我々は図中のショウジョウバエのイラストのためポランサントスとダレンObbardに感謝します。図2a、マルセロ・ジェイコブス - ロレーナJHMRIの昆虫館の使用のために。この作品は、香港のAoE / B-07/99の大学補助金委員会（MCF）、ライフサイエンス研究財団のフェローシップ（HLT）によって支持され、NIHはNS096677、NS037402とNS083373（JMH）を付与しました。ホーラム唐は、生命科学研究財団のShurlとケイクルチ財団フェローです。

CaspaseTrackerのハエの調製<ol><li> CaspaseTracker（DQVD）は実験のために飛ぶ準備するには、このクロスを行います。UBI-CaspaseTrackerは G-TRACE X（UAS-RFP; UAS-FLPを、ユービーアイ&gt;停止&gt; GFP-NLS）、7-10処女女性（または男性）を転送することにより、一緒に男性（または女性）の数が同じでユビキチンプロモーター35によって駆動されるカスパーゼのバイオセンサー基板mCD8-DIAP1-GAL4 G-のホモ接合組み合わせの致死性を回避するために、第2染色体CYOバランサを持つG-TRACEのハエを、運ぶハエTRACE（UAS-RFP、UAS-FLP、およびユービーアイ&gt;停止&gt; GFP-NLS）34。場所は、タンパク質源として新鮮な酵母ペーストで生鮮食品のバイアルに飛びます。 </li><li> 5〜7日（最大2週間）のために18℃でファイルをインキュベートし、新しい子孫で混雑を避けるために、新たな繁殖バイアルを設定するためにバイアルから親ハエを削除します。 </li><li>子孫が孵化するハエまで18℃でインキュベーションを続けます。非CYOを選択し、[非CCaspaseTrackerとG-TRACE要素35のためのトランスジェニックでurly翼] CaspaseTrackerの正しい遺伝子型の子孫、。 </li><li>同時に、制御親の非トランスジェニックw118ハエおよびカスパーゼ非感受性を生成する（DQVA）は、特定のCaspaseTrackerのRFPとGFP蛍光を確認するために、並行して飛びます。 </li><li>プライマーを用いてCaspaseTrackerでファイルを確認するために、PCR遺伝子型解析を実行します。5&#39;-TCCCCCGGGCTGCAGGAATTC、3&#39;-TGGAATTGGGGTACGTCTAGA、3897 bpの産物を生産します。 G-トレース遺伝子座の遺伝子型を決定するために、GFPについては、以下のプライマー（474 bp）を使用し、5&#39;-CAC GAC TTC TTC AAG TCC GCC ATG CCC G、3&#39;-CTT GTA CAG CTC GTC CAT GCC GAG AGT GAT C; RFP（258 bp）のために、5&#39;-GGC TGC TTC ATC TAC AAG GTG AAG TTC ATC GG、3&#39;-GAT GTC CAG CTT GGA GTC CAC GTA GTA GTA GC。そして、Flpase（655 bp）の、5&#39;- CCACCTAAGGTGCTTGTTCGTCAGTTTGTGG、3&#39;-GCC TAC TAA CGC TTG TCT TTG TCT CTG TCA C. pUWRベクター中の遺伝子型判定のGal4（554 bp）の、5&#39;-GAA GCA CAC CTT CGC ATCのGCTについてCAGTCA CGC、3&#39;-TGG AAT TGG GGT ACGのTCT AGA。 </li></ol> 2.組織調製、染色および取り付け<ol><li>フライ解離のため、水に溶解し、1％ウシ血清アルブミン（BSA）を用いてプラスチックピペットチップや遠心管、コートチップ及びチューブに粘着切開組織を防止します。 </li><li>ピンセットを用いてシリコーンクッション上のハエを解剖。 <ol><li>組織切開を行う際に、ハード面に鉗子の先端の損傷を防ぐため、シリコン表面に解剖を行います。シリコーン解剖プレートを作製するため、製造業者の説明書（物質一覧）に従って市販のキットには、シリコンを溶かします。シリコンを溶融した後、直径60mmの組織培養皿に3〜4 mLを加え。シリコン皿を再利用することができます。 </li><li> CO 2でハエを麻酔し、冷PBS 1mLでシリコーンプレートに移します。ブローガンを使用してフライを含むバイアルにCO 2を導入し 、その後、麻酔フライトンを転送CO 2供給を持っているOAパッド。 </li><li>頭部と前腸との間の接続を損傷することなく、カバー体からフライヘッドを切断する反対方向に胸郭を引っ張ってフライヘッドを保持するピンセット、鉗子の第二の対を使用してください。 </li><li>胸部から翼と脚を除去するために、鉗子の2ペアを使用してください。 </li><li>前腸と中腸の間の接続を損傷することなく、再び胸部からそれを分離するために腹部を引っ張って胸部、および鉗子の別のペアを保持するためにピンセットを使用してください。 </li><li>以前に示されているように、脳、腸、マルピーギ細管および卵巣などの内臓を解剖。39-41 </li><li>これらの組織は強い自家蛍光を生成するようにピンセットでキューティクルのすべての部分と脂肪体を除去します。忍耐と実践が示すように、完全な臓器システムを準備する必要があります。 </li></ol></li><li> 1.5 mL遠心管に解剖した組織を移し、組織ののwiを修正組織における漂白RFPおよびGFPを回避するために、暗所で回転させながら20〜30分間室温でPBS中の4％パラホルムアルデヒド（リン酸緩衝生理食塩水）の第0.5 mLです。その後の染色結果を損なう可能性が長期の固定を避けます。 </li><li>穏やかなピペッティングによりパラホルムアルデヒドを外し、室温で0.5 mLのPBST（PBS + 0.1％トリトンX-100）で3回洗浄します。 </li><li>穏やかに振盪しながら4℃で一晩0.5 mLのPBSTで組織を透過性。短いインキュベーションは不完全透過性と妥協染色結果を引き起こす可能性があります。 <ol><li>それはバックグラウンド染色を低減する必要がある場合は、代わりにPBSを、1％BSAを用いて0.5mLのPBST中で組織をインキュベート考えます。 </li></ol></li><li> 0.5 mLのPBSTで組織を3回洗浄。 </li><li> 、核および繊維状アクチン（F-アクチン）の染色を10μg/ mLのヘキストの33342ブルー核染料と0.3μMアレクサフルオロ633ファロイジンFアクチン染色で0.5 mLのPBSTを適用し、RTワットで1時間組織と同時にインキュベートするには暗闇の中で穏やかに回転さi番目。これは、バックグラウンドを増加させるように長時間の染色を避けてください。 <ol><li>で一晩抗カスパーゼ3の200希釈：抗ELAV抗体のまたは1と100希釈：免疫染色のために、4°C、1と汚れで一晩0.5 mLのPBS中の0.1％トリトンX-100を有する組織を固定し、透過処理インキュベート4°C（300μL）。 100、室温で1~3時間インキュベートする：対応する二次抗体によってフォロー1に希釈しました。特定の抗体については、物質一覧を参照してください。 </li></ol></li><li>穏やかに回転と0.5 mLのPBSTで5分間それぞれ、組織を3回洗浄します。 </li><li>ピペットで、すべてのPBSTを削除してから、完全に一晩、室温で1〜3時間、または4°Cのための組織をカバーするために（資料を参照）200μL抗漂白剤封入剤を追加します。完全に封入剤を吸収した最適な組織をチューブの底に沈んでしまいます。 </li><li>水または70％エタノールでガラススライドを事前にきれいにし、グラスに封入剤を有する組織を転送sのスライド。 </li><li>組織の上にガラスカバースリップを慎重に配置します。過によって組織を壊さないようにスライドガラスとカバーガラスにワセリンを適用します。ティッシュペーパーで余分な封入剤を削除します。 </li><li>組織から取り付け薬剤の漏れを避けるために、すべてのカバースリップの縁に沿ってマニキュアを適用することにより、カバースリップをシール。 </li></ol> 3.共焦点顕微鏡<ol><li>倒立共焦点落射蛍光顕微鏡を使用してください。しかしながら、直立顕微鏡を使用することもできます。タイルを用いた画像組織に起因部品の熱膨張及び収縮にフォーカスし、xy平面のシフトのドリフトを避けるために、安定した室温を維持します。環境制御システムとドリフト補償システムフォーカスによる顕微鏡システムの熱平衡の喪失に、この問題を回避するのに役立ちます。 </li><li>顕微鏡のステージ上にスライドを置きます。低解像度（125×125ピクセル）ANを使用して、いくつかのテスト画像を撮影関心領域（ROI）の全領域をカバーするのに必要なタイルの適切な数を決定するDは</li><li>スキャン解像度などの500×500画素の画像をキャプチャするために、顕微鏡走査システムを設定します。画像（タイル）のそれぞれは、すべての側面に20％重なるように、このような20X NA 0.8またはカバーガラスを介して組織を分析するための63X NA 1.4プランアポクロマート対物レンズとして対物レンズを選択します。 </li><li>長波長の光が下の写真漂白の原因として、励起波長を最短する最長からイメージシーケンスを設定します。励起波長を最短にする最長の配列は：（ⅰ）ファロイジンFアクチンのために、活性化カスパーゼに対する抗体のための633nmで、RFPのための（ii）の561 nmで、GFPのための（iii）の488nmで、および（iv）405 nmのためのヘキスト核染色。 </li><li>撮像中に、組織の高品質画像を得るために、レーザ強度を減少させることによって光退色を避けるために、画像形成プロセス中、蛍光レーザー励起への細胞の曝露を最小限に抑えます。 </li><li>私の後メイジは、顕微鏡ソフトウェアを用いて画像をマージし、収集されます。 </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ここでは、建設、健康な組織で広く基礎カスパーゼ活性の検出を容易CaspaseTrackerの内部動作を説明します。 生体内で非アポトーシスカスパーゼ活性を検出するための重要なステップは次のとおりです：1）2）適切なコントロールとカスパーゼ特異的レポーターの機能を検証すること、3）解剖の技術を練習する大人のショウジョウバエのすべての内部器官系を観察するために、バ?...

カスパーゼは、キーアスパラギン残基の後に多くの細胞内のタンパク質を切断することにより、アポトーシス細胞死を仲介するシステインプロテアーゼです。例えば、イニシエーターカスパーゼは、エフェクターカスパーゼ、活性化するDNAヌクレアーゼ、切断する細胞骨格成分を活性化し、急速に細胞を分解し、細胞の死骸の処分隣接細胞によってそれらの認識と貪食を刺激するために、細胞膜の脂質組成を変化させる。1-4それが推定されます細胞数十億は、ヒトの体内で一日あたり死亡し、アポトーシスが化学療法誘発性腫瘍細胞死の重要なメカニズムである。5カスパーゼの異なるセットは、先天性免疫を刺激する別個の非アポトーシス過程による細胞死を引き起こす可能性があります。6ので、カスパーゼ上のほとんどの研究は、それらのプロ死の機能に焦点を当てています。 興味深いことに、フィールドの初期の証拠は、細胞死を促進する責任同じカスパーゼは、非死Fを有していることを明らかにしましたunctions。先駆的な研究では、カスパーゼは、胚形成の間の細胞の増殖および遊走の調節を含む正常細胞における多様な細胞機能に関与していることが示されている。7-9カスパーゼが代替ネクロトーシス細胞死経路を遮断するため、 ショウジョウバエ 10,11に精子細胞を個別に必要とされますマウス12,13で、およびマイクロRNAの処理のためにCでエレガンス 。おそらく最長寿命の細胞、ニューロン、カスパーゼおよび他のアポトーシス機構は、シナプス終末を剪定することによって神経活動の調節に学習や記憶のための他のシナプスを強化することが不可欠であると考えられてプロセスを関与している。16で14,15 18カスパーゼは、全細胞死なしで小さな神経突起のミニアポトーシスのタイプによってシナプス刈り込みを容易にすることが可能である。19しかし、カスパーゼはアポトーシスのようなイベントとは無関係の代替機能を有していてもよい。20,21二重の役割生と死でsがカスパーゼに固有のものではありません。 BCL-2ファミリータンパク質とシトクロムcは、健康な細胞における細胞エネルギー論における役割を持っているだけでなく、細胞ストレスの多くの種類によって活性化されるコアアポトーシス経路の一部である。22-25証明されていないが、進化は日がリンクされていることを論理的なようです不適当または望ましくない細胞のタイムリーな除去を確実にするために、同じ分子内の死ジョブに-jobs。 現在のところ、非アポトーシスカスパーゼ活性の分子メカニズムは理解されていない、および胚発生中および成体組織における非アポトーシスカスパーゼ活性の程度もまた知られていません。大きな課題は、カスパーゼの死の仕事から一日の仕事を区別するのが困難なことです。カスパーゼ活性は、タンパク質分解カスケードによって増幅された場合、アポトーシスおよびpyroptosisとは対照的に、カスパーゼの日の仕事は、多くの利用可能なTECHNによる検出以下おそらく、酵素活性の非常に低いレベルで発生することが予想されますologies。 ここで提示作業の前に、他のものは、異なる目的のためにカスパーゼバイオセンサの様々な開発しました。 SCATバイオセンサー（ 例えば 、ECFP-DEVD-金星）急速にFRETを用いて培養細胞や動物組織におけるリアルタイムのカスパーゼ活性を検出する。26,27カスパーゼ切断されると、Apolinerの核標的GFP部分（mCD8-RFP-DQVD- nucGFP）その形質膜テザーは、カスパーゼによって切断されるときに数分以内に細胞内再局在を受ける。28同様に、ApoAlert-pCaspase3センサー（NES-DEVD-YFP-NLS）は、カスパーゼ切断の際に核に細胞質ゾルからrelocalizes。29,30詳細最近、iCasperにおける発色団は、巧みショウジョウバエ胚のニューロンでリアルタイムにバイオセンサ活性の検出を可能にする、カスパーゼによって開裂が、主に発達、細胞死に関連したときに蛍光を発するように操作した。嗅覚ニューロンの31カスパーゼ依存性死たエージング中demonstCPVバイオセンサー（ 例えば、mCD8-PARP-金星）のカスパーゼ切断形の免疫検出することによって評価した。32,33重要なのは、カスパーゼ3の活性化形態は、棘に敏感な免疫染色による細胞死の非存在下で検出されましたこのように、新たなカスパーゼバイオセンサーを検出するために、培養神経細胞、および細胞体に核CellEventレポーター色素のカスパーゼ依存性蛍光を用いたが、細胞死は背骨除去後まで延期されたものの難しさが、原因フォト毒性に遭遇した。19を必要としていますおよびin vivoでの基礎カスパーゼ活性を有する細胞を追跡。 これらの困難を克服するために、我々はCaspaseTracker指定された新規のデュアルカラーカスパーゼバイオセンサーを、生成されました。この戦略は、恒久的に、in vivoで細胞を標識し、追跡するために、 ショウジョウバエ G-TRACE FRTリコンビナーゼ系34とショウジョウバエカスパーゼ敏感Apolinerバイオセンサー28の修正版を兼ね備えています。&lt;&gt; 35 SUP GAL4活性化G-TRACEシステムは、カスパーゼの非常に低いレベルが今までカスパーゼ活性を経験している任意の細胞で細胞質と恒久的な核標的GFP発現にRFPの発現をもたらす、CaspaseTrackerを活性化することができます。35このシステムはラベルを付けることができキイロショウジョウバエ 、カスパーゼおよび細胞死の研究のための扱いやすいと広く使用されているモデル系を用いて、動物全体での生活を通して細胞。36-38

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="949">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">CONSUMABLES AND REAGENTS</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:225px;"></td>
			<td style="width:223px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vectashield</td>
			<td style="width:229px;">Vector Products</td>
			<td style="width:225px;">H-1000</td>
			<td>Mounting medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps</td>
			<td style="width:229px;">Ted Pella</td>
			<td style="width:225px;">#505 (110mm, #5)</td>
			<td>Dumont tweezer biology grade, stainless steel</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hanging Drop Slides</td>
			<td style="width:229px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:225px;">12-565B</td>
			<td>Glass slides</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hoechst 33342</td>
			<td style="width:229px;">Molecular Probes</td>
			<td style="width:225px;">H1399</td>
			<td>DNA stain</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 633 Phalloidin</td>
			<td style="width:229px;">Molecular Probes</td>
			<td style="width:225px;">A22284</td>
			<td>Actin stain</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">Rat-Elav-7E8A10 anti-elav antibody</td>
			<td style="width:229px;">&#160;Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td>
			<td style="width:225px;">Antibody Registry ID:&#160; AB_528218&#160;</td>
			<td>Stain for Drosophla pan-neuronal ELAV</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Cleaved caspase-3 (Asp175) antibody</td>
			<td style="width:229px;">Cell Signaling Technology</td>
			<td style="width:225px;">#9661</td>
			<td>Stain for active fragment of caspase-3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ProLong Gold antifade reagent</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:225px;">P36934</td>
			<td>to preserve fluorophores&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">ProLong Diamond Antifade Mountant</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:225px;">P36961</td>
			<td>to preserve fluorophores&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">SylGard 182 Silicone Elastomer Kit</td>
			<td style="width:229px;">Dow Corning&#160;</td>
			<td style="width:225px;">Product code: 0001023934</td>
			<td>for dissection plates</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">EQUIPMENT</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:225px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">LSM780 confocal microscope</td>
			<td style="width:229px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:225px;">N/A</td>
			<td>Imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Carl Zeiss Stereomicroscope Stemi 2000&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:225px;">N/A</td>
			<td>Drosophila dissection</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">AmScope Fiber Optic Dual Gooseneck Microscope Illuminator, 150W</td>
			<td style="width:229px;">AmScope</td>
			<td style="width:225px;">WBM99316&#160;</td>
			<td>Light source</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo biosensor tracks non-apoptotic caspase activity in drosophila

Caspases are the key mediators of apoptotic cell death via their proteolytic activity. When caspases are activated in cells to levels detectable by available technologies, apoptosis is generally assumed to occur shortly thereafter. Caspases can cleave many functional and structural components to cause rapid and complete cell destruction within a few minutes. However, accumulating evidence indicates that in normal healthy cells the same caspases have other functions, presumably at lower enzymatic levels. Studies of non-apoptotic caspase activity have been hampered by difficulties with detecting low levels of caspase activity and with tracking ultimate cell fate in vivo. Here, we illustrate the use of an ultrasensitive caspase reporter, CaspaseTracker, which permanently labels cells that have experienced caspase activity in whole animals. This in vivo dual color CaspaseTracker biosensor for Drosophila melanogaster transiently expresses red fluorescent protein (RFP) to indicate recent or on-going caspase activity, and permanently expresses green fluorescent protein (GFP) in cells that have experienced caspase activity at any time in the past yet did not die. Importantly, this caspase-dependent in vivo biosensor readily reveals the presence of non-apoptotic caspase activity in the tissues of organ systems throughout the adult fly. This is demonstrated using whole mount dissections of individual flies to detect biosensor activity in healthy cells throughout the brain, gut, malpighian tubules, cardia, ovary ducts and other tissues. CaspaseTracker detects non-apoptotic caspase activity in long-lived cells, as biosensor activity is detected in adult neurons and in other tissues at least 10 days after caspase activation. This biosensor serves as an important tool to uncover the roles and molecular mechanisms of non-apoptotic caspase activity in live animals.

CaspaseTrackerが通常の健康な細胞（ 図1a）でカスパーゼ活性を検出することを可能にする2つの主要なコンポーネントがあります。これらの最初は、カスパーゼバイオセンサーApoliner（ 図1b）をモデルにした146個のアミノ酸カスパーゼ切断可能なポリペプチドである。このポリペプチドは、典型的には、アポトーシスの間に切断された単一の天然...

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In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila

カスパーゼ活性の低いレベルを含む全動物に健康な細胞を検出するために、CaspaseTracker指定された高感度バイオセンサーは、 ショウジョウバエのために生成されました。カスパーゼ依存性のバイオセンサーの活性は、死刺激の非存在下で最適化された条件下で飼育した成体動物の臓器全体長寿命健康な細胞で検出されます。

インビボでのバイオセンサーは、 ショウジョウバエの非アポトーシスカスパーゼ活性を追跡します

Caspases are the key mediators of apoptotic cell death via their proteolytic activity. When caspases are activated in cells to levels detectable by ...

in-vivo-biosensor-tracks-non-apoptotic-caspase-activity-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila

9.0K ビュー.  Johns Hopkins University Bloomberg School of Public Health. カスパーゼ活性の低いレベルを含む全動物に健康な細胞を検出するために、CaspaseTracker指定された高感度バイオセンサーは、 ショウジョウバエのために生成されました。カスパーゼ依存性のバイオセンサーの活性は、死刺激の非存在下で最適化された条件下で飼育した成体動物の臓器全体長寿命健康な細胞で検出されます。 

ビデオ: In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

のためのメゾスコピック蛍光トモグラフィー生体内</em開発の>イメージングショウジョウバエ</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

生物学

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

の電子顕微鏡のための胚の調製ショウジョウバエ胎児心臓の管

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

A major strategy for purifying and isolating different types of intracellular organelles is to separate them from each other based on differences in buoyant density. However, when cells are disrupted prior to centrifugation, proteins and organelles in this non-native environment often inappropriately stick to each other. Here we describe a method to separate organelles by density in intact, living Drosophila embryos. Early embryos before cellularization are harvested from population cages, and their outer egg shells are removed by treatment with 50% bleach. Embryos are then transferred to a small agar plate and inserted, posterior end first, into small vertical holes in the agar. The plates containing embedded embryos are centrifuged for 30 min at 3000g. The agar supports the embryos and keeps them in a defined orientation. Afterwards, the embryos are dug out of the agar with a blunt needle. Centrifugation separates major organelles into distinct layers, a stratification easily visible by bright-field microscopy. A number of fluorescent markers are available to confirm successful stratification in living embryos. Proteins associated with certain organelles will be enriched in a particular layer, demonstrating colocalization. Individual layers can be recovered for biochemical analysis or transplantation into donor eggs. This technique is applicable for organelle separation in other large cells, including the eggs and oocytes of diverse species.

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

We describe a method to separate organelles by density in living Drosophila embryos. Embryos are embedded in agar and centrifuged. This technique yields reproducible separation of major organelles along the anterior-posterior embryo axis. This method facilitates colocalization experiments and yields organelle fractions for biochemical analysis and transplantation experiments.

ショウジョウバエの胚の生体内の遠心

A major strategy for purifying and isolating different types of intracellular organelles is to separate them from each other based on differences in ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

サブセルラー解像度で手つかずのショウジョウバエの幼虫の in vivoイメージングで

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

イオンチャネル研究のためのパッチクランプおよび灌流のテクニックで表さアフリカツメガエル卵母細胞

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging. Cell shape changes in the fly are analogous to those in higher organisms, and they drive tissue morphogenesis. So, in many cases, their study has direct implications for understanding human disease (Table 1)1-5. On the sub-cellular scale, these cell shape changes are the product of activities ranging from gene expression to signal transduction, cell polarity, cytoskeletal remodeling and membrane trafficking. Thus, the Drosophila embryo provides not only the context to evaluate cell shape changes as they relate to tissue morphogenesis, but also offers a completely physiological environment to study the sub-cellular activities that shape cells.
The protocol described here is designed to image a specific cell shape change called cellularization. Cellularization is a process of dramatic plasma membrane growth, and it ultimately converts the syncytial embryo into the cellular blastoderm. That is, at interphase of mitotic cycle 14, the plasma membrane simultaneously invaginates around each of ~6000 cortically anchored nuclei to generate a sheet of primary epithelial cells. Counter to previous suggestions, cellularization is not driven by Myosin-2 contractility6, but is instead fueled largely by exocytosis of membrane from internal stores7. Thus, cellularization is an excellent system for studying membrane trafficking during cell shape changes that require plasma membrane invagination or expansion, such as cytokinesis or transverse-tubule (T-tubule) morphogenesis in muscle.
Note that this protocol is easily applied to the imaging of other cell shape changes in the fly embryo, and only requires slight adaptations such as changing the stage of embryo collection, or using "embryo glue" to mount the embryo in a specific orientation (Table 1)8-19. In all cases, the workflow is basically the same (Figure 1). Standard methods for cloning and Drosophila transgenesis are used to prepare stable fly stocks that express a protein of interest, fused to Green Fluorescent Protein (GFP) or its variants, and these flies provide a renewable source of embryos. Alternatively, fluorescent proteins/probes are directly introduced into fly embryos via straightforward micro-injection techniques9-10. Then, depending on the developmental event and cell shape change to be imaged, embryos are collected and staged by morphology on a dissecting microscope, and finally positioned and mounted for time-lapse imaging on a confocal microscope.

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Early development of the fruit fly, Drosophila melanogaster, is characterized by a number of cell shape changes that are well suited for imaging approaches. This article will describe basic tools and methods required for live confocal imaging of Drosophila embryos, and will focus on a cell shape change called cellularization.

リビングでのイメージング、細胞の形状の変更ショウジョウバエ胚

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

アポトーシス細胞のクリアランスのイメージング中に生きる<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;胚

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

An in vivo Crosslinking Approach to Isolate Protein Complexes From Drosophila Embryos

Many cellular processes are controlled by multisubunit protein complexes. Frequently these complexes form transiently and require native environment to assemble. Therefore, to identify these functional protein complexes, it is important to stabilize them in vivo before cell lysis and subsequent purification. Here we describe a method used to isolate large bona fide protein complexes from Drosophila embryos. This method is based on embryo permeabilization and stabilization of the complexes inside the embryos by in vivo crosslinking using a low concentration of formaldehyde, which can easily cross the cell membrane. Subsequently, the protein complex of interest is immunopurified followed by gel purification and analyzed by mass spectrometry. We illustrate this method using purification of a Tudor protein complex, which is essential for germline development. Tudor is a large protein, which contains multiple Tudor domains - small modules that interact with methylated arginines or lysines of target proteins. This method can be adapted for isolation of native protein complexes from different organisms and tissues.

An in vivo Crosslinking Approach to Isolate Protein Complexes From Drosophila Embryos

Multi-component protein complexes play crucial roles during cellular function and development. Here we describe a method used to isolate native protein complexes from Drosophila embryos after in vivo crosslinking followed by purification of the crosslinked complexes for subsequent structure-function analysis.

アン in vivoで</emからのタンパク質複合体を分離するために>架橋アプローチショウジョウバエ胚

Many cellular processes are controlled by multisubunit protein complexes. Frequently these complexes form transiently and require native environment to ...

Functional Reconstitution and Channel Activity Measurements of Purified Wildtype and Mutant CFTR Protein

The Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) is a unique channel-forming member of the ATP Binding Cassette (ABC) superfamily of transporters. The phosphorylation and nucleotide dependent chloride channel activity of CFTR has been frequently studied in whole cell systems and as single channels in excised membrane patches. Many Cystic Fibrosis-causing mutations have been shown to alter this activity. While a small number of purification protocols have been published, a fast reconstitution method that retains channel activity and a suitable method for studying population channel activity in a purified system have been lacking. Here rapid methods are described for purification and functional reconstitution of the full-length CFTR protein into proteoliposomes of defined lipid composition that retains activity as a regulated halide channel. This reconstitution method together with a novel flux-based assay of channel activity is a suitable system for studying the population channel properties of wild type CFTR and the disease-causing mutants F508del- and G551D-CFTR. Specifically, the method has utility in studying the direct effects of phosphorylation, nucleotides and small molecules such as potentiators and inhibitors on CFTR channel activity. The methods are also amenable to the study of other membrane channels/transporters for anionic substrates.

Described here is a rapid and effective procedure for functional reconstitution of purified wild-type and mutant CFTR protein that preserves activity for this chloride channel, which is defective in Cystic Fibrosis. Iodide efflux from reconstituted proteoliposomes mediated by CFTR allows studies of channel activity and the effects of small molecules.

精製された野生型および変異型CFTRタンパク質の機能的再構成とチャネル活性の測定

The Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) is a unique channel-forming member of the ATP Binding Cassette (ABC) superfamily of ...

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

幼虫活性の測定<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;アクティビティモニタ

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

インビボでのバイオセンサーは、ショウジョウバエの非アポトーシスカスパーゼ活性を追跡します

要約

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この動画の章

のためのメゾスコピック蛍光トモグラフィー生体内イメージングショウジョウバエ

の電子顕微鏡のための胚の調製ショウジョウバエ胎児心臓の管

ショウジョウバエの胚の生体内の遠心

サブセルラー解像度で手つかずのショウジョウバエの幼虫の in vivoイメージングで

イオンチャネル研究のためのパッチクランプおよび灌流のテクニックで表さアフリカツメガエル卵母細胞

リビングでのイメージング、細胞の形状の変更ショウジョウバエ胚

アポトーシス細胞のクリアランスのイメージング中に生きる

アン in vivoで架橋アプローチショウジョウバエ胚

精製された野生型および変異型CFTRタンパク質の機能的再構成とチャネル活性の測定

幼虫活性の測定

インビボでのバイオセンサーは、 ショウジョウバエの非アポトーシスカスパーゼ活性を追跡します

要約

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のためのメゾスコピック蛍光トモグラフィー生体内イメージングショウジョウバエ

の電子顕微鏡のための胚の調製ショウジョウバエ胎児心臓の管

ショウジョウバエの胚の生体内の遠心

サブセルラー解像度で手つかずのショウジョウバエの幼虫の in vivoイメージングで

イオンチャネル研究のためのパッチクランプおよび灌流のテクニックで表さアフリカツメガエル卵母細胞

リビングでのイメージング、細胞の形状の変更ショウジョウバエ胚

アポトーシス細胞のクリアランスのイメージング中に生きる

アン in vivoで架橋アプローチショウジョウバエ胚

精製された野生型および変異型CFTRタンパク質の機能的再構成とチャネル活性の測定

幼虫活性の測定

インビボでのバイオセンサーは、ショウジョウバエの非アポトーシスカスパーゼ活性を追跡します