A）。その後、クリップを適用する前に、目的のクリップ位置の領域に滅菌生理食塩水を数滴を追加します。 注：偽手術を実行するには、3.2のステップに外科手術をフォローアップ。クリップを適用しないでください。その代わりに、追加された暖かいsが湿った組織を維持1時間3.6で説明したようにアリーン。その後、4.1に進み、 </li><li>盲腸（ 図1B）に隣接した虚血性回腸5-7センチの領域を作成するために、クリップアプライヤーを使用して、微小血管クリップ（70グラム力）と上腸間膜動脈の一次枝を閉塞します。血管の位置は保守的ではあるが、（ 図1上の例を参照）マウスとの間にわずかな変動があるかもしれません。したがって、2または3クリップが通常必要とされている（ 図1A、D、E、黒矢印上のクリップの位置を参照）。 注意：高品質の容器クリップを使用してください。高圧クリップは、血管を損傷し、完全に血液の流れを遮断しないことがあり、低圧クリップ（&lt;30グラム）に対し、再生を防ぐことができます。 </li><li>虚血性腸の領域（ 図1）マーキングを解除、船舶全体で2微小血管クリップを用いて腸（40グラムの力）を介して側副血流を遮断します。側副血管の閉塞をすることが要求されます隣接する血管から血液供給を防止する（ 図1A、D、E、緑の矢印上のクリップの位置を参照）。 </li><li>オプション：血液凝固を防止するためにヘパリン溶液（6 USP単位/ ml）を、追加します。滴下は、単離された腸にヘパリン溶液の0.5ミリリットルを追加します。 </li><li>生理食塩水で湿った無菌の非接着パッド繊細なワイプは、37℃にあらかじめ温め、手術領域に適用されます。ワイプは、全手順の間に濡れたままであることを確認してください。 </li><li>全体で1から1.5パーセントイソフルラン麻酔を使用して、60分間の虚血を維持します。虚血手順が正しく実行されている場合は、虚血領域は、約30分間で色がワインレッドに変わります。成功した閉塞を示す虚血（ 図1、右パネル）の間に拡大されたクリップの位置から遠位その血管に注意してください。 </li><li>密接に虚血段階でマウスを監視します。手術部位をカバーする非接着パッドに食塩水を適用し続けます。 </li><li>マーク組織にGill`s 3ヘマトキシリン20μlのをピペットにより虚血領域のエッジが（ 図1E、右パネル）を比較のために同じマウスからの虚血組織と隣接する健康な組織を採取容易にします。 </li></ol> 4.再灌流ステー​​ジ<ol><li>虚血の終わりにクリップ領域に生理食塩水を数滴を追加し、静かにクリップアプライヤーで微小血管クリップを削除します。そして、静かに生理食塩水湿らせた綿のヒントを使用して戻って腹腔への腸を押してください。非接着パッドを取り外し、9ミリメートルのステンレス鋼創傷クリップを使用して腹壁と皮膚を閉じます。再灌流を3時間よりも長く実行された場合は、皮膚に創傷クリップを適用する前に、腹壁を閉じるには、吸収性ビクリル縫合糸を使用しています。 </li><li>再灌流相の所望の時間（30分、60分、120分、または180分）のために加熱された清潔なケージにマウスを維持します。 </li><li>動物に安定性を確保するために、少なくとも30分ごとに確認してください。 </li></ol><pクラス= &quot;jove_title&quot;&gt; 5。剖検および小腸の収穫<ol><li>再灌流後所望の時間に頸椎脱臼に続いてCO 2過剰投与によりマウスを安楽死させます。 </li><li>腹腔を開き、さらなる分析のために、虚血性腸組織を収集します。傷害に任意の全身反応のためのアカウントへの内部コントロールとして、傷害を受けた組織に隣接ハーベスト健康で正常な組織。 注：このコントロールは、偽手術マウスは、IR誘導性の損傷に対する全身反応を受けないため、偽の対照マウスを操作するよりも、より適切です。 </li><li>生理食塩水で満たされ、その後、縦方向に腸を切っ添付胃管栄養針を30ミリリットルの注射器を使用して、腸の内容物を洗浄します。腸のサンプルを遺伝子発現分析に必要とされる場合は、縦方向に1.5ミリメートルの断片を切断し、組織学的分析のために残りの部分を使用します。 </li><li>組織学的分析のために、INTESTをロールピンセットを使ってロールケーキを準備INE。 </li><li>ロール状を維持するために、組織カセット（ 図2）に生検フォームパッド間の腸のピースを置きます。 10％緩衝ホルマリン中にカセットを置きます。 </li><li>少なくとも24時間ホルマリンで組織を修正しました。さらに24時間、70％エタノールでホルマリンを交換してください。室温で無期限の70％エタノールに保管組織。 </li><li>パラフィンに埋め込 ​​み、5μmの切片を切断し、ヘマトキシリンおよびエオシンは、標準的なプロトコル（図3）を用いて染色。 </li></ol> 6.得点<ol><li> 表2にまとめたように、マウス虚血-再灌流傷害のスコア。適切な採点方法を選択します。 </li><li>オプション：損傷の重症度は、セクション全体で変化するため、4つのセクションに視野を分割します。 </li><li>盲目的に得られたスコアから各セクションの平均等級を計算します。 </li><li>例と対照との間だけでなく、目に損傷組織のグレードを比較eはダンの多重比較検定に続いてクラスカル・ウォリステストを、使用して組織を無傷。 </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

腸IR傷害のマウスモデルの開発は非常に組織損傷のメカニズムの理解を改善し、組織損傷7,9,11,34を最小限にするために潜在的な治療戦略の開発を支援しています。このプロトコルの重要なステップは、微小血管クリップの適切な位置決め、IR傷害の虚血と適切な組織学的評価の正しいタイミングです。 虚血の持続時間は、その後の上皮傷害のために重要です。実?...

腸は、虚血及び上皮損傷の原因となる血流の遮断に非常に敏感です。虚血後再灌流は、組織の再酸素化を提供し、さらに病状を促進することができます。したがって、腸管虚血および再灌流傷害は、壊死性腸炎、小腸移植における同種移植片拒絶反応、腹部大動脈瘤手術、心肺バイパス、および炎症性腸疾患1,2の合併症を含む病態の広範な、関連付けられています。腸IR傷害、特に急性腸間膜虚血は、罹患率および死亡率3で ​​得られた生命を脅かす状態です。 十分に理解するが、腸の虚血再灌流（IR）傷害は、腸内微生物叢ならびに活性酸素種と、炎症性サイトカインおよびケモカイン1,4-6の生産における変化と関連すると考えられています。これは、両方の活性化につながりますネイト炎症および組織損傷の1,7,8を促進適応免疫機構。 彼らは簡単にgain-と機能喪失の遺伝的実験を可能にするように動物モデルは、IR傷害のメカニズムを理解するために重要です。 IRのいくつかの動物モデルは、完全な血管閉塞、低流量虚血を含むが開発、および（最近の包括的なレビュー9にまとめた）血管閉塞をセグメント化されています。上腸間膜動脈（SMA）の完全な血管閉塞によって引き起こされる腸管虚血は、大型動物やげっ歯類9-11のIRの簡単で一般的に使用されるモデルです。しかし、腸の異なる領域は、損傷に対して異なる感受性を持っています。また、麻酔薬、鎮痛薬、動脈閉塞技術、ならびに傷害の可変度における虚血性損傷と回復結果の期間における矛盾の多様な範囲は、複数のstudie全体のIRの生物学の我々の理解を混乱させるsである。 表1は、ネズミのIR研究におけるこれらの不整合を示しています。短い虚血時間（30-45分）を使用してからの最大の欠点は、症例と対照の間に識別可能な差異が観察できる時に回復のウィンドウをターゲットにしています。上皮の軽度の損傷は、再灌流後の時間を解決することができるので、専門の病理学的指標は、上皮反発の違いを見つけることが必要になることがあります。対照的に、過度の損傷は、虚血性傷害の100分から見た死亡率、および回復時間を増大させる、復元がもはや不可能である上皮の完全denudementもたらし得ます。そこで、ここでは私たちのフィールド全体でこの技術の標準化を促進するために死亡することなく、再現性の傷害をもたらすマウスにおける腸IRの詳細な手順を説明します。腸IR傷害のこのモデルは、損傷および再生の細胞および分子メカニズムを研究するために利用することができます。

<table><tbody><tr><td>Heated Pad</td><td>Sunbeam</td><td>E12107-819</td><td>Alternative: Braintree Scientific heated pad</td></tr><tr><td>Table top research anesthesia Machine</td><td>Vasco</td><td>UCAP 0001-0000171</td><td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td></tr><tr><td>Nose Cone</td><td>Parkland Scientific</td><td>ARES500</td><td></td></tr><tr><td>Scavenger canister and replacement cartridge</td><td>Parkland Scientific</td><td>80000, 80120</td><td></td></tr><tr><td>Induction Chamber</td><td>Surgivet</td><td>V711802</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-10</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Animal clipper&amp;nbsp;</td><td>Oster&amp;nbsp;</td><td>Oster Golden A5 078005-050-003</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>Webster</td><td>8804604</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>McKesson</td><td>562766</td><td>Controlled substance,contact IACUC</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamine HCl)</td><td>Pfizer</td><td>NADA 45-290</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Cotton tips</td><td>Puritan medical products</td><td>806-WC</td><td>Autoclave before use</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-17</td><td>10% Povidone-Iodine</td></tr><tr><td>Sterile saline solution</td><td>Aspen</td><td>46066-807-60</td><td>Adjust to room temperature before use</td></tr><tr><td>IR rodent thermometer</td><td>BIOSEB</td><td>BIO-IRB153</td><td></td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 70 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS5424, RS5435</td><td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 40 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS6472</td><td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td></tr><tr><td>Clip applying forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14189</td><td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&amp;nbsp; #RS-5440</td></tr><tr><td>Gill&#039;s 3 hematoxylin</td><td>Thermo Scientific</td><td>14-390-17</td><td></td></tr><tr><td>Surgical staples, Reflex 9 mm</td><td>Cell Point Scientific</td><td>201-1000</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip applier</td><td>Beckton Dickinson</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Byopsy foam pad</td><td>Simport</td><td>M476-1</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassette</td><td>Fisher Healthcare</td><td>15182701A</td><td>Histosette II combination lid and base</td></tr><tr><td>10% buffered formalin</td><td>Fisher Scientific</td><td>245-684</td><td></td></tr><tr><td>Surgical iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263-G SC</td><td>Alternative: Roboz RS6816</td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501219-G</td><td>Alternative: Roboz RS6814</td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-5228, RS-8122</td><td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td></tr><tr><td>Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50 mg</td><td>Sigma</td><td>2106</td><td></td></tr><tr><td>Reflex wound clip removing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-9263</td><td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td></tr><tr><td>Mice C57BL/6J mice&amp;nbsp;</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Stock No 0664</td><td></td></tr><tr><td>Telfa non-adherent dressings, 3 x 4, sterile</td><td>Coviden</td><td>1050</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand transfer pipets</td><td>Fischer Scientific</td><td>13-711-5AM</td><td>Use pipets to dropwise add saline</td></tr></tbody></table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

腸管虚血は、アテローム性動脈硬化症、血栓症、低血圧、壊死性腸炎、腸移植、外傷および慢性炎症などの臨床症状の広い範囲に関連した生命を脅かす状態です。腸管虚血再灌流（IR）傷害は、腸の損傷をもたらす、腸間膜血管を介して不十分な血流によって引き起こされる、急性腸間膜虚血の結果です。再灌流後の虚血は、さらに腸の損傷を悪化させることができます。 IR損傷のメカニズムは複雑であり、十分に理解されています。したがって、実験小動物モデルは、IR傷害の病態生理学及び新規治療法の開発を理解するために重要です。 ここでは、死亡することなく、小腸の再現可能な損傷を与える急性腸IR傷害のマウスモデルを記述しています。これは、時間的にオクルディンによって回腸遠位部の領域における虚血を誘導することによって達成されます。グラム微小血管クリップを使用して、60分間の上腸間膜動脈の末梢と端末側副枝。 1時間の再灌流、または組織学的分析によって調べ腸の再現可能な損傷で傷害の結果の後に2時間。微小血管クリップの適切な位置は、手続きのために重要です。したがって、ビデオクリップは、この技術の詳細な視覚的なステップバイステップの説明を提供します。腸IR傷害のこのモデルは、損傷および再生の細胞および分子メカニズムを研究するために利用することができます。

我々は、マウスにおける回腸の再現性のIR誘導性の傷害を得るために、IR手術の実験プロトコルを最適化しました。代表的な結果は、このセクションで実証されています。 図1は、回腸の虚血を誘導するために、微小血管クリップ位置の例を示しています。黒の矢印は、上腸間膜動脈の一次枝を閉塞メインクリ...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury at JoVE.com

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

腸管虚血 - 再灌流傷害のマウスモデル

ここでは、フィールド全体でこの技術の標準化を促進するために死亡することなく、再現性の傷害をもたらすマウスにおける腸管虚血再灌流の詳細な手順を説明します。腸管虚血再灌流障害のこのモデルは、損傷および再生の細胞および分子メカニズムを研究するために利用することができます。

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

murine-model-of-intestinal-ischemia-reperfusion-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K ビュー.  Trudeau Institute. ここでは、フィールド全体でこの技術の標準化を促進するために死亡することなく、再現性の傷害をもたらすマウスにおける腸管虚血再灌流の詳細な手順を説明します。腸管虚血再灌流障害のこのモデルは、損傷および再生の細胞および分子メカニズムを研究するために利用することができます。 

ビデオ: Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

心筋虚血再灌流障害のマウスクローズド胸モデル

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

医学

Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce multiple tissue and organ damage. Despite recent advances and therapeutic approaches, the overall morbidity has remained unsatisfactory especially in patients with underlying parenchymal abnormalities. In the context of aggressive cancer growth and metastasis, surgical I/R is suspected to be the promoter regulating tumor recurrence. This article aims to describe a clinically relevant murine model of liver I/R and colorectal liver metastasis. In doing so, we aim to assist other investigators in establishing and perfecting this model for their routine research practice to better understand the effects of liver I/R on promoting liver metastases.

We describe in detail a clinically relevant colorectal cancer liver metastases (CRLM) tumor model and the influence of liver ischemia reperfusion (I/R) in tumor growth and metastasis. This model can help to better understand the mechanisms underlying surgery-induced promotion of liver metastatic growth.

虚血多灌流損傷の設定における転移性肝腫瘍のマウスモデル

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce ...

がん研究

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Intestinal Stem Cell Isolation and Culture in a Porcine Model of Segmental Small Intestinal Ischemia

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ischemia, when the blood supply and therefore oxygen is decreased to the intestine. This leads to intestinal barrier loss and damage to the underlying tissue. Intestinal stem cells reside at the base of the crypts of Lieberk&#252;hn and are responsible for intestinal renewal during homeostasis and following injury. Ex vivo cell culture techniques have allowed for the successful study of epithelial stem cell interactions by establishing culture conditions that support the growth of three-dimensional epithelial organ-like systems (termed "enteroids" and "colonoids" from the small and large intestine, respectively). These enteroids are composed of crypt and villus-like domains and mature to contain all of the cell types found within the epithelium. Historically, murine models have been utilized to study intestinal injury. However, a porcine model offers several advantages including similarity of size as well as gastrointestinal anatomy and physiology to that of humans. By utilizing a porcine model, we establish a protocol in which segmental loops of intestinal ischemia can be created within a single animal, enabling the study of differing time points of ischemic injury and repair in vivo. Additionally, we describe a method to isolate and culture the intestinal stem cells from the ischemic loops of intestine, allowing for the continued study of epithelial repair, modulated by stem cells, ex vivo.

This protocol will enable readers to successfully establish a porcine model of segmental intestinal ischemia and subsequently isolate and culture intestinal stem cells for the study of epithelial repair following injury.

腸幹細胞の隔離とブタモデル分節小さな腸管虚血の文化

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

2 血管閉塞マウス脳虚血・再灌流モデル

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

片側性腎虚血再灌流傷害の有効マウスモデル

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, such as gastric dilatation volvulus (GDV), mesenteric torsion, and colic, are observed in animals such as dogs and horses. An initial interruption of blood flow causes tissues to become ischemic. Although necessary to salvage viable tissue, subsequent reperfusion can induce further injury. The main mechanism responsible for IRI is free radical formation upon reperfusion and reintroduction of oxygen into damaged tissue, but there are many other components involved. The resulting local and systemic effects often impart a poor prognosis. 
Intestinal IRI has been the subject of extensive research over the past 50 years. An in vivo rodent model in which the base of the superior mesenteric artery (SMA) is temporarily ligated is currently the most common method used to study intestinal IRI. Here, we describe a model of intestinal IRI utilizing isoflurane anesthesia in 21% O2 medical air that yields reproducible injury, as demonstrated by consistent histopathology of the small intestines. Tissue injury was also assessed in the colon, liver, and kidneys.

We describe how to generate a widely used surgical model of intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) in rodents. The procedure involves occlusion of the superior mesenteric artery followed by the restoration of blood flow. This model is useful for studies investigating occlusive causes of intestinal IRI in both veterinary and human medicine.

上腸間膜動脈閉塞による腸虚血再灌流傷害のげっ歯類モデル

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, ...

肺虚血再灌流障害の研究のためのマウスモデル

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

著者スポットライト:肺移植に対する虚血再灌流の影響に関する洞察

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.

腸管虚血 - 再灌流傷害のマウスモデル

要約

さらに動画を探す

この動画の章

心筋虚血再灌流障害のマウスクローズド胸モデル

虚血多灌流損傷の設定における転移性肝腫瘍のマウスモデル

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

腸幹細胞の隔離とブタモデル分節小さな腸管虚血の文化

2 血管閉塞マウス脳虚血・再灌流モデル

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

片側性腎虚血再灌流傷害の有効マウスモデル

マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

上腸間膜動脈閉塞による腸虚血再灌流傷害のげっ歯類モデル

マウス左肺ヒラークランプモデル肺虚血再灌流損傷

腸管虚血 - 再灌流傷害のマウスモデル

要約

さらに動画を探す

この動画の章

心筋虚血再灌流障害のマウスクローズド胸モデル

虚血多灌流損傷の設定における転移性肝腫瘍のマウスモデル

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

腸幹細胞の隔離とブタモデル分節小さな腸管虚血の文化

2 血管閉塞マウス脳虚血・再灌流モデル

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

片側性腎虚血再灌流傷害の有効マウスモデル

マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

上腸間膜動脈閉塞による腸虚血再灌流傷害のげっ歯類モデル

マウス左肺ヒラークランプモデル 肺虚血再灌流損傷

マウス左肺ヒラークランプモデル肺虚血再灌流損傷