Name: the power of simplicity: sea urchin embryos as in vivo developmental models for studying complex cell-to-cell signaling network interactions
Uploaded: 2017-02-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
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We would like to thank Dr. Robert Angerer for his careful reading and editing of the manuscript. NIH R15HD088272-01 as well as the Office of Research and Development, and Department of Biological Sciences at Mississippi State University provided support for this project to RCR.

1.高スループットモルホリノデザイン戦略<ol><li>目的の遺伝子（複数可）（ 例えば 、候補遺伝子アプローチ、シス調節分析、RNAseqおよび/またはプロテオミクス差動画面）を特定します。 </li><li>頻繁に更新されるウェブサイト上で利用可能なゲノム、トランスクリプトーム、および遺伝子発現データを使用してください（ 例えば SpBase http://www.echinobase.org 20とS. purpuratusゲノム検索のhttp：///urchin.nidcr.nih.gov/blast/index .htmlの）時空間的発現プロファイルは、問題の発生機構とオーバーラップすることを決定しました。全く発現データが利用可能でない場合には、定量PCRプライマーおよび/または遺伝子の発現パターンを評価するための現場プローブアンチセンスを発生させます。 </li><li>空間的および時間的発現パターンを決定した後、ゲノムのウェブサイトからのDNA配列を得ます。 <ol><li>翻訳ブロッキングモルホリノオリゴヌクレオチドを生成するための、配列Oを得ます5 &#39;非翻訳領域（5&#39; UTR）は、f直接上流SpBaseまたはS purpuratusゲノム検索のウェブサイト上で利用可能な発現配列タグ（EST）データベースからの開始コドンから。この情報は、目的の遺伝子のために使用できない場合は、5 &#39;RACEを行います。 </li><li>スプライスブロッキングモルホリノ、SpBaseまたはS purpuratusゲノム検索ツールで足場のblastnツールを使用して、エクソンおよびイントロンを含むゲノム配列の検索を設計します。 </li></ol></li><li>目的の25塩基対のモルホリノシーケンスを設計するために、オリゴヌクレオチドの設計ウェブサイトhttp://oligodesign.gene-tools.comを使用してください。 <ol><li>翻訳ブロッキングモルホリノについては、翻訳の標的配列の供給源として、5 &#39;から3&#39;のmRNA配列を使用します。 5 &#39;UTR配列（転写開始部位の上流の約70ヌクレオチド）プラス著しいのwi開始コドンと（開始部位の下流）コード領域の25塩基を含みます番目の括弧（ATG）。 </li><li>スプライスブロッキングモルホリノについては、イントロン - エクソンまたはエクソン - イントロン境界のシーケンスを選択して、境界領域の周りの50塩基（エキソン配列の25塩基およびイントロン配列の25塩基）が挙げられます。シーケンスが一意であることを確認するために、モルホリノ配列とゲノムをスキャンします。 </li></ol></li></ol>モルホリノオリゴヌクレオチドの2マイクロインジェクション<ol><li> 300ナノモルホリノバイアルにヌクレアーゼフリー水100μLを添加することにより、モルホリノオリゴヌクレオチドの3 mMのストック溶液を準備します。 注：ピロ炭酸ジエチルがモルホリノに損傷を与えることができるので、再懸濁のためにDEPC処理水を使用しないでください。 </li><li>フルスピードで30秒のための株式オリゴヌクレオチドを含む溶液をバイアルダウン最初の再構成のスピンのための（14,000 - 16,000 XG）、簡単に渦、5〜10分間65℃で熱、簡単に渦を、ルームでモルホリノ株式を保ちます少なくとも1時間、温度。モルホリノ原液<html> sが4℃に-20°Cから格納されます。 </li><li>所望の濃度でモルホリノオリゴヌクレオチドを含む注射液を準備します。このソリューションは、通常20％グリセロールまたはキャリアとして125 mMのKCl及び15％（フルオレセインイソチオシアネートデキストラン万MWの2.5mg /μLのストック溶液）FITC-デキストランが含まれています。 FITCデキストランおよび他の蛍光デキストラン複合体は、日常的にエピ蛍光顕微鏡により注入された胚を識別するために使用されます。 -20℃で保存の注射溶液。 </li><li> 5分 - 少なくとも2つのヒートブロックまたはウォーターバス中で65℃でモルホリノ溶液を加熱します。 </li><li> （ - 16,000 XG 14000）、フルスピードで1分間遠心操作のための渦 - 少なくとも10分間（14,000 16,000×gで）簡単に言えばフルスピードで30秒間モルホリノ液をスピン。 </li><li>モルホリノ溶液で注射針をロードします。詳細なマイクロインジェクションプロトコルの場合Stepichevaや歌、2014年21、乾杯とEttensohn、2004を参照してください。&quot;&gt; 22。 </li></ol> S. purpuratus胚で24時間ポスト受精（HPF）で3固定とその場プロトコルで 注：このプロトコルは、アレナス・メナらから変更されています。 2000年23およびセティら。 2014年24。 <ol><li> 固定 <ol><li> 、胚を含有するウェルに（下記参照）固定液を数滴を追加し、ピペッティングにより穏やかに混合し、それらを解決することができます。固定溶液を外し、固定剤の二つの追加180μLの洗浄で胚を混ぜます。 注：それは徹底的に穏やかなピペッティングを数回上下することにより回の洗浄中に胚を混合することが重要です。 そうしないと、信号対雑音比を低下させることができます。 </li><li> 10mMのMOPS pHは7.0、0.1％のTween-20、および人工seawateからなる4％の電子顕微鏡グレードパラホルムアルデヒド中で室温（RT）で1時間に50分間の第二固定液の洗浄に固定するために胚を残しますR（ASW）。最良の結果を得るために毎回このソリューションは、新鮮なことを確認します。また、使いやすさと実用性のための胚を96ウェルプレートに固定されています。 <ol><li> 20 mLのための固定剤を使用5mLの16％パラホルムアルデヒド、15 mLのASW、200μLの1 M MOPS pHが7.0、および20μLのTween-20。 </li></ol></li><li> 0.1 M MOPSのpHは7.0、0.5 M NaClおよび0.1％のTween-20、少なくとも5分間、または胚は、ウェルの底に落ちるまでから成る180μLMOPSの洗浄緩衝液で室温で洗浄を5回。ここでも、徹底的に優しく上下に数回ピペッティングすることにより、洗浄緩衝液に胚を混合することが重要です。 MOPS洗浄緩衝液は4℃で保存した場合、2日間使用することができます °C。 <ol><li> 40mLのMOPS洗浄緩衝用の4 mLの1 M MOPS pHは7.0、4 mLの5 M NaClを、32 mLののdH 2 O、および40μLのTween-20。 </li><li>固定された胚は、2日間、4 O℃で保存することができます。 注：より長い固定胚を保存する場合は、細菌の増殖を防止するために、MOPS洗浄緩衝液中の0.2％アジ化ナトリウムを加えます。</li></ol></li></ol></li><li> プレハイブリダイゼーション <ol><li> MOPSは、洗浄緩衝液吸引し、2の180μLを追加します、ハイブリダイゼーションバッファにバッファ穏やかにピペッティング数倍液に胚を混合し、室温で少なくとも20分間インキュベートウォッシュMOPSの1の比率。ハイブリダイゼーション緩衝液は、70％ホルムアミド、0.1 M MOPS pH7.0の、0.5MのNaCl、1mg / mlのBSAおよび0.1％のTween-20で構成されています。 <ol><li> 40 mLのハイブリダイゼーション緩衝液用の4 mLの1 M MOPS pHは7.0、4 mLの5 M NaClを、4 mLののdH 2 O、0.04グラムのBSA、および40μLのTween-20。再びボルテックスでよく混ぜ、28 mLのホルムアミドを追加し、渦。 </li></ol></li><li> MOPS洗浄およびハイブリダイゼーション緩衝液の1の比率と1の180μL追加：2を取り外しMOPSの2比を、ハイブリダイゼーションバッファーにバッファー液に胚を混合し、室温で少なくとも20分間インキュベート洗います。 </li><li>ハイブリダイゼーション緩衝液の150μL - プローブハイブリダイゼーションの前に軽く100に胚を混ぜます。少なくとも1つの、50℃で胚をインキュベート時間。 注：一晩胚をインキュベートすることは許容可能です。インキュベーションの前に、蒸発を防ぐために、接着シートでウェルを密閉します。 </li></ol></li><li> 交配 <ol><li>その後、渦が静かにプローブ溶液を作成するには、ハイブリダイゼーション緩衝液にプローブおよび500μgの/ mLの酵母tRNAの0.3 ngの/μL - 別のチューブに0.1を追加します。酵母tRNAは、アンチセンスプローブの非特異的結合を減少させるためにプローブ溶液に添加します。この50°Cの解決策、および吸引ハイブリダイゼーション緩衝液を予熱。 </li><li> 、プローブ溶液100μLにプレハイブリダイズ胚をミックス粘着シートで密封し、プローブに応じて、2〜7日間50℃でハイブリダイズ（foxq2プローブは、2日間インキュベートすることができます）。 注：インキュベーション時間は、プローブをオフに異なります。低レベルで発現されるいくつかの遺伝子は、7日間のインキュベーションまで必要とします。 adhes場合、96ウェルプレートは、蒸発に対する保険として湿度ボックス内に配置することができアイブシートが適切に密封するために失敗しました。 </li><li>作りたてのMOPSは3時間の合計洗浄緩衝液を180μLに50℃で5回洗浄します。その後、室温で180μLMOPSの洗浄緩衝液で3回（15分間）洗浄します。静かに数回ピペッティングすることにより、各バッファ時間洗浄に胚を混合することを忘れないでください。 </li></ol></li><li> 抗体インキュベーション <ol><li>吸引しMOPSは、MOPSで10％正常ヒツジ血清および5mg / mLのBSAからなるブロッキング緩衝液180μLに胚をバッファリングし、混ぜる洗浄は、バッファー、一晩RTまたは4℃で少なくとも45分間インキュベート洗います。 </li><li>ブロッキング緩衝液外し、1含むブロッキング緩衝液に胚を混ぜる：ブロッキング緩衝液で希釈したアルカリホスファターゼ結合抗ジゴキシゲニン抗体の1500希釈。蒸発を避けるために密閉されたプレート中、室温で一晩インキュベートします。注：一晩以上の抗体を放置しないでください。 </li><li>胚を6回洗浄（5分または胚がドロップするまで）MOPSにRTでバッファを洗います。胚できます4℃で一晩保存します。 </li></ol></li><li> その場開発で <ol><li> 0.1MトリスpH9.5中、100mMのNaCl、50mMのMgCl 2を、1mMのレバミゾール、および0.1％のTween-20からなる新たに作られたpH9.5の緩衝液を用いて室温で胚を3回（10分間）洗浄します。 <ol><li> 20 mLのpHが9.5バッファ使用2 mlの1 MトリスpHは9.5、400μL5MのNaCl、1 mLの1 MのMgCl 2、20μLのTween-20、16.6ミリリットルのdH 2 O、および0.0048グラムのレバミゾール。 </li></ol></li><li>光から保護し、染色緩衝液中で37℃で胚をインキュベートします。染色バッファは、新たに作られたpH9.5の緩衝液中10％ジメチルホルムアミド、4.5μL/ mLの4-ニトロブルーテトラゾリウムクロライド（NBT）、3.5μL/ mLの5-ブロモ-4-クロロ-3-インドリル - リン酸（BCIP）からなります。 <ol><li>染色バッファー1mLのために100μLのジメチルホルムアミド、4.5μLNBT、および3.5μLのBCIPを使用しています。 </li></ol></li><li> MOPS中で3~5回洗浄することによりアルカリホスファターゼ反応を停止し、バッファを洗います。反応のwifoxq2プローブは、典型的には、1時間に30分を要し番目。いくつかのプローブは、RTまたは4℃のいずれかで一晩のインキュベーションが必要な場合があります。 </li><li> 70％のMOPS洗浄し、30％グリセロールの溶液に胚を混ぜます。グリセロールは、顕微鏡検査のために必要な屈折率を提供します。胚は、数週間のために、この溶液中で保存することができます。蒸発を防ぐためにプラスチック製のパラフィンでプレートをシール。 </li></ol></li><li> スライドの調製及び撮像 <ol><li>スライド上にストリップ間の小さなギャップを持つ三角形に両面テープの三つの小さなストリップを配置することにより、スライドを準備します。 </li><li>三角形の中央に70％のMOPS洗浄し、30％グリセロール溶液中で胚を移し、カバーガラスでカバーしています。 </li><li>カバーガラスのエッジの周りマニキュアの層を適用することにより、カバースリップをシール。 </li><li> 20Xの対物レンズと取り付けられたカメラを有する化合物の光学顕微鏡を用いて画像をキャプチャします。 </li></ol></li></ol>

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R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hedgehog+signaling+requires+motile+cilia+in+the+sea+urchin.">Hedgehog signaling requires motile cilia in the sea urchin.</a> Mol Biol Evol. 31, 18-22 (2014).</li><li>Technau, U., Steele, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+crossroads+in+developmental+biology.">Evolutionary crossroads in developmental biology.</a> Cnidaria. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chordin+is+required+for+neural+but+not+axial+development+in+sea+urchin+embryos.">Chordin is required for neural but not axial development in sea urchin embryos.</a> Dev Biol. 328, 221-233 (2009).</li><li>Su, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+regulatory+networks+for+ectoderm+specification+in+sea+urchin+embryos.">Gene regulatory networks for ectoderm specification in sea urchin embryos.</a> Biochimica et biophysica acta. 1789, 261-267 (2009).</li><li>Lin, C. Y., Su, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+editing+in+sea+urchin+embryos+by+using+a+CRISPR/Cas9+system.">Genome editing in sea urchin embryos by using a CRISPR/Cas9 system.</a> Dev Biol. 409, 420-428 (2016).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ここで紹介する方法は..多くのラボが分析する早期ウニ開発時に同様のアッセイを使用している基本的な発達のメカニズムを支配するシグナル伝達経路とGRNsを理解するために、脊椎動物未満ゲノムおよび形態学的な複雑さに胚を使用してのパワーを示している例です。他の細胞運命指定イベント（ 例えば、ノッチ、ヘッジホッグ、TGF-βの、及びFGFシグナリング）に関与する経路27、28、29、30、31シグナリング 。これらのウニの研究では、多くの興味深いと新規なシグナル伝達機構を明らかにした、と早期ウニの開発を支配するこれらのシグナル伝達機構の多くの側面は、&lt;30、27、新口動物9の間で保存されているようでSUP&gt;、31、32。重要なことは、非伝統的な後生動物の胚の発生生物学の探求は、初期の開発9、15、16、33時の近年の増加、およびウニの胚でこれらの共有特性の多くを見ています。したがって、ここで提示方法は、広く初期発生中に、これらの生物の多くのシグナル伝達経路の研究に適用することができます。 遺伝子発現をノックダウンするために使用されるすべての技術は、潜在的にオフターゲット効果をノックダウン生産することができます。モルフォリノは、コミュニティがノックダウン表現型は非特異的であるとの懸念を緩和するために厳格な制御を行うため、大部分のウニ胚における非常に有効な遺伝子摂動法であることが判明しています。これらの基本的なコントロールアッセイはメートルすることができますodifiedおよびその他のノックダウン技術に適用される（ すなわち、野菜室/ Cas9）。コントロールは次のとおりです：1）慎重に用量反応アッセイは、注入された胚の≥80％が欠陥表現型および/またはマーカー遺伝子の発現を示すまで、各モルホリノを用いて行われます。彼らは中程度の濃度で重度の発達の遅れ、あるいは死を引き起こす場合2）モルホリノは破棄されます。これらの表現型は、有毒なオフターゲット効果による可能性があります。 3）異なる結合部位を標的とするように設計された少なくとも2つのモルホリノは、ノックダウン表現型を確認するために使用されます。 3）ミスセンスモルホリノが注入されます。 4）モルホリノの表現型は、モルホリノノックダウン胚に標的遺伝子のmRNAを導入することによって救出されています。利用可能な場合は5）、ホールマウント抗体染色アッセイはホリノノックダウンは、目的の遺伝子の翻訳を妨げることを示すために使用されます。ウニのコミュニティは、科学者が置かれている場所に応じて機能的研究のために、少なくとも4種を使用していることに留意することが重要です。ミズーリ番目の例は、我々の知る限り、様々なモルフォリノはオルソログをノックダウンするために使用される（例えば34、35、36、37、シグナリング節点上でこれらの機能研究を参照）それぞれの種に類似の表現型を生成しました。これらの結果は、我々の厳格なコントロール実験を強くオンターゲットノックダウン効果を産生するモルフォリノのために選択することを説得力をもって主張しています。 この方法のもう一つの重要な側面は、慎重に最も可能性の高い直接検討中のシグナル伝達経路によって活性化される転写標的を同定することです。シグナル伝達経路の時空的活性化とロバストに発現された遺伝子のダウンレギュレーションは、foxq2は、開発の早い段階で発生するとウニ胚における生殖層と軸指定を支配するGRNsがよくあるので、我々はここに提供例は、偶然であります-設立。したがって、この方法の明らかな制限は、多くの場合、開発の後期段階の間に、特定の地域内で、特定のシグナル伝達経路の活性をノックダウンすることが必要であり得るということです。これらの制限を克服するために使用することができるようになりまし利用可能ないくつかの技術がある（ 例えば 、フォトモルホリノ、クリスパー/ Cas9 38、FACseq）でも、遺伝子操作に適していない非伝統的なモデル胚インチ多くの場合、時空式として簡単に非常に高い信号対雑音比を有するfoxq2、として評価される関心対象のシグナル伝達経路の下流に候補遺伝子を同定することが可能ではないかもしれません。はるかに低い信号対雑音比を有する遺伝子を見つけることが一般的です。別の遺伝子が特定のアッセイのために使用できない場合は、目的の遺伝子のために生成されたその場でのプローブはできるだけ長くする必要があります。千塩基対よりも長い一般、使用するプローブでsが著しく信号を増加させ、 その場でのアッセイで比色および蛍光のノイズを低減します。 いつどこで関心のシグナル伝達経路は、シグナリングされていることを示し、転写アッセイが確立されると、次の重要なステップは、空間的および研究対象の発達メカニズムに関与推定調節因子の一時的な発現の両方を決定することです。差動画面および/またはQPCRデータは重要なツールですが、誤解を招くことができます。目的の遺伝子は、シグナル伝達経路が活性である領土内で発現していることをin situハイブリダイゼーションホールマウントで確認すると、時間とリソースの浪費を防ぐことができます。また、これらのデータは予測が関係するプレーヤーは、この最初のアッセイ（ 図2）で識別された後に従いますより詳細な分析を通知する遺伝子調節アーキテクチャ、について行われることを可能にします。私たちは、あほを提示しますこのプロトコルでル比色アッセイ。しかしながら、 蛍光in situハイブリダイゼーション（FISH）は、関心のある領域内向上空間解像度、ならびに共焦点顕微鏡24を可能にする、同時に複数の蛍光プローブを可視化するために使用することができます。さらに、FISHは、翻訳後修飾を同定するための抗体染色と組み合わせることができ、および/または対象のシグナル伝達経路24はアクティブです。 しばしば見落とされているプロトコルにおける2つの重要なステップがあります。一つは、モルホリノオリゴヌクレオチド溶液の調製です。 5分間に2分間65℃モルホリノ溶液を加熱し、注射針をロードする前に少なくとも10分間、フルスピードでそれを遠心分離することが重要です。モルホリノオリゴヌクレオチド、低気性で溶液から沈殿することができるので、モルホリノストック溶液は-20℃で保存されている場合、これらのステップは必須ですatures溶液の紡糸が微粒子によって詰まるから注射針を防ぐことができます。考慮すべきもう一つの重要な側面は、胚が完全に固定のすべてのステップの間、およびin situハイブリダイゼーションプロトコルに様々なソリューションに混入されるべきであることです。我々の手では、信号が低減され、および/またはこの単純なステップが実行されない場合、バックグラウンドが増大します。 おそらく、ここで提示方法の最も重要な側面は、それが次の世代のトランスクリプトミクスおよびプロテオミクスによって生成される潜在的なシグナル伝達分子の大きなセットの効率的な機能解析を可能にすることです。彼らはにどのように適合するかを評価するために、これらの初期の機能解析は、関心の経路に関与している調節因子のグループを確認すると、次の課題は、確立されたアッセイ（生化学的相互作用; その場で詳細なマルチカラーのホールマウントなどの機能ノックダウン）を使用することですextracelluLAR、細胞内、特に発達過程に関与するシグナル伝達経路の転写レベル。

遺伝子制御ネットワーク（GRNs）とシグナル伝達経路は、成体動物の体の計画を構築するために使用される胚発生の間の遺伝子の空間的および時間的発現を確立します。細胞から細胞へのシグナル伝達経路は、細胞が通信する手段を提供し、これらの調節ネットワークの重要な構成要素です。これらの細胞の相互作用は、胚発生1、2中の様々な地域でとの間の規制および分化遺伝子の発現を確立し、改良します。分泌された細胞外調節因子（リガンド、アンタゴニスト）、受容体および共受容体の間の相互作用は、シグナル伝達経路の活性を制御します。細胞内分子の品揃えは、遺伝子発現の変化、分割、および/または細胞の形で得られたこれらの入力を伝達します。主要な経路で細胞外および細胞内のレベルで使用する鍵分子の多くがあるが既知の、個々のシグナル伝達経路の複雑さに大部分の不完全な知識です。加えて、異なるシグナル伝達経路は、多くの場合、細胞外、細胞内での正または負のいずれかで互いに相互作用し、転写レベル3、4、5、6。重要なことには、シグナル伝達経路のコアコンポーネントは、非常にすべての後生動物種で保存され、特に密接に関連門の生物を比較する場合、著しく、主要なシグナル伝達経路の大部分は、多くの場合、多くの種において類似の発達機能を実行7、8、9、 10、11。 開発中にシグナル伝達の研究では、任意の生物で困難な作業であり、そしてそこに脊椎動物では、大きな可能性リガンドと受容体/共変調器の相互作用の数、細胞内伝達分子、ならびにがあります1）：ほとんどの新口動物モデル（脊椎動物、無脊椎動物脊索動物、半索動物、および棘皮動物）でシグナル伝達経路を研究するためのいくつかの重要な課題がありますゲノム12の複雑さに起因する異なるシグナル伝達経路の間の潜在的な相互作用、13、14; 2）脊椎動物の複雑な形態および形態形成の動きは、多くの場合、それはより困難でかつシグナル伝達経路間の機能的相互作用を解釈することを可能にします。 3）ほとんどの非棘皮動物無脊椎動物の新口動物モデル種における分析は、いくつかのホヤ種15、16を除いて妊娠の短いウィンドウによって制限されています。 ザウニ胚は、上記制限のいくつかを持っており、 生体内でのシグナル伝達経路の詳細な分析を行うために多くのユニークな資質を提供しています。これらは、以下のものが挙げられる：1）ウニゲノムの相対的なシンプルさが大幅に可能なリガンド、受容体/共受容体と細胞内伝達分子の数を減少させる17の相互対話します。 2）胚葉および主要な胚軸の仕様およびパターニングを制御GRNsはよく信号18、19セル受信/地域の規制状況の理解を助ける、ウニ胚で確立されています。胚は、その形態を分析するのが容易である単層上皮で構成されたとき3）多くのシグナル伝達経路は、早期に切断し、原腸ステージ間で研究することができます。 4）分子が関与しますウニ内シグナル伝達経路中のdは、容易に操作されています。 5）多くのウニは、10〜11ヶ月〜1年（ 例えばStrongylocentrotusのpurpuratusとLytechinusのvariegatus）のために妊娠しています。 ここでは、体系的かつ効率的に指定し、ウニ胚のパターン領土は、いくつかの無脊椎動物モデル系が複雑な分子メカニズムの研究に提供する利点を説明するためにシグナル伝達経路の構成要素を特徴づけるための方法を提示します。

<table><tbody><tr><td>Translational-blocking morpholino and/or splice-blocking morpholino</td><td>Gene Tools LLC</td><td>Customized</td><td>More information at www.gene-tools.com</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Invitrogen</td><td>15514-011</td><td></td></tr><tr><td>FITC (dextran fluorescein isothiocyanate)</td><td>Invitrogen, Life Technologies</td><td>D1821</td><td>Make 25 mg/mL stock solution</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde 16% solution EM Grade</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>MOPS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1254-250G</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma Aldrich</td><td>23336-0010</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>47671-1L-F</td><td></td></tr><tr><td>Yeast tRNA</td><td>Invitrogen</td><td>15401-029</td><td></td></tr><tr><td>Normal Goat Serum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G9023-10mL</td><td></td></tr><tr><td>Alkaline Phosphatase-conjugated anti-digoxigenin antibody</td><td>Roche</td><td>11 093 274 910</td><td></td></tr><tr><td>Tetramisole hydrochloride (levamisole)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L9756-5G</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base UltraPure</td><td>Research Products Internationall Corp</td><td>56-40-6</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-10</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>7786-30-3</td><td></td></tr><tr><td>BCIP (5-Bromo-4-Chloro-3-indolyl-phosphate</td><td>Roche</td><td>11 383 221 001</td><td></td></tr><tr><td>4 Nitro blue tetrazolium chloride (NBT)</td><td>Roche</td><td>11 383 213 001</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl Formamide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4551-500mL</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9541-5KG</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761-500G</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium Sulfate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506-2KG</td><td></td></tr><tr><td>Calcium Chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C1016-500G</td><td></td></tr></tbody></table>

the power of simplicity: sea urchin embryos as in vivo developmental models for studying complex cell-to-cell signaling network interactions

Remarkably few cell-to-cell signal transduction pathways are necessary during embryonic development to generate the large variety of cell types and tissues in the adult body form. Yet, each year more components of individual signaling pathways are discovered, and studies indicate that depending on the context there is significant cross-talk among most of these pathways. This complexity makes studying cell-to-cell signaling in any in vivo developmental model system a difficult task. In addition, efficient functional analyses are required to characterize molecules associated with signaling pathways identified from the large data sets generated by next generation differential screens. Here, we illustrate a straightforward method to efficiently identify components of signal transduction pathways governing cell fate and axis specification in sea urchin embryos. The genomic and morphological simplicity of embryos similar to those of the sea urchin make them powerful in vivo developmental models for understanding complex signaling interactions. The methodology described here can be used as a template for identifying novel signal transduction molecules in individual pathways as well as the interactions among the molecules in the various pathways in many other organisms.

ウニ胚では、3つの異なるWntシグナル支店（のWnt /βカテニンは、Wnt / JNK、およびWnt / PKC）4、25相互作用は前後（AP）パターニングを支配するWntシグナル伝達ネットワークを形成することが示されています。これらのシグナル伝達イベントの中で最も重要な結果の一つは、初期広く発現し、前方神経外胚葉（ANE）GRNは、原腸形成の開始（ エス・purpuratusで24 HPF）によって前極の周りの小さな領土に限定になるということです。これらの結果は、Wnt /βカテニンシグナル伝達は32細胞期によって胚の後半にANE遺伝子の活性化を防ぐことを示しています。そして、この経路は次第にダウン60細胞期と初期の原腸形成の間の胚の前半分にANE GRNを調節する非標準的なWnt / JNKシグナル伝達経路に信号を中継します。最後に、第3の非標準Wnt pathwaYは、Wnt / PKCは、シグナル伝達経路のWnt / JNKに拮抗し、前極（ 図 1A）4の周囲ANE仕様を排除するのを防ぐことができます。 我々は、それがANEのGRNで活性化された第1の2つの遺伝子の一つであるため、APのパターニング時にWntシグナルブランチのそれぞれの活性をアッセイするfoxq2の時空間表現を使用して、それは簡単に、その強い発現のin situハイブリダイゼーションによって評価されます26。任意の個々のWntシグナル分岐が乱される場合には、関与する経路を示す明確な表現の表現型があります：1）幅広い母体の調節機構（ 図1A）Wntシグナル伝達/βカテニンの非存在下では胚全体を通してfoxq2発現を活性化（ 図1BB）。 2）のWnt / JNKシグナル伝達foxq2が存在しない場合には全体に発現されます胚（ 図1BC）の前半、それはまだダウンによるWnt /βカテニンシグナル伝達（ 図1A）の活性と後半に調節され、 Wnt /βカテニンとWntシグナル伝達経路/ JNKは最大4、25を規制されているので、Wntシグナル/ PKCシグナル伝達foxq2発現の非存在下では完全にダウンして、胚（ 図1BD）全体に規制されています。したがって、我々は我々の系統的なワークフロー（ 図2）と組み合わせたとき、私たちは効率的に特定し、目的の遺伝子は、Wntシグナルの1以上に関与しているかどうかをテストすることができ、foxq2転写読み出し方式と呼ばれているアッセイを開発しました枝をシグナリング。 ここで紹介する方法論とfoxq2読み出しシステムを使用して、我々はいくつかの推定細胞外または細胞内molecを同定していますジュールは、おそらく、図3に示されているそのうちの4つのAP軸仕様を、支配するWntシグナルネットワークに関与します。転写因子、ATF2、または分泌細胞外のWnt変調器のいずれかの発現、WIF-1をノックダウンするように設計されたモルホリノを注入した胚は、初期の原腸形成の段階での胚の後極に向かってfoxq2式の拡大を示した（ 図3A - C ）。これらの結果は、それらがダウン胚の前半分にANE GRN発現を調節する必要があり、この信号分岐のメンバーであることを示唆は、Wnt / JNKシグナル伝達経路のメンバーがダウン4、25ノックされたときに観察された表現型を模倣します。これとは対照的に、我々は、転写因子の発現をノックダウンしたときに、foxq2式が排除された、NFAT（ 図3D）、および分泌細胞外変調器、sFRP3 / 4（ 図3E）、これらの分子は、のWnt / JNKシグナルによってANE GRNのダウンレギュレーションを拮抗することが必要であるのWnt / PKC経路に関与していることを示唆しています。これらの急速に得られた結果に基づいて、我々は今、ウニ胚におけるAPのパターニングを支配GRNに関与進化Wntシグナル伝達ネットワーク内でこれらの要素を配置しますより詳細な機能解析を行うことができます。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/55113/55113fig1.jpg" /> ウニでのAPの仕様およびパターニングのためのモデルと foxq2 転写読み出しシステム 1.図 。 （A）9、テキストおよび4で詳述Wntシグナル伝達ネットワークによって前極の周りの領土にANE GRNのダウンプログレッシブレギュレーション。 （B）transcriptiona示されたWnt経路ノックダウン（KO）でfoxq2発現を示すリットルの読み出しシステム。 =20μmのスケールバー。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55113/55113fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/55113/55113fig2.jpg" /> ウニ胚における効率的なWntシグナルネットワーク解析図 2. 実験的フロー図。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55113/55113fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/55113/55113fig3.jpg" /> 使用して同定されたWntネットワーク理事AP軸の仕様とパターン形成に関与 図3. シグナル伝達分子 </st栄&gt; foxq2 転写読み出しシステム。 （A、B、C）モルホリノノックダウンは、細胞内シグナル伝達のモジュレーター、ATF2、および分泌細胞外変調器、WIF-1は、Wnt / JNKシグナル伝達経路の潜在的なプレーヤーであることを示唆しています。 （A、D、E）ノックダウン実験はNFAT、細胞内シグナル伝達のモジュレーター、およびsFRP3 / 4、分泌されたWntシグナル伝達モジュレーターは、Fzl1 / 2/7 PKCシグナル伝達に関与していることが示されました。 =20μmのスケールバー。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55113/55113fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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The Power of Simplicity: Sea Urchin Embryos as in Vivo Developmental Models for Studying Complex Cell-to-cell Signaling Network Interactions

このビデオの記事では、体系的かつ効率的に多くの無脊椎動物の胚では、複雑なシグナル伝達経路および制御ネットワークの構成要素を特徴付けるために使用することができるin vivoでの方法論に簡単な詳細を示します。

シンプルの力：ウニ胚として<em&gt; in vivoで</em&gt;複雑な細胞間シグナル伝達ネットワークの相互作用を研究するための発達モデル

Remarkably few cell-to-cell signal transduction pathways are necessary during embryonic development to generate the large variety of cell types and ...

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The Power of Simplicity: Sea Urchin Embryos as in Vivo Developmental Models for Studying Complex Cell-to-cell Signaling Network Interactions

Unit 1

Principles of Cell Signaling

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7.8K ビュー.  Mississippi State University. このビデオの記事では、体系的かつ効率的に多くの無脊椎動物の胚では、複雑なシグナル伝達経路および制御ネットワークの構成要素を特徴付けるために使用することができるin vivoでの方法論に簡単な詳細を示します。 

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Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic conservation, as well as similarities in cellular, molecular, and physiological processes, with other vertebrates including humans. During early ontogeny, zebrafish embryos are optically transparent, allowing researchers to visualize the dynamics of organogenesis using a simple stereomicroscope. Microbead implantation is a method that enables tissue manipulation through the alteration of factors in local environments. This allows researchers to assay the effects of any number of signaling molecules of interest, such as secreted peptides, at specific spatial and temporal points within the developing embryo. Here, we detail a protocol for how to manipulate and implant beads during early zebrafish development.

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

ゼブラフィッシュ胚におけるマイクロビーズの移植

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

発生生物学

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent. These cells can be isolated, and programmed to generate various tissues through manipulation of genes expression or induction by morphogens. In this manuscript protocols are described for the use of Xenopus laevis blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development. These protocols allow the investigation of fate acquisition, cell migration behaviors, and cell autonomous and non-autonomous properties. The blastocoel roof explants can be cultured in a serum-free defined medium and grafted into host embryos. This transplantation into an embryo allows the investigation of the long-term lineage commitment, the inductive properties, and the behavior of transplanted cells in vivo. These assays can be exploited to investigate molecular mechanisms, cellular processes and gene regulatory networks underlying neural development. In the context of regenerative medicine, these assays provide a means to generate neural-derived cell types in vitro that could be used in drug screening.

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

In Xenopus embryos, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent and can be programmed to generate various tissues. Here, we describe protocols to use amphibian blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development.

幹細胞様<em&gt;アフリカツメガエル</em&gt;胚外植片を早期神経発達の特徴を研究するために<em&gt;インビトロ</em&gt;と<em&gt;インビボ</em

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, ...

Embryo Microinjection and Electroporation in the Chordate Ciona intestinalis

Simple model organisms are instrumental for in vivo studies of developmental and cellular differentiation processes. Currently, the evolutionary distance to man of conventional invertebrate model systems and the complexity of genomes in vertebrates are critical challenges to modeling human normal and pathological conditions. The chordate Ciona intestinalis is an invertebrate chordate that emerged from a common ancestor with the vertebrates and may represent features at the interface between invertebrates and vertebrates. A common body plan with much simpler cellular and genomic composition should unveil gene regulatory network (GRN) links and functional genomics readouts explaining phenomena in the vertebrate condition. The compact genome of Ciona, a fixed embryonic lineage with few divisions and large cells, combined with versatile community tools foster efficient gene functional analyses in this organism. Here, we present several crucial methods for this promising model organism, which belongs to the closest sister group to vertebrates. We present protocols for transient transgenesis by electroporation, along with microinjection-mediated gene knockdown, which together provide the means to study gene function and genomic regulatory elements. We extend our protocols to provide information on how community databases are utilized for in silico design of gene regulatory or gene functional experiments. An example study demonstrates how novel information can be gained on the interplay, and its quantification, of selected neural factors conserved between Ciona and man. Furthermore, we show examples of differential subcellular localization in embryonic cells, following DNA electroporation in Ciona zygotes. Finally, we discuss the potential of these protocols to be adapted for tissue specific gene interference with emerging gene editing methods. The in vivo approaches in Ciona overcome major shortcomings of classical model organisms in the quest of unraveling conserved mechanisms in the chordate developmental program, relevant to stem cell research, drug discovery, and subsequent clinical application.

Embryo Microinjection and Electroporation in the Chordate Ciona intestinalis

We present transient transgenesis and gene knockdown in Ciona intestinalis, a chordate sister group to vertebrates, using microinjection and electroporation techniques. Such methods facilitate functional genomics in this simple invertebrate that features rudimentary characteristics of vertebrates, including notochord and head sensory epithelia, and many orthologs of human disease associated genes.

脊索動物における胚のマイクロインジェクションやエレクトロポレーション<em&gt;カタユウレイボヤ</em

Simple model organisms are instrumental for in vivo studies of developmental and cellular differentiation processes. Currently, the evolutionary distance ...

Live Imaging of Cell Motility and Actin Cytoskeleton of Individual Neurons and Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos

The zebrafish is an ideal model for imaging cell behaviors during development in vivo. Zebrafish embryos are externally fertilized and thus easily accessible at all stages of development. Moreover, their optical clarity allows high resolution imaging of cell and molecular dynamics in the natural environment of the intact embryo. We are using a live imaging approach to analyze cell behaviors during neural crest cell migration and the outgrowth and guidance of neuronal axons.
Live imaging is particularly useful for understanding mechanisms that regulate cell motility processes. To visualize details of cell motility, such as protrusive activity and molecular dynamics, it is advantageous to label individual cells. In zebrafish, plasmid DNA injection yields a transient mosaic expression pattern and offers distinct benefits over other cell labeling methods. For example, transgenic lines often label entire cell populations and thus may obscure visualization of the fine protrusions (or changes in molecular distribution) in a single cell. In addition, injection of DNA at the one-cell stage is less invasive and more precise than dye injections at later stages.
Here we describe a method for labeling individual developing neurons or neural crest cells and imaging their behavior in vivo. We inject plasmid DNA into 1-cell stage embryos, which results in mosaic transgene expression. The vectors contain cell-specific promoters that drive expression of a gene of interest in a subset of sensory neurons or neural crest cells. We provide examples of cells labeled with membrane targeted GFP or with a biosensor probe that allows visualization of F-actin in living cells1.
Erica Andersen, Namrata Asuri, and Matthew Clay contributed equally to this work.

This protocol describes imaging of individual neurons or neural crest cells in living zebrafish embryos. This method is used to examine cellular behaviors and actin localization using fluorescence confocal time-lapse microscopy.

細胞運動やゼブラフィッシュ胚における個々の神経細胞と神経堤細胞のアクチン細胞骨格のライブイメージング

The zebrafish is an ideal model for imaging cell behaviors during development in vivo. Zebrafish embryos are externally fertilized and thus easily ...

生物学

Whole-Mount In Situ Hybridization in Zebrafish Embryos and Tube Formation Assay in iPSC-ECs to Study the Role of Endoglin in Vascular Development

Vascular development is determined by the sequential expression of specific genes, which can be studied by performing in situ hybridization assays in zebrafish during different developmental stages. To investigate the role of endoglin(eng) in vessel formation during the development of hereditary hemorrhagic telangiectasia&#160;(HHT), morpholino-mediated targeted knockdown of eng in zebrafish are used to study its temporal expression and associated functions. Here, whole-mount in situ RNA hybridization (WISH) is employed for the analysis of eng and its downstream genes in zebrafish embryos. Also, tube formation assays are performed in HHT patient-derived induced pluripotent stem cell-differentiated&#160;endothelial cells (iPSC-ECs; with eng mutations). A specific signal amplifying system using the whole amount In Situ Hybridization &#8211; WISH provides higher resolution and lower background results compared to traditional methods. To obtain a better signal, the post-fixation time is adjusted to 30 min after probe hybridization. Because fluorescence staining is not sensitive in zebrafish embryos, it is replaced with diaminobezidine (DAB) staining here. In this protocol, HHT&#160;patient-derived iPSC lines containing an eng mutation are differentiated into endothelial cells. After coating a plate with basement membrane matrix for 30 min at 37 &#176;C, iPSC-ECs are seeded as a monolayer into wells and kept at 37 &#176;C for 3 h. Then, the tube length and number of branches are calculated using microscopic images. Thus, with this improved WISH protocol, it is shown that reduced eng expression affects endothelial progenitor formation in zebrafish embryos. This is further confirmed by tube formation assays using iPSC-ECs derived from a patient with HHT. These assays confirm the role for eng in early vascular development.

Presented here is a protocol for whole-mount in situ RNA hybridization analysis in zebrafish and tube formation assay in patient-derived induced pluripotent stem cell-derived endothelial cells to study the role of endoglin in vascular formation.

iPSC-ICにおけるゼブラフィッシュ胚の全山ハイブリダイゼーションとチューブ形成アッセイは血管開発におけるエンドリンの役割を研究する

Vascular development is determined by the sequential expression of specific genes, which can be studied by performing in situ hybridization assays in ...

Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1, as in zebrafish and the mouse. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of vertebrate genome functions.
To take advantage of medaka fish whose embryos are transparent and develop externally, microinjection is an essential technique to inject cell-tracers for labeling cells, mRNAs or anti-sense oligonucleotides for over-expressing and knocking-down genes of interest, and DNAs for making transgenic lines.

Medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of vertebrate genome functions. This protocol highlights the key points for successful microinjection into medaka embryos, an important technique for embryological and genetic analysis using medaka and zebrafish in a laboratory.

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

Cell-Lineage Guided Mass Spectrometry Proteomics in the Developing (Frog) Embryo

Characterization of molecular events as cells give rise to tissues and organs raises a potential to better understand normal development and design efficient remedies for diseases. Technologies enabling accurate identification and quantification of diverse types and large numbers of proteins would provide still missing information on molecular mechanisms orchestrating tissue and organism development in space and time. Here, we present a mass spectrometry-based protocol that enables the measurement of thousands of proteins in identified cell lineages in Xenopus laevis (frog) embryos. The approach builds on reproducible cell-fate maps and established methods to identify, fluorescently label, track, and sample cells and their progeny (clones) from this model of vertebrate development. After collecting cellular contents using microsampling or isolating cells by dissection or fluorescence-activated cell sorting, proteins are extracted and processed for bottom-up proteomic analysis. Liquid chromatography and capillary electrophoresis are used to provide scalable separation for protein detection and quantification with high-resolution mass spectrometry (HRMS). Representative examples are provided for the proteomic characterization of neural-tissue fated cells. Cell-lineage-guided HRMS proteomics is adaptable to different tissues and organisms. It is sufficiently sensitive, specific, and quantitative to peer into the spatio-temporal dynamics of the proteome during vertebrate development.

Cell-Lineage Guided Mass Spectrometry Proteomics in the Developing Frog Embryo

Here we describe a mass spectrometry-based proteomic characterization of cell lineages with known tissue fates in the vertebrate Xenopus laevis embryo.

発生中の(カエル)胚における細胞系譜ガイド質量分析プロテオミクス

Characterization of molecular events as cells give rise to tissues and organs raises a potential to better understand normal development and design ...

化学

Generation of Na&#239;ve Blastoderm Explants from Zebrafish Embryos

Due to their optical clarity and rapid development, zebrafish embryos are an excellent system for examining cell behaviors and developmental processes. However, because of the complexity and redundancy of embryonic signals, it can be challenging to discern the complete role of any single signal during early embryogenesis. By explanting the animal region of the zebrafish blastoderm, relatively na&#239;ve clusters of embryonic cells are generated that can be easily cultured and manipulated ex vivo. By introducing a gene of interest by RNA injection before explantation, one can assess the effect of this molecule on gene expression, cell behaviors, and other developmental processes in relative isolation. Furthermore, cells from embryos of different genotypes or conditions can be combined in a single chimeric explant to examine cell/tissue interactions and tissue-specific gene functions. This article provides instructions for generating zebrafish blastoderm explants and demonstrates that a single signaling molecule - a Nodal ligand - is sufficient to induce germ layer formation and extension morphogenesis in otherwise na&#239;ve embryonic tissues. Due to their ability to recapitulate embryonic cell behaviors, morphogen gradients, and gene expression patterns in a simplified ex vivo system, these explants are anticipated to be of great utility to many zebrafish researchers.

Zebrafish blastoderm explants are generated by isolating embryonic cells from endogenous signaling centers within the early embryo, producing relatively na&#239;ve cell clusters easily manipulated and cultured ex vivo. This article provides instructions for making such explants and demonstrates their utility by interrogating roles for Nodal signaling during gastrulation.

ゼブラフィッシュ胚からのナイーブ・ブラストデム・エクスプラントの生成

Due to their optical clarity and rapid development, zebrafish embryos are an excellent system for examining cell behaviors and developmental processes. ...

Assessing Signaling Properties of Ectodermal Epithelia During Craniofacial Development

The accessibility of avian embryos has helped experimental embryologists understand the fates of cells during development and the role of tissue interactions that regulate patterning and morphogenesis of vertebrates (e.g., 1, 2, 3, 4). Here, we illustrate a method that exploits this accessibility to test the signaling and patterning properties of ectodermal tissues during facial development. In these experiments, we create quail-chick 5 or mouse-chick 6 chimeras by transplanting the surface cephalic ectoderm that covers the upper jaw from quail or mouse onto either the same region or an ectopic region of chick embryos. The use of quail as donor tissue for transplantation into chicks was developed to take advantage of a nucleolar marker present in quail but not chick cells, thus allowing investigators to distinguish host and donor tissues 7. Similarly, a repetitive element is present in the mouse genome and is expressed ubiquitously, which allows us to distinguish host and donor tissues in mouse-chick chimeras 8. The use of mouse ectoderm as donor tissue will greatly extend our understanding of these tissue interactions, because this will allow us to test the signaling properties of ectoderm derived from various mutant embryos.

This article describes a tissue transplantation technique that was designed to test the signaling and patterning properties of surface cephalic ectoderm during craniofacial development.

頭蓋顔面の開発時には外胚葉上皮のシグナリング特性を評価する

The accessibility of avian embryos has helped experimental embryologists understand the fates of cells during development and the role of tissue ...

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of treatment solution is loaded into a microinjection needle that is used to physically inject individual immobilized cells or embryos. Despite the need for initial training to perform this procedure for high-throughput delivery, microinjection offers maximum efficiency and reproducible delivery of a wide variety of treatment solutions (including complex mixtures of samples) into cells, eggs or embryos. Applications to microinjections include delivery of DNA constructs, mRNAs, recombinant proteins, gain of function, and loss of function reagents. Fluorescent or colorimetric dye is added to the injected solution to enable instant visualization of efficient delivery as well as a tool for reliable normalization of the amount of the delivered solution. The described method enables microinjection of 100-400 sea urchin zygotes within 10-15 min.

Microinjection is a common technique used to deliver DNA constructs, mRNAs, morpholino antisense oligonucleotides or other treatments into eggs, embryos, and cells of various species.

ウニ​​接合体のハイスループットマイクロインジェクション

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

シンプルの力：ウニ胚として

要約

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この動画の章

ゼブラフィッシュ胚におけるマイクロビーズの移植

幹細胞様

脊索動物における胚のマイクロインジェクションやエレクトロポレーション

細胞運動やゼブラフィッシュ胚における個々の神経細胞と神経堤細胞のアクチン細胞骨格のライブイメージング

iPSC-ICにおけるゼブラフィッシュ胚の全山ハイブリダイゼーションとチューブ形成アッセイは血管開発におけるエンドリンの役割を研究する

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

発生中の(カエル)胚における細胞系譜ガイド質量分析プロテオミクス

ゼブラフィッシュ胚からのナイーブ・ブラストデム・エクスプラントの生成

頭蓋顔面の開発時には外胚葉上皮のシグナリング特性を評価する

ウニ接合体のハイスループットマイクロインジェクション

シンプルの力：ウニ胚として

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ゼブラフィッシュ胚におけるマイクロビーズの移植

幹細胞様

脊索動物における胚のマイクロインジェクションやエレクトロポレーション

細胞運動やゼブラフィッシュ胚における個々の神経細胞と神経堤細胞のアクチン細胞骨格のライブイメージング

iPSC-ICにおけるゼブラフィッシュ胚の全山ハイブリダイゼーションとチューブ形成アッセイは血管開発におけるエンドリンの役割を研究する

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

発生中の(カエル)胚における細胞系譜ガイド質量分析プロテオミクス

ゼブラフィッシュ胚からのナイーブ・ブラストデム・エクスプラントの生成

頭蓋顔面の開発時には外胚葉上皮のシグナリング特性を評価する

ウニ​​接合体のハイスループットマイクロインジェクション

ウニ接合体のハイスループットマイクロインジェクション