我々は、フローサイトメトリー、顕微手術、およびシナイ山での研究優秀な生物リポジトリ/病理学のセンターの技術的貢献を認めています。この研究は、COST Action BM1305：細胞致死療法（A FACTT）、Mount Sinai Recanati / Miller Transplantation Instituteの開発基金、Ciencia e Innovacion Minister SAF2013-48834-RおよびSAF2016-80031-Rに焦点を当てて加速するアクションJO

<html>この研究では、マウスは、米国農務省のガイドラインおよび実験動物のケアおよび使用のための公衆衛生サービスガイドの勧告に従って収容されている。動物使用を含むすべての実験的技術は、Mount Sinai School of MedicineのIACUC（Institutional Animal Care and Utilization Committee）承認プロトコールに従って実施した。 1.メディアの準備<ol><li> 2mMのL-グルタミン、1mMのピルビン酸ナトリウム、0.1mMの非必須アミノ酸、5mMのHEPESおよび0.05mMの2mM EDTAを用いて、10％FBSおよび1％ペニシリン - ストレプトマイシン（10,000U / mL）を含む完全RPMI 1640培地を調製する。 - メルカプトエタノール。 </li></ol> 2.同種移植および単細胞懸濁液注：肺動脈および下大静脈の移植および吻合技術は、最初にCorryおよび共同研究者によって記述され、Liu＆Kangs = &quot;xref&quot;&gt; 10,11（ 図1A ）。 <ol><li>誘導チャンバー内で4-5％イソフルランで移植マウスを麻酔する。頚椎脱臼によってそれを犠牲にする。 </li><li>標準的なはさみで正中線の腹部切開を行い、大動脈を局所化するために腹部の内容物を取り除く。 注：移植された心臓は、レシピエントの腹部大動脈の右側にあります（ 図1B ）。 </li><li>微細な鋭い鉗子を使用してグラフトを静かに引き出し、すぐに氷冷RPMI培地に入れる。 注：手術用ハサミを使用して大動脈から移植片を分離すると、移植片に損傷を与え、一部の組織が被移植者に付着したままになります。 </li><li>すべての移植片が収集された後、それらを組織処理用の無菌培養フードに移す。ペトリ皿に移植片を置き、滅菌した鈍いマイクロサージェリーハサミを使用して組織を小さな片（1 mm）に刻みます。 </li><li>鋭い歯のforcで5mLのコラゲナーゼA（滅菌1×PBS中の0.1mg / mLコラゲナーゼ）を含む50mLチューブに移す。 37℃の浴中で1時間インキュベートする。 </li><li>コラゲナーゼを中和するために5mLのRPMI培地を添加し、1mLシリンジのプランジャの助けを借りて100μmのストレーナにサンプルを移す。 </li><li> 4℃で400 xgで5分間サンプルをスピンダウンします。 </li><li>ペレットを1mLのACK溶解バッファーに再懸濁する。よく混合し、4℃で5分間インキュベートする。 </li><li>溶解緩衝液を中和するために1mLのRPMI培地を添加し、4℃で5分間400xgでサンプルを回転させます。 </li><li> 200μLのRPMI培地に細胞ペレットを再懸濁し、5mLポリプロピレン丸底チューブに移す。 注：ポリプロピレンチューブの接着性は低く抑えられています。また、細胞を4℃などの低温で維持すると、接着性が低下する。 </li></ol> 3.蛍光活性化細胞を用いたグラフト浸潤マクロファージの単離ing <ol><li> Fc受容体ブロッキングmAb（ラット抗マウスCD16 / 32）を用いて骨髄細胞上の望ましくない特異的結合をブロックする。表面染色の15分前に1サンプルあたり1〜2μLを加える。 </li><li>抗マウスCD45 APC / eFluor780（0.6μg/μL）、抗マウスLy6C APC（2μg/μL）、抗マウスCD11b Percp / Cy5.5（RPMI培地中0.6μg/μL最終濃度）抗マウスLy6G Pe / Cy7（2μg/μL）を添加した。チューブをアルミホイルで覆い、蛍光抗体を光から保護し、チューブを4℃の冷蔵庫で45分間インキュベートする。 注：一重染色補正のために、ネガティブコントロールチューブ（染色なし）と各蛍光色素で単独で標識された細胞を含むチューブを準備する。ゲートのセットアップを助けるために、アイソタイプコントロールは、特にLy6C（IgG2a）およびLy6G（IgG2b）に使用することができる。 </li><li> RPMI培地で細胞を2回洗浄し、4℃で400 xgで5分間回転させます。トリパンブルーと血球計算機を使用して細胞を数える1×10 6細胞あたり1mLのRPMI培地で希釈する。選別する前に、サンプルを5 mL、70μmセルストレーナチューブキャップに移します。細胞生存マーカーとしてDAPI（1μg/ mL）を添加し、選別に進む。 </li><li>マクロファージは敏感で脆弱な細胞であるため、ソート条件を20 psiに設定し、100μmのノズルサイズを使用して4方向純度モードを使用してマクロファージを単離します。 </li><li> 5 mLのポリプロピレンチューブに1 mLのRPMI培地で採取チューブを準備する。 </li><li>ソーターソフトウェアを使用して新しい実験を開き、ブランクパネルで空白実験を選択して設定を定義します。 </li><li> 前方散乱（FSC）対（ 対 ）サイド散乱（SSC）を表示し、すべての白血球上のゲートを表示するドットプロットを設定します。この親ゲートから、SSC 対 DAPIとDAPIセルのゲートを表示する新しいドットプロットを作成します。 <ol><li>この新たにゲートされた人口で、広告を作成するCD11b 対 CD45を示し、二重陽性（CD11b + CD45 + ）マクロファージおよび好中球のゲートを示す。 </li><li>ここから、Ly6C 対 Ly6Gを表示し、望ましい集団：Ly6C hi Ly6G - 、Ly6C lo Ly6G - 、およびLy6C int Ly6G +を示す最終ドットプロットを作成する（ 図2 ）。 </li></ol></li><li>選別後、純度と細胞生存率（&gt; 90％）を確認し、コレクションチューブを400 xgで5分間4℃で回転させます。トリパンブルーと血球計を用いて細胞を計数し、それらを完全RPMI培地中で所望の濃度（ 例えば、 1×10 6マクロファージ/ mL）で再懸濁する。 </li><li>完全RPMI培地100μLの最終容量を有する96ウェル丸底プレート中のウェル当たり50×10 3個のマクロファージをプレートに添加する。 37℃、5％CO 2で 24時間以上放置する。 </li></ol> 4. Isolatio蛍光活性化細胞選別を用いたT細胞数の測定注意：C57BL / 6-Foxp3tm1Flv / Jnは、Foxp3（フォークヘッドボックスP3）遺伝子を発現する細胞を単量体赤色蛍光タンパク質（mRFP）で同時標識するX連鎖標的化ノックインマウス株である。 <ol><li>ステップ2.1で前述したように、C57BL / 6およびC57BL / 6-Foxp3tm1Flv / J（H-2b）マウスを麻酔し、犠牲にする。脾臓およびリンパ節（LN：鼠径部、腰部、腋窩、上腕および頚部）を単離し、それらを氷冷RPMI培地に迅速に入れる。 </li><li> LNを単離するためには、マウスを仰臥位に置き、中線の皮膚を下から上に切開し、慎重に腹膜を切開し、穏やかに皮膚を広げる。すべての鼠径部、腰部、腋窩、上腕、および頚部のLNが収集されると（ 図1C 、赤色に着色）、腹膜を切断し、腸の左上側の脾臓を単離する。 </li><li> 100μmのフィルターを使用して脾臓およびLNを分解する50mLのチューブの上に置いた。 1 mLシリンジのプランジャーを使用して、組織を静かに押します。フィルターがきれいになるまで、必要な回数RPMI培地でフィルターをすすいでください。 注：各マウスのLNと脾臓を同じチューブに一緒にプールすることができます。 </li><li> 4℃で400 xgで5分間スピンダウンします。 </li><li>ペレットを2mLのACK溶解バッファーに再懸濁する。よく混合し、4℃で5分間インキュベートする。 </li><li> 2mLのRPMI培地を加えて溶解バッファーを中和する。 4℃で400 xgで5分間スピンダウンします。 </li><li> 200μLのRPMI培地に細胞ペレットを再懸濁し、5mLポリスチレン丸底チューブに移す。 </li><li>抗マウスCD4 APC（0.6μg/μL）および/または抗マウスCD8 PeCy7（2μg/μL）の染色。チューブをアルミホイルで覆い、蛍光抗体を光から保護し、チューブを4℃の冷蔵庫で45分間インキュベートする。 注：一重染色補正のために、ネガティブコントロールチューブ（染色なし）を準備し、蛍光色素の各々を単独で標識した細胞を有するチューブ。 </li><li> RPMI培地で細胞を2回洗浄し、4℃で400 xgで5分間回転させます。トリパンブルーと血球計を用いて細胞を数える。 注：CFSE色素は、通常50μgのカルボキシフルオレセイン二酢酸スクシンイミジルエステル粉末として提供される。最終的なストック溶液が5mMになるように18μLのDMSOをCFSEのバイアルに加え、数ヶ月間-20℃で保存する。 </li><li> CFSEラベリングのために、ストック溶液からの5μMのCFSEの最終作業濃度で、PBS中のmL当たり10 6細胞までの濃度でCD8染色細胞を再懸濁する。前述の6のように20℃の浴中で5分間インキュベートする。 注：（重大なステップ）低濃度（≦10 6 / mL）の細胞では、CFSEの毒性効果を緩衝するために、添加されたタンパク質の存在下で細胞を標識することが不可欠である。したがって、PBSは5％FBSを含むことができる。私が遊離アミノ酸はCFSEと競合することにより標識効率を低下させる可能性がある。 </li><li> 2mLのRPMI培地でCFSEを中和する。 4℃で400 xgで5分間スピンします。 1×10 6 CD8 T細胞あたり1mLのRPMI培地を加える。 </li><li>選別する前に、サンプルを70μmセルストレーナーに5 mLチューブキャップで移します。細胞生存マーカーとして50μLの1×DAPI（1μg/ mL）を添加し、ソーティングに進みます。 注：1xは、他の構成成分に対する試薬の1：1の比率を意味する。 </li><li> 20psiおよび100μmノズルサイズでソート条件を設定して、二重陽性CD8 + CFSE + T細胞を単離する（ 図3A ）。 </li><li> 5 mLのポリプロピレンチューブにRPMI培地1 mLを含む採取チューブを準備し、分取に進んでください。 </li><li>ソーターソフトウェアを使用して新しい実験を開き、ブランクパネルで空白実験を選択して設定を定義します。 </li><li> CD4 + T細胞の分離のために、破片および樹状細胞などの大きな顆粒細胞を除くリンパ球上のFSC対SSCおよびゲートを果たす。 <ol><li>この親ゲートから、SSC対DAPIとDAPIセルのゲートを表示する新しいドットプロットを作成します。 </li><li>この新たにゲートされた集団で、すべてのCD4 +細胞を単離するためにSSC対CD4を示すドットプロットを作成する（ 図3B ）。あるいは、抗CD3 mAbを使用して、純粋なT細胞集団の単離を確実にすることができる。 注：すべてのCD4 + T細胞（5〜10％）のごく一部はFoxp3 + mRFP +でなければなりません。 </li></ol></li><li>選別後、純度と細胞生存率（&gt; 90％）を確認し、コレクションチューブを400 xgで5分間4℃で回転させます。トリパンブルーと血球計を用いて細胞を数える。 2×10 6個の T細胞あたり1mLの完全RPMI培地を用いて再懸濁する。 </li><li>予め選別したマクロファージでT細胞を培養することにより抑制アッセイを設定する。プレート10 x 10 4 CD4 + Tおよび10×10 4個の CD8 + CFSE + T細胞を、完全RPMI培地100μLの最終容量で同じウェルに添加した。 37℃、5％CO 2で96時間インキュベートする。 注：マクロファージおよびT細胞は1：4の比で使用された。 </li><li>アジド含有バッファーを除去するために使用する前に、2mLのPBS中でT細胞活性化剤CD3 / CD28磁性ビーズを洗浄することによってT細胞分裂を刺激する。 1ウェルあたり5μLのマウスT細胞活性化因子CD3 / CD28ビーズを添加する。 注：磁気ビーズは、抗原提示細胞とサイズが類似しており、抗CD3および抗CD28 mAbに結合し、T細胞の活性化および増殖のための簡単な方法を提供する。 </li></ol>

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	<li>Jose, M. D., Ikezumi, Y., van Rooijen, N., Atkins, R. C., Chadban, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages+act+as+effectors+of+tissue+damage+in+acute+renal+allograft+rejection.">Macrophages act as effectors of tissue damage in acute renal allograft rejection.</a> Transplantation. 76 (7), 1015-1022 (2003).</li><li>Oberbarnscheidt, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-self+recognition+by+monocytes+initiates+allograft+rejection.">Non-self recognition by monocytes initiates allograft rejection.</a> J Clin Invest. 124 (8), 3579-3589 (2014).</li><li>Garcia, M. 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D., Muirhead, K. A., Pan, D., Munson, M. E., Wallace, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+immune+cell+proliferation+and+cytotoxic+potential+using+flow+cytometry.">Tracking immune cell proliferation and cytotoxic potential using flow cytometry.</a> Methods Mol Biol. 699, 119-164 (2011).</li></ol>

著者は何も開示することはない。

このプロトコルは、異なるネズミ実験モデルの他の組織にも適用可能な、実験的なネズミ移植モデルの移植片浸潤骨髄細胞サブセットを免疫学的に特性化するために使用した方法を記載している。純粋な細胞サブセットの良好な収率を単離するためには、20psiでの低圧細胞ソーティングが好ましい方法でした。異なる骨髄集団間の抑制能力の決定的な結果を確立するためには、各骨髄サブセ?...

このプロトコルは、心臓同種移植片から単離された組織浸潤マクロファージの機能を、T細胞応答を調節するそれらの能力に従って研究するためのインビトロ技術を記載する。文献に広く記載されているように、フローサイトメトリーと組み合わせた蛍光細胞追跡色素は、インビトロおよびインビボでの特定の細胞型の抑制機能を研究する強力なツールである。我々のプロトコルは、インビトロでリンパ球増殖をモニターするためのカルボキシフルオレセインスクシンイミジルエステル（CFSE）法に従う。 CFSE標識細胞が分裂すると、その子孫はカルボキシフルオレセイン標識分子の半分の数を獲得する6 。フローサイトメトリーによる細胞蛍光の対応する減少を用いて、T細胞免疫応答を調節するための抑制性マクロファージの能力をモニターして、細胞分裂を評価することができる。 CFSEはフルオレセインベースの色素であるため、それはbr多色フローサイトメトリーに適用できるようにする。過剰なスペクトルの重複および抗体陽性細胞、特にCFSE7のような可視タンパク質色素を認識できないことを避けるために、表現型決定のための蛍光色素の適切な選択もまた重要である。 放射性標識チミジン（TdR） 8を使用するチミジン取り込みアッセイのような、細胞増殖を測定する別の技術よりも蛍光色素を用いることの多くの利点がある。このアッセイは、有糸分裂細胞分裂中に染色体DNAの新しい鎖に組み込まれるトリチウム化チミジン（ 3 H-TdR）を利用する。細胞分裂の程度を決定するために、細胞から回収されたDNA中の放射能を測定するために、シンチレーションベータカウンターが使用されるので、このアッセイに関連する安全性の懸念は放射性同位体の使用である。方法論的には、トリチウム化チミジン尻細胞の数が少なく、染色後に分析が遅れるなど、重要な臨床検査室の制約条件を満たすほど柔軟ではありません。これとは対照的に、CFSE染色は、細胞増殖を防止し、CD69、HLA-DRおよびCD25などの重要な活性化マーカーを妨害することが示されている。したがって、それぞれの方法論の利点と限界を理解することは、特に、異なる細胞タイプを追跡するために複数の色素が使用される多色検査では、正確で再現性のある結果を得るために重要です。

<table><tbody><tr><td>RPMI 1640 Media</td><td>Life Technologies</td><td>11875119</td><td></td></tr><tr><td>10% FBS</td><td>Life Technologies</td><td>26140-079</td><td></td></tr><tr><td>1,000x 2-mercaptoethanol</td><td>Life Technologies</td><td>21985023</td><td></td></tr><tr><td>100x Pen/Strep</td><td>Life Technologies</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>100x L-glutamine</td><td>Life Technologies</td><td>25030081</td><td></td></tr><tr><td>100x Non Esential amino acids</td><td>Corning</td><td>25025039</td><td></td></tr><tr><td>1 M HEPES buffer&amp;nbsp;</td><td>Corning</td><td>25060CL</td><td></td></tr><tr><td>100 mM Sodium Pyruvate</td><td>ThermoScientific</td><td>SH30239.01</td><td></td></tr><tr><td>Penicilin/Streptavidyn</td><td>ThermoScientific</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Collagenese A</td><td>Roche</td><td>70381322</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (w/o calcium&amp;amp;magnesium)</td><td>Corning</td><td>21031CV</td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;micro;m Cell strainer</td><td>Fisher</td><td>22363548</td><td></td></tr><tr><td>ACK lysis buffer</td><td>Life Technologies</td><td>A10492-01</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma</td><td>32670-5mg-F</td><td></td></tr><tr><td>CFSE-FITC</td><td>Invitrogen</td><td>C34554</td><td></td></tr><tr><td>Dynabeads Mouse T cell activator CD3/CD28</td><td>Life Technologies</td><td>11452D</td><td></td></tr><tr><td>96 well&amp;nbsp; U-bottom plate</td><td>Corning</td><td>353077</td><td></td></tr><tr><td>Antibodies:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>anti-Ly6C-APC</td><td>eBioscience</td><td>175932-80</td><td></td></tr><tr><td>anti-Ly6G-Pe/Cy7</td><td>Biolegend</td><td>127617</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD11b-Percp/Cy5.5</td><td>eBioscience</td><td>45011282</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD45-APC/Cy7</td><td>eBioscience</td><td>47045182</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD4-APC</td><td>eBioscience</td><td>17004181</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD8-P/ Cy7</td><td>eBioscience</td><td>25008181</td><td></td></tr><tr><td>LSRII Flow Cytometer</td><td>BD Bioscience</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FACSDiva Software</td><td>BD Bioscience</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6-Foxp3tm1Flv/J&amp;nbsp;</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>008374</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td></td></tr><tr><td>Balb/c</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000651</td><td></td></tr></tbody></table>

functional characterization of regulatory macrophages that inhibit graft-reactive immunity

移植臓器におけるマクロファージの蓄積は、同種移植拒絶1の特徴として長い間認識されてきた1 。免疫原性単球は、移植後早期に同種移植に浸潤し、移植された器官に対する移植片反応性反応を起こし、臓器拒絶反応を開始する2 。最近のデータは、抑制性マクロファージが長期移植の成功を促進し、移植寛容の誘導に必要であることを示唆している4 。これは、マクロファージ機能の単離および解析のための新しいロードマップを必要とする、マクロファージの個体発生、活性化、および機能の多次元概念を示唆している5 。マクロファージの可塑性のために、組織環境に応じてマクロファージを単離し、特徴づけ、異なるシナリオに従ってその機能を定義する方法論を提供することが必要である。ここでは、グラフト浸潤マクロファージの免疫学的特性決定のためのプロトコルであり、我々がCD8 + T増殖を阻害し、インビトロで CD4 + Foxp3 + Treg増殖を促進する能力を機能的に評価するために使用した方法である。

代表的な結果は、上記のプロトコルで説明されているゲーティング戦略を示しています。結果はまた、移植片浸潤マクロファージとの共培養後のT細胞増殖活性の分析を示す。マクロファージサブセットのin vitro抑制能力を図4で分析した。結果は、寛容化されたレシピエントから得られたLy6C lo Ly6G -マクロファージが抑制的であるこ?...

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Functional Characterization of Regulatory Macrophages That Inhibit Graft-reactive Immunity

マクロファージは、防御免疫およびホメオスタシスにおいて決定的な役割を果たす造血系のプラスチック細胞である。この報告では、寛容原性条件下で移植臓器に蓄積する移植片浸潤調節マクロファージの表現型および機能的特徴付けのための最適化されたインビトロ技術を記載する。

グラフト反応性免疫を阻害する調節性マクロファージの機能的特徴付け

Macrophage accumulation in transplanted organs has long been recognized as a feature of allograft rejection1. Immunogenic monocytes infiltrate the ...

functional-characterization-regulatory-macrophages-that-inhibit-graft

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

8.2K ビュー.  Icahn School of Medicine at Mount Sinai. マクロファージは、防御免疫およびホメオスタシスにおいて決定的な役割を果たす造血系のプラスチック細胞である。この報告では、寛容原性条件下で移植臓器に蓄積する移植片浸潤調節マクロファージの表現型および機能的特徴付けのための最適化されたインビトロ技術を記載する。 

ビデオ: Functional Characterization of Regulatory Macrophages That Inhibit Graft-reactive Immunity

Isolation Protocol of Mouse Monocyte-derived Dendritic Cells and Their Subsequent In Vitro Activation with Tumor Immune Complexes

Dendritic cells (DC) are heterogeneous cell populations that differ in their cell membrane markers, migration patterns and distribution, and in their antigen presentation and T cell activation capacities. Since most vaccinations of experimental tumor models require millions of DC, they are widely isolated from the bone marrow or spleen. However, these DC significantly differ from blood and tumor DC in their responses to immune complexes (IC), and presumably to other Syk-coupled lectin receptors. Importantly, given the sensitivity of DC to danger-associated molecules, the presence of endotoxins or antibodies that crosslink activation receptors in one of the isolating steps could result in the priming of DC and thus affect the parameters, or at least the dosage, required to activate them. Therefore, here we describe a detailed protocol for isolating MoDC from blood and tumors while avoiding their premature activation. In addition, a protocol is provided for MoDC activation with tumor IC, and their subsequent analyses.

Isolation Protocol of Mouse Monocyte-derived Dendritic Cells and Their Subsequent In Vitro Activation with Tumor Immune Complexes

Monocyte-derived DC (MoDC) can sense minor amounts of danger-associated molecules and are therefore easily primed. We provide a detailed protocol for the isolation of MoDC from blood and tumors and their activation with immune complexes while highlighting key precautions that should be considered in order to avoid their premature activation.

マウス単球由来樹状細胞とその後続の in Vitro活性化腫瘍免疫複合体との隔離のプロトコル

Dendritic cells (DC) are heterogeneous cell populations that differ in their cell membrane markers, migration patterns and distribution, and in their ...

がん研究

Isolation and Characterization of Dendritic Cells and Macrophages from the Mouse Intestine

Within the intestine reside unique populations of innate and adaptive immune cells that are involved in promoting tolerance towards commensal flora and food antigens while concomitantly remaining poised to mount inflammatory responses toward invasive pathogens1,2. Antigen presenting cells, particularly DCs and macrophages, play critical roles in maintaining intestinal immune homeostasis via their ability to sense and appropriately respond to the microbiota3-14. Efficient isolation of intestinal DCs and macrophages is a critical step in characterizing the phenotype and function of these cells. While many effective methods of isolating intestinal immune cells, including DCs and macrophages, have been described6,10,15-24, many rely upon long digestions times that may negatively influence cell surface antigen expression, cell viability, and/or cell yield. Here, we detail a methodology for the rapid isolation of large numbers of viable, intestinal DCs and macrophages. Phenotypic characterization of intestinal DCs and macrophages is carried out by directly staining isolated intestinal cells with specific fluorescence-labeled monoclonal antibodies for multi-color flow cytometric analysis. Furthermore, highly pure DC and macrophage populations are isolated for functional studies utilizing CD11c and CD11b magnetic-activated cell sorting beads followed by cell sorting.

Here, we detail a methodology for the rapid isolation of mouse intestinal dendritic cells (DCs) and macrophages. Phenotypic characterization of intestinal DCs and macrophages is performed using multi-color flow cytometric analysis while magnetic bead enrichment followed by cell sorting is used to yield highly pure populations for functional studies.

マウスの腸からの樹状細胞およびマクロファージの単離とキャラクタリゼーション

Within the intestine reside unique populations of innate and adaptive immune cells that are involved in promoting tolerance towards commensal flora and ...

免疫・感染学

Depletion and Reconstitution of Macrophages in Mice

Macrophages are critical players in the innate immune response to infectious challenge or injury, initiating the innate immune response and directing the acquired immune response. Macrophage dysfunction can lead to an inability to mount an appropriate immune response and as such, has been implicated in many disease processes, including inflammatory bowel diseases. Macrophages display polarized phenotypes that are broadly divided into two categories. Classically activated macrophages, activated by stimulation with IFN&gamma; or LPS, play an essential role in response to bacterial challenge whereas alternatively activated macrophages, activated by IL-4 or IL-13, participate in debris scavenging and tissue remodeling and have been implicated in the resolution phase of inflammation. During an inflammatory response in vivo, macrophages are found amid a complex mixture of infiltrating immune cells and may participate by exacerbating or resolving inflammation. To define the role of macrophages in situ in a whole animal model, it is necessary to examine the effect of depleting macrophages from the complex environment. To ask questions about the role of macrophage phenotype in situ, phenotypically defined polarized macrophages can be derived ex vivo, from bone marrow aspirates and added back to mice, with or without prior depletion of macrophages. In the protocol presented here clodronate-containing liposomes, versus PBS injected controls, were used to deplete colonic macrophages during dextran sodium sulfate (DSS)-induced colitis in mice. In addition, polarized macrophages were derived ex vivo and transferred to mice by intravenous injection. A caveat to this approach is that clodronate-containing liposomes deplete all professional phagocytes, including both dendritic cells and macrophages so to ensure the effect observed by depletion is macrophage-specific, reconstitution of phenotype by adoptive transfer of macrophages is necessary. Systemic macrophage depletion in mice can also be achieved by backcrossing mice onto a CD11b-DTR background, which is an excellent complementary approach. The advantage of clodronate-containing liposome-mediated depletion is that it does not require the time and expense involved in backcrossing mice and it can be used in mice regardless of the background of the mice (C57BL/6, BALB/c, or mixed background).

Macrophages play a central role in homeostasis and pathology in many tissues. The protocol presented here describes methods for depleting macrophages in vivo, deriving polarized macrophages from bone marrow aspirates, and adoptively transferring macrophages into mice. These techniques allow determination of the role that polarized macrophages play in health and disease.

マウスのマクロファージの枯渇と再構成

Macrophages are critical players in the innate  immune response to infectious challenge or injury, initiating the innate immune  response and directing ...

Studying the Effects of Tumor-Secreted Paracrine Ligands on Macrophage Activation using Co-Culture with Permeable Membrane Supports

Tumor-derived paracrine signaling is an overlooked component of local immunosuppression and can lead to a permissive environment for continued cancer growth and metastasis. Paracrine signals can involve cell-cell contact between different cell types, such as PD-L1 expressed on the surface of tumors interacting directly with PD-1 on the surface of T cells, or the secretion of ligands by a tumor cell to affect an immune cell. Here we describe a co-culture method to interrogate the effects of tumor-secreted ligands on immune cell (macrophage) activation. This straightforward procedure utilizes commercially available 0.4 &#181;m polycarbonate membrane permeable supports and standard tissue culture plates. In the process described, macrophages are cultured in the upper chamber and tumor cells in the lower chamber. The presence of the 0.4 &#181;m barrier allows for the study of intercellular signaling without the confounding variable of physical contact, because the two cell types share the same medium and exposure to paracrine ligands. This approach can be combined with others, such as genetic alterations of the macrophage (e.g., isolation from genetic knock-out mice) or tumor (e.g., CRISPR-mediated alterations) to study the role of specific secreted factors and receptors. The approach also lends itself to standard molecular biological analyses such as quantitative reverse transcription polymerase chain reaction (qRT-PCR) or Western blot analysis, without the need for flow sorting to separate the two cell populations. Enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs) can similarly be utilized to measure secreted ligands to better understand the dynamic interaction of cell signaling in the multiple cell type context. Duration of co-culture can also be varied for the study of temporally regulated events. This co-culture method is a robust tool that facilitates the study of tumor-secreted signals in the immune context.

Here, we present a method using permeable membrane supports to facilitate the study of non-contact paracrine signaling used by tumor cells to suppress the immune response. The system is amenable to studying the role of tumor-secreted factors in dampening macrophage activation.

透過性膜支持体との共培養を用いたマクロファージ活性化に及ぼす腫瘍分泌パラクリンリガンドの効果の研究

Tumor-derived paracrine signaling is an overlooked component of local immunosuppression and can lead to a permissive environment for continued cancer ...

Isolation of Murine Peritoneal Macrophages to Carry Out Gene Expression Analysis Upon Toll-like Receptors Stimulation

During infection and inflammation, circulating monocytes leave the bloodstream and migrate into tissues, where they differentiate into macrophages. Macrophages express surface Toll-like receptors (TLRs), which recognize molecular patterns conserved through evolution in a wide range of microorganisms. TLRs play a central role in macrophage activation which is usually associated with gene expression alteration. Macrophages are critical in many diseases and have emerged as attractive targets for therapy. In the following protocol, we describe a procedure to isolate murine peritoneal macrophages using Brewer&#8217;s thioglycollate medium. The latter will boost monocyte migration into the peritoneum, accordingly this will raise macrophage yield by 10-fold. Several studies have been carried out using bone marrow, spleen or peritoneal derived macrophages. However, peritoneal macrophages were shown to be more mature upon isolation and are more stable in their functionality and phenotype. Thus, macrophages isolated from murine peritoneal cavity present an important cell population that can serve in different immunological and metabolic studies. Once isolated, macrophages were stimulated with different TLR ligands and consequently&#160;gene expression was evaluated.

We describe here a simple protocol to isolate murine peritoneal macrophages. This procedure is followed by RNA extraction to carry out gene expression analysis upon Toll-like receptors stimulation.

Toll様受容体刺激時の遺伝子発現解析を行うためにマウス腹腔マクロファージの単離

During infection and inflammation, circulating monocytes leave the bloodstream and migrate into tissues, where they differentiate into macrophages. ...

Phenotypic and Functional Analysis of Activated Regulatory T Cells Isolated from Chronic Lymphocytic Choriomeningitis Virus-infected Mice

Regulatory T (Treg) cells, which express Foxp3 as a transcription factor, are subsets of CD4+ T cells. Treg cells play crucial roles in immune tolerance and homeostasis maintenance by regulating the immune response. The primary role of Treg cells is to suppress the proliferation of effector T (Teff) cells and the production of cytokines such as IFN-&#947;, TNF-&#945;, and IL-2. It has been demonstrated that Treg cells&#39; ability to inhibit the function of Teff cells is enhanced during persistent pathogen infection and cancer development. To clarify the function of Treg cells under resting or inflamed conditions, a variety of in vitro suppression assays using mouse or human Treg cells have been devised. The main aim of this study is to develop a method to compare the differences in phenotype and suppressive function between resting and activated Treg cells. To isolate activated Treg cells, mice were infected with lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV) clone 13 (CL13), a chronic strain of LCMV. Treg cells isolated from the spleen of LCMV CL13-infected mice exhibited both the activated phenotype and enhanced suppressive activity compared with resting Treg cells isolated from na&#239;ve mice. Here, we describe the basic protocol for ex vivo phenotype analysis to distinguish activated Treg cells from resting Treg cells. Furthermore, we describe a protocol for the measurement of the suppressive activity of fully activated Treg cells.

Here, we describe a protocol to analyze the phenotype of regulatory T (Treg) cells isolated from na&#239;ve and chronic lymphocytic choriomeningitis virus-infected mice. In addition, we provide a process to evaluate the suppressive activity of the Treg cells.

表現型および慢性リンパ球性脈絡髄膜炎ウイルスに感染したマウスから単離された活性化制御性T細胞の機能解析

Regulatory T (Treg) cells, which express Foxp3 as a transcription factor, are subsets of CD4+ T cells. Treg cells play crucial roles in immune tolerance ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

同種免疫により誘導される血管拒絶反応および移植動脈硬化症のマウスモデル

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

医学

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms requires reliable models. Here, we describe models of tolerance to cardiac allograft in rat, induced by blockade of costimulation signals or by upregulation of immunoregulatory molecules through gene transfer. Each of these models allowed in vivo generation of regulatory cells such as regulatory T cells (Tregs), regulatory B cells (Bregs) or regulatory myeloid cells (RegMCs). In this manuscript, we describe two complementary protocols that have been used to identify and define in vitro and in vivo regulatory cell activity to determine their responsibility in tolerance induction and maintenance. First, an in vitro suppressive assay allowed rapid identification of cells with suppressive capacity on effector immune responses in a dose dependent manner, and can be used for further analysis such as cytokine measurement or cytotoxicity. Second, the adoptive transfer of cells from a tolerant treated recipient to a newly irradiated grafted recipient, highlighted the tolerogenic properties of these cells in controlling graft directed immune responses and/or converting new regulatory cells (termed infectious tolerance). These methods are not restricted to cells with known phenotypic markers and can be extended to any cell population. Furthermore, donor directed allospecificity of regulatory cells (an important goal in the field) can be assessed by using third party donor cells or graft either in vitro or in vivo. Finally, to determine the specific tolerogenic capacity of these regulatory cells, we provide protocols to assess the humoral anti-donor antibody responses and the capacity of the recipient to develop humoral responses against new or former known antigens. The models of tolerance described can be used to further characterize regulatory cells, to identify new biomarkers, and immunoregulatory molecules, and are adaptable to other transplantation models or autoimmune diseases in rodent or human.

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

Here, we present a protocol to induce tolerance in transplantation, and assess in vitro and in vivo the suppressive capacity of distinct cell subsets from the recipient and the immune status of the recipient toward donor or exogenous antigens.

体外と体内の T, B, 骨髄細胞の抑制活性と移植から体液性応答の評価

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms ...

Assessment of Antibody-based Drugs Effects on Murine Bone Marrow and Peritoneal Macrophage Activation

Macrophages are phagocytic innate immune cells, which initiate immune responses to pathogens and contribute to healing and tissue restitution. Macrophages are equally important in turning off inflammatory responses. We have shown that macrophages stimulated with intravenous immunoglobulin (IVIg) can produce high amounts of the anti-inflammatory cytokine, interleukin 10 (IL-10), and low levels of pro-inflammatory cytokines in response to bacterial lipopolysaccharides (LPS). IVIg is a polyvalent antibody, primarily immunoglobulin Gs (IgGs), pooled from the plasma of more than 1,000 blood donors. It is used to supplement antibodies in patients with immune deficiencies or to suppress immune responses in patients with autoimmune or inflammatory conditions. Infliximab, a therapeutic anti-tumor necrosis factor alpha (TNF&#945;) antibody, has also been shown to activate macrophages to produce IL-10 in response to inflammatory stimuli. IVIg and other antibody-based biologics can be tested to determine their effects on macrophage activation. This paper describes methods for derivation, stimulation, and assessment of murine bone marrow macrophages activated by antibodies in vitro and murine peritoneal macrophages activated with antibodies in vivo. Finally, we demonstrate the use of western blotting to determine the contribution of specific cell signaling pathways to anti-inflammatory macrophage activity. These protocols can be used with genetically modified mice, to determine the effect of a specific protein(s) on anti-inflammatory macrophage activation. These techniques can also be used to assess whether specific biologics may act by changing macrophages to an IL-10-producing anti-inflammatory activation state that reduces inflammatory responses in vivo. This can provide information on the role of macrophage activation in the efficacy of biologics during disease models in mice, and provide insight into a potential new mechanism of action in people. Conversely, this may caution against the use of specific antibody-based biologics to treat infectious disease, particularly if macrophages play an important role in host defense against that infection.

Antibody-based drugs have revolutionized treatment for inflammatory diseases. In addition to having direct effects on specific targets, antibodies can activate macrophages to become anti-inflammatory. This protocol describes how anti-inflammatory macrophage activation can be assessed in vitro, using mouse bone marrow macrophages, and in vivo, using peritoneal macrophages.

マウス骨髄と腹腔マクロファージ活性化抗体を用いた薬剤効果の評価

Macrophages are phagocytic innate immune cells, which initiate immune responses to pathogens and contribute to healing and tissue restitution. Macrophages ...

Mesenchymal Stem Cell Regulation of Macrophage Phagocytosis; Quantitation and Imaging

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics have been at the forefront. They interact with and regulate immune cell activity. The focus of this study is the MSC regulation of macrophage phagocytic activity. Macrophage (M&#934;) phagocytosis is an important part of the innate immune system response to infection, and the mechanisms through which MSC modulate this response are under active investigation. Presented here is a method to study M&#934; phagocytosis of non-opsonized zymosan particles conjugated to a pH-sensitive fluorescent molecule while in co-culture with MSC. As phagocytic activity increases and the labeled zymosan particles are enclosed within the acidic environment of the phagolysosome, the fluorescence intensity of the pH-sensitive molecule increases. With the appropriate excitation and emission wavelengths, phagocytic activity is measured using a fluorescent spectrophotometer and kinetic data is presented as changes in relative fluorescent units over a 70 min period. To support this quantitative data, the change in the phagocytic activity is visualized using dynamic imaging. Results using this method demonstrate that when in co-culture, MSC enhance M&#934; phagocytosis of non-opsonized zymosan of both naive and IFN-&#947; treated M&#934;. These data add to the current knowledge of MSC regulation of the innate immune system. This method can be applied in future investigations to fully delineate the underlying cellular and molecular mechanisms.

Presented here is a protocol to quantify and produce dynamic images of mesenchymal stem cell (MSC) mediated regulation of macrophage (M&#934;) phagocytosis of non-opsonized yeast (zymosan) particles that are conjugated to a pH-sensitive fluorescent molecule.

間葉系幹細胞のマクロファージ食前細胞の調節;定量とイメージング

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics ...