Este trabalho foi apoiado pelo russo Science Foundation, conceder nenhuma. 14-50-00060 e LLC RUSCHEMBIO. Este trabalho também foi apoiado pela Fundação de Crohn e Colite da América conceder 294083 (para AVT), e pelo NIH concessão RO1 DK47700 (para CJ).

Os estudos em animais foram realizados de acordo com o Instituto Nacional de Saúde e orientações foram aprovados pelo Institutional Animal Care and Use Committee da Trudeau Institute. 8-12 semanas de idade C57BL / 6 murganhos foram utilizados para o estudo. 1. Preparação para a cirurgia <ol><li> Preparar e esterilizar instrumentos cirúrgicos. </li><li> Prepare sistema de anestesia com base em isoflurano com cone do nariz, e uma almofada aquecida. Certifique-se de almofada aquecida não está superaquecido (&lt;39 ºC). </li><li> Certifique-se de que a eliminação de gás isofluorano recipiente é posicionado correctamente para garantir as portas de escape, na parte inferior do recipiente não estão bloqueadas ou oclusa em qualquer maneira. Pesar de gás eliminação canister antes do procedimento e peso documento sobre canister. Deite fora a embalagem quando o peso recipiente for superior a 50 g de peso acumulado (~ 12 horas). </li></ol> 2. Anestesia <ol><li> Anestesiar rato com 3% de isoflurano numa câmara de indução (1 L / minO 2). <ol><li> Avaliar a profundidade da anestesia por uma incapacidade de permanecer em pé, perda de movimento intencional voluntário, perda de reflexo de piscar, relaxamento muscular e perda de resposta ao reflexo de estimulação (dedo do pé ou pitada cauda com uma pressão firme). </li><li> Avaliar a frequência respiratória e padrão observando parede torácica e movimentos abdominais. Sob anestesia ideal, a taxa de respiração deve ser ~ 55-65 respirações por min. </li><li> Retirar do rato da câmara de indução e rapidamente raspar a área do abdômen do mouse. </li></ol></li><li> Para evitar a dessecação da córnea, colocar pomada oftálmica branda nos olhos. </li><li> Coloque o mouse sobre a almofada aquecida e conectá-lo via cone do nariz para o sistema de anestesia. Certifique-se de membrana cone do nariz do látex se encaixa firmemente sobre a cabeça do mouse e não há vazamento de isoflurano. </li><li> Reduzir a taxa de isoflurano a 1,5%, e injectar buprenorfina (0,1 mg / kg) e cetamina (10 mg / kg) por via subcutânea a evitar wind-up da dor-cascata. </li><li> limpe the a pele da área de operação, com uma mecha de algodão estéril embebido em solução cirúrgica Betadine seguido por 70% de etanol. </li></ol> 3. Cirurgia <ol><li> Faça uma linha de meados 3-5 cm laparotomia com uma tesoura de operação. área de atuação tampa com almofada anti-aderente estéril umedecido com solução salina. Isolar ceco e íleo e expor a artéria mesentérica superior utilizando zaragatoas de algodão humedecido em solução salina. </li><li> Para facilitar o clipe de aplicar, fazer pequenos cortes no mesentério em torno da artéria mesentérica superior usando iris finas scissors.To fazer isso, levante cuidadosamente o intestino com uma pinça de vestir e cortar mesentério em ambos os lados da artéria mesentérica superior na posição clipe desejado (Figura 1A). Em seguida, adicionar algumas gotas de solução salina estéril para a área do grampo posição desejada antes de aplicação de clipes. Nota: Para realizar a cirurgia sham, siga o procedimento cirúrgico até ao passo 3.2. Não aplicar clipes. Em vez disso, manter o tecido húmido por acrescentou s quenteAline como descrito em 3.6, durante 1 h. Depois, siga para o passo 4.1, </li><li> Ocluir as primeiras ramificações ordem da artéria mesentérica superior com clipes microvasculares (70 g) utilizando uma força de aplicador de pinças para criar uma região de 5-7 cm do íleo isquémica adjacente ao ceco (Figura 1B). Embora a posição dos vasos é conservadora, pode haver ligeiras variações entre ratos (ver exemplos na Figura 1). Portanto, 2 ou 3 clipes são geralmente necessária (ver a localização dos clipes na Figura 1A, D, E, setas pretas). Nota: Use grampos de navios de qualidade elevada. clipes de alta pressão pode danificar os vasos e impedir a regeneração enquanto clipes de baixa pressão (&lt;30 g) não pode bloquear completamente o fluxo sanguíneo. </li><li> Bloquear o fluxo de sangue colateral através do intestino utilizando dois clipes microvasculares através vasos (40 g vigor), demarcando a região do intestino isquêmico (Figura 1). Oclusão de vasos colaterais é necessária paraimpedir o fornecimento de sangue dos vasos sanguíneos adjacentes (ver a localização dos clipes na Figura 1A, D, E, setas verdes). </li><li> Opcional: Adicionar solução de heparina (6 USP unidades / ml), para impedir a coagulação do sangue. Gota a gota, adicionar 0,5 ml de solução de heparina para o intestino isolado. </li><li> Wet almofada anti-aderente delicados toalhetes estéreis com solução salina pré-aquecido a 37 ° C e aplicar à área cirúrgica. Certifique-se que toalhetes permanece molhada durante todo o procedimento. </li><li> Manter a isquemia durante 60 minutos utilizando 1-1,5% anestesia com isoflurano todo. Se procedimento de isquemia é realizado corretamente, a região isquêmica mudará para vinho de cor vermelha em aproximadamente 30 min. Note-se que os vasos sanguíneos distais para a posição de grampo são aumentados durante a isquemia (Figura 1, painéis direitos), indicando oclusão bem sucedida. </li><li> acompanhar de perto o mouse durante a fase de isquemia. Continuar a aplicar uma solução salina para a almofada não-aderente que cobre o local da cirurgia. </li><li> Marcaas margens da área isquémica através de pipetagem 20 ul de Gill`s 3 hematoxilina no tecido para facilitar a colheita do tecido isquémico e tecido saudável adjacente a partir do mesmo rato para comparação (Figura 1E, painel da direita). </li></ol> 4. A reperfusão Stage <ol><li> No final da isquemia adicionar algumas gotas de solução salina na zona do grampo e suavemente remover clipes microvasculares com aplicador de agrafo. Em seguida, empurre cuidadosamente o intestino volta para a cavidade abdominal com solução salina umedecido dicas de algodão. Remover almofada anti-aderente e fechar a parede abdominal e a pele usando 9 mm agrafos de aço inoxidável. Se reperfusão é realizado mais do que 3 horas, usar uma sutura Vicryl absorvível para fechar a parede abdominal antes de aplicação de clipes para feridas na pele. </li><li> Manter ratinhos em uma gaiola limpa aquecida para a quantidade desejada de tempo (30 min, 60 min, 120 min, ou 180 min) para a fase de reperfusão. </li><li> Verifique animais, pelo menos a cada 30 min para assegurar a estabilidade. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Necropsia e Colheita de Intestino Delgado <ol><li> Eutanásia ratos por overdose de CO2, seguido por deslocamento cervical no tempo desejado após a reperfusão. </li><li> Abra cavidade abdominal e recolher o tecido intestinal isquémica, para posterior análise. Colheita tecido normal saudável adjacente ao tecido lesionado como um controlo interno para a conta para qualquer reação sistêmica à lesão. Nota: Este controle é mais apropriado do que o falso operado camundongos de controle porque os ratos sujeitos a operação simulada não sejam objecto de uma reação sistêmica à lesão induzida pelo IR. </li><li> Lavar o conteúdo intestinal utilizando 30 ml seringa com agulha gavage anexo preenchido com solução salina e depois cortar o intestino longitudinalmente. Se é necessária uma amostra de intestino para análise da expressão do gene, um fragmento cortado longitudinalmente 1,5 milímetros, e utilizar a parte restante para análise histológica. </li><li> Para análise histológica, preparar um rocambole usando um par de fórceps para rolar a intestine. </li><li> Para manter a forma enrolada, colocar as peças de intestino entre almofadas de espuma de biópsia em cassetes de tecido (Figura 2). Coloque as cassetes em formalina a 10% tamponada. </li><li> Corrigir o tecido em formalina durante pelo menos 24 h. Substituir formalina com 70% de etanol durante mais 24 horas adicionais. tecido loja em etanol 70% indefinidamente à temperatura ambiente. </li><li> Incorporar-se em parafina, cortadas secções de 5 | iM e mancha com hematoxilina e eosina utilizando um protocolo padrão (Figura 3). </li></ol> 6. Scoring <ol><li> Pontuação da lesão de isquemia-reperfusão murino como resumido na Tabela 2. Escolha um método de pontuação apropriada. </li><li> Opcional: Dividir o campo de visão em quatro secções visto que a gravidade da lesão varia ao longo da secção. </li><li> Calcule a média das notas de cada seção da pontuação obtida cegamente. </li><li> Comparar o grau do tecido lesado entre casos e controle, bem como a the ilesa tecido utilizando um teste de Kruskal-Wallis, seguido do teste de comparações múltiplas de um Dunn. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

O desenvolvimento de modelos de rato de lesão IR intestinal têm melhorado muito a compreensão dos mecanismos de lesão tecidual e ajudado no desenvolvimento de potenciais estratégias terapêuticas para minimizar danos nos tecidos 7,9,11,34. Os passos críticos deste protocolo é o posicionamento adequado dos clipes microvasculares, timing correto da isquemia e histológica adequada avaliação da lesão IR. A duração da isquemia é crítico para a subsequente lesão do epit?...

O intestino é muito sensível à interrupção do fluxo sanguíneo que provoca isquemia e epitelial danos. A reperfusão após isquemia fornece a re-oxigenação do tecido, e pode promover ainda mais a patologia. Portanto, a lesão por isquemia e reperfusão intestinal está associada com uma vasta gama de patologias, incluindo enterocolite necrotizante, a rejeição de aloenxertos em transplantes do intestino delgado, complicações de cirurgia abdominal aórtica do aneurisma, bypass cardiopulmonar, e 1,2 inflamatória doença do intestino. Lesão intestinal IR, isquemia mesentérica especialmente grave, é uma doença potencialmente fatal, resultando em morbidade e mortalidade 3. Embora pouco compreendida, isquemia-reperfusão (IR) lesão é pensada para ser associada com mudanças na flora intestinal, bem como a produção de espécies de oxigénio reactivas e citocinas inflamatórias e quimiocinas 1,4-6. Isto leva a activação de ambos emNate e mecanismos imunes adaptativas que promovem a inflamação e lesão tecidual 1,7,8. Os modelos animais são fundamentais para a compreensão dos mecanismos de lesão IR, uma vez que permitem fácil gain- e perda de função experimentos genéticos. Vários modelos animais de IR foram desenvolvidos que incluem a oclusão vascular completa, isquemia baixo fluxo, e segmentado oclusão vascular (resumidos num recente revisão abrangente 9). A isquemia intestinal provocada por uma oclusão vascular completa da artéria mesentérica superior (SMA) é um modelo simples e utilizada de IR em grandes animais roedores e 9-11. No entanto, diferentes áreas do intestino ter susceptibilidade diferente a uma lesão. Além disso, a diversidade de anestésicos, analgésicos, as técnicas de oclusão da artéria, bem como inconsistência na duração das lesões de isquemia e recuperação resultado em graus variáveis ​​de lesão confundir o nosso entendimento da biologia do IR através de vários Studies. A Tabela 1 mostra estas inconsistências nos estudos IR murino. A maior desvantagem de usar o tempo de isquemia mais curtos (30-45 min) tem como alvo a janela de recuperação sobre a qual podem ser observadas diferenças discerníveis entre casos e controles. lesão leve para o epitélio pode ser resolvido de uma hora após a reperfusão, portanto especializada métricas patológicos pode ser necessário para encontrar diferenças de restituição epitelial. Em contraste, danos excessivos, como visto por 100 min de lesão isquémica pode resultar na denudement completa do epitélio, em que a restituição não é mais possível, aumentando a taxa de mortalidade, e o tempo de recuperação. Portanto, aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de IR intestinal em camundongos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o nosso campo. Este modelo de lesão intestinal de IR podem ser utilizados para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

<table><tbody><tr><td>Heated Pad</td><td>Sunbeam</td><td>E12107-819</td><td>Alternative: Braintree Scientific heated pad</td></tr><tr><td>Table top research anesthesia Machine</td><td>Vasco</td><td>UCAP 0001-0000171</td><td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td></tr><tr><td>Nose Cone</td><td>Parkland Scientific</td><td>ARES500</td><td></td></tr><tr><td>Scavenger canister and replacement cartridge</td><td>Parkland Scientific</td><td>80000, 80120</td><td></td></tr><tr><td>Induction Chamber</td><td>Surgivet</td><td>V711802</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-10</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Animal clipper&amp;nbsp;</td><td>Oster&amp;nbsp;</td><td>Oster Golden A5 078005-050-003</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>Webster</td><td>8804604</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>McKesson</td><td>562766</td><td>Controlled substance,contact IACUC</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamine HCl)</td><td>Pfizer</td><td>NADA 45-290</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Cotton tips</td><td>Puritan medical products</td><td>806-WC</td><td>Autoclave before use</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-17</td><td>10% Povidone-Iodine</td></tr><tr><td>Sterile saline solution</td><td>Aspen</td><td>46066-807-60</td><td>Adjust to room temperature before use</td></tr><tr><td>IR rodent thermometer</td><td>BIOSEB</td><td>BIO-IRB153</td><td></td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 70 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS5424, RS5435</td><td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 40 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS6472</td><td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td></tr><tr><td>Clip applying forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14189</td><td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&amp;nbsp; #RS-5440</td></tr><tr><td>Gill&#039;s 3 hematoxylin</td><td>Thermo Scientific</td><td>14-390-17</td><td></td></tr><tr><td>Surgical staples, Reflex 9 mm</td><td>Cell Point Scientific</td><td>201-1000</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip applier</td><td>Beckton Dickinson</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Byopsy foam pad</td><td>Simport</td><td>M476-1</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassette</td><td>Fisher Healthcare</td><td>15182701A</td><td>Histosette II combination lid and base</td></tr><tr><td>10% buffered formalin</td><td>Fisher Scientific</td><td>245-684</td><td></td></tr><tr><td>Surgical iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263-G SC</td><td>Alternative: Roboz RS6816</td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501219-G</td><td>Alternative: Roboz RS6814</td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-5228, RS-8122</td><td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td></tr><tr><td>Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50 mg</td><td>Sigma</td><td>2106</td><td></td></tr><tr><td>Reflex wound clip removing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-9263</td><td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td></tr><tr><td>Mice C57BL/6J mice&amp;nbsp;</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Stock No 0664</td><td></td></tr><tr><td>Telfa non-adherent dressings, 3 x 4, sterile</td><td>Coviden</td><td>1050</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand transfer pipets</td><td>Fischer Scientific</td><td>13-711-5AM</td><td>Use pipets to dropwise add saline</td></tr></tbody></table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

isquemia intestinal é uma condição de risco de vida associada com uma ampla gama de condições clínicas, incluindo a aterosclerose, trombose, hipotensão, enterocolite necrotizante, transplante do intestino, trauma e inflamação crónica. lesão isquemia-reperfusão (IR) é uma consequência da isquemia mesentérica aguda, causada por fluxo inadequado de sangue através dos vasos mesentéricos, resultando em danos intestinal. A reperfusão após isquemia pode agravar os danos do intestino. Os mecanismos de lesão IR são complexos e pouco conhecidos. Portanto, modelos animais experimentais pequenas são críticas para a compreensão da patofisiologia da lesão de IR e o desenvolvimento de novas terapias. Aqui nós descrevemos um modelo de rato de lesão IR intestinal aguda que fornece lesão reprodutível do intestino delgado sem mortalidade. Isto é conseguido através da indução de isquemia na região do íleo distai por temporalmente ocludinag ramos colaterais periféricos e terminais da artéria mesentérica superior por 60 min usando clipes microvasculares. A reperfusão durante 1 hora, ou 2 horas após a lesão em resultados lesão reprodutível do intestino examinado por análise histológica. posição apropriada dos clipes microvasculares é crítica para o processo. Por isso, o clipe de vídeo fornece uma descrição detalhada visuais passo-a-passo desta técnica. Este modelo de lesão intestinal de IR podem ser utilizados para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

Nós optimizada do protocolo experimental de cirurgia de IV para se obter lesão induzida IR reprodutível do íleo em ratos. Os resultados representativos são demonstradas nesta secção. A Figura 1 mostra exemplos de posição clips microvasculares para induzir isquemia do íleo. setas pretas mostram a posição dos principais clipes de oclusão primeiros ramos da ordem de artéria mesentérica superior. se...

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de isquemia e reperfusão em ratos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o campo. Este modelo de lesão por isquemia-reperfusão intestinal pode ser utilizada para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

murine-model-of-intestinal-ischemia-reperfusion-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K visualizações.  Trudeau Institute.  Aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de isquemia e reperfusão em ratos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o campo. Este modelo de lesão por isquemia-reperfusão intestinal pode ser utilizada para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração. 

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Medicina

Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce multiple tissue and organ damage. Despite recent advances and therapeutic approaches, the overall morbidity has remained unsatisfactory especially in patients with underlying parenchymal abnormalities. In the context of aggressive cancer growth and metastasis, surgical I/R is suspected to be the promoter regulating tumor recurrence. This article aims to describe a clinically relevant murine model of liver I/R and colorectal liver metastasis. In doing so, we aim to assist other investigators in establishing and perfecting this model for their routine research practice to better understand the effects of liver I/R on promoting liver metastases.

We describe in detail a clinically relevant colorectal cancer liver metastases (CRLM) tumor model and the influence of liver ischemia reperfusion (I/R) in tumor growth and metastasis. This model can help to better understand the mechanisms underlying surgery-induced promotion of liver metastatic growth.

Modelo murino de tumores hepáticos metastáticos no cenário de lesão de reperfusão de isquemia

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce ...

Pesquisa do câncer

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Intestinal Stem Cell Isolation and Culture in a Porcine Model of Segmental Small Intestinal Ischemia

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ischemia, when the blood supply and therefore oxygen is decreased to the intestine. This leads to intestinal barrier loss and damage to the underlying tissue. Intestinal stem cells reside at the base of the crypts of Lieberk&#252;hn and are responsible for intestinal renewal during homeostasis and following injury. Ex vivo cell culture techniques have allowed for the successful study of epithelial stem cell interactions by establishing culture conditions that support the growth of three-dimensional epithelial organ-like systems (termed "enteroids" and "colonoids" from the small and large intestine, respectively). These enteroids are composed of crypt and villus-like domains and mature to contain all of the cell types found within the epithelium. Historically, murine models have been utilized to study intestinal injury. However, a porcine model offers several advantages including similarity of size as well as gastrointestinal anatomy and physiology to that of humans. By utilizing a porcine model, we establish a protocol in which segmental loops of intestinal ischemia can be created within a single animal, enabling the study of differing time points of ischemic injury and repair in vivo. Additionally, we describe a method to isolate and culture the intestinal stem cells from the ischemic loops of intestine, allowing for the continued study of epithelial repair, modulated by stem cells, ex vivo.

This protocol will enable readers to successfully establish a porcine model of segmental intestinal ischemia and subsequently isolate and culture intestinal stem cells for the study of epithelial repair following injury.

Isolamento de células-tronco intestinal e cultura em um modelo suíno de isquemia Intestinal pequena segmentar

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

Modelo de Mouse de dois vasos oclusão de isquémia-reperfusão Cerebral

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Modelo de infarto do miocárdio murino usando ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Um modelo eficaz de rato de isquemia renal unilateral-reperfusão lesão

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Indução de Infarto do Miocárdio e Lesão de Isquemia-Reperfusão Miocárdica em Camundongos

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, such as gastric dilatation volvulus (GDV), mesenteric torsion, and colic, are observed in animals such as dogs and horses. An initial interruption of blood flow causes tissues to become ischemic. Although necessary to salvage viable tissue, subsequent reperfusion can induce further injury. The main mechanism responsible for IRI is free radical formation upon reperfusion and reintroduction of oxygen into damaged tissue, but there are many other components involved. The resulting local and systemic effects often impart a poor prognosis. 
Intestinal IRI has been the subject of extensive research over the past 50 years. An in vivo rodent model in which the base of the superior mesenteric artery (SMA) is temporarily ligated is currently the most common method used to study intestinal IRI. Here, we describe a model of intestinal IRI utilizing isoflurane anesthesia in 21% O2 medical air that yields reproducible injury, as demonstrated by consistent histopathology of the small intestines. Tissue injury was also assessed in the colon, liver, and kidneys.

We describe how to generate a widely used surgical model of intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) in rodents. The procedure involves occlusion of the superior mesenteric artery followed by the restoration of blood flow. This model is useful for studies investigating occlusive causes of intestinal IRI in both veterinary and human medicine.

Modelo de lesão de isquemia-reperfusão intestinal por roedores via oclusão da artéria mesentérica superior

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, ...

Modelo de camundongo para estudo de lesão de isquemia-reperfusão pulmonar

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

Autor em destaque: Insights sobre o efeito da reperfusão de isquemia no transplante de pulmão

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.