この研究は、科学技術部(台湾)の助成金(助成金番号MOST 111-2611-M-291-005およびMOST 111-2811-M-291-001)によって資金提供されました。

1.サンゴのコロニーをそのまま 飼育する水槽に吊り下げる
<ol><li>サンゴのコロニーを吊るす準備として、培養水槽を挟んでノッチバー(長さ×幅×高さ:75cm×1cm×3cm)を「吊り下げ棒」と呼ぶ。 注:この実験で使用した吊り棒は特注品ですが、培養水槽の上部に安定して配置でき、サンゴを保持するのに十分な強度があれば、ネジが突き出た(つまりノッチとして機能する)単純な塩ビパイプで十分です。</li>
	<li>釣り糸( 材料表を参照)の長さを~1.5mに測定し、半分に2回折ります。 注:釣り糸の初期の長さは、培養水槽内のサンゴコロニーの望ましい最終位置に基づいて選択する必要があります。</li>
	<li>釣り糸の最初の端がある折りたたまれた釣り糸の端に小さなオーバーハンドノットを作ります。 注意: 結び目を作成した後、下部に2つの大きなループ、上部に1つの小さなループがあるはずです。</li>
	<li>サンゴのコロニーを2つの大きなループの真ん中に置き、ループがコロニーの周りに配置され、サンゴを水中に吊るしたときにサンゴをしっかりと保持できるようにします。</li>
	<li>釣り糸の小さなトップループを吊り下げバーの切り欠きに引っ掛けます(図1B)。</li>
</ol>2.サンゴの餌やり
<ol><li>給餌容器の作り方<ol><li>アクリルパイプ(縦×横×高さ:25cm×60cm×25cm)で長方形のフレームを作ります。餌を与えられたサンゴと給餌されていないサンゴをそれぞれ配置できるフレームに2つの別々のコンパートメントを作ります(図1C)。 注:アクリルパイプを使用したのは、軽量(つまり、重いPVCパイプとは対照的に)であるため、培養タンクへの供給容器の出し入れを容易にするためです。</li>
		<li>ホットグルーガンを使用して、100μmのプランクトンメッシュをフレームの底と側面に接着します。</li>
		<li>合計~10個の小さな穴(直径0.5cm)をパイプ(特にフレームの側面と底面に沿って)開けて、培養タンクに置いたときに供給容器が浮かばないようにします。</li>
		<li>給餌容器の各コーナーにあるプランクトンメッシュに穴(直径~0.5cm)を開けます。</li>
		<li>長さ8cm、直径0.5cmのチューブを角の穴に通し、ホットグルーガンを使用して所定の位置に固定します。 注意: これらのチューブは、給餌中にエアポンプとバブルストーンに接続されます(詳細については、手順2.3.2を参照してください)。</li>
	</ol></li>
	<li>アルテミア 栽培<ol><li>独立した給餌タンクから2Lの海水を採取し、 アルテミア の孵化容器に海水を注ぎます(図1D)。 注:プロトコルを実証するために使用した本実験では、2つの独立した処理固有の給餌タンクが使用されたため、 アルテミア 培養用の2つの孵化容器を準備する必要がありました。</li>
		<li>アルテミア嚢胞を追加する前に、孵化容器の底に接続されたチューブにエアポンプを約10分間接続します。</li>
		<li>待っている間、天びんを使用して8 gの アルテミア 嚢胞を測定します( 材料表を参照)。 注:Huangらが提案しているように、35個のアル テ ミア・ノープリウス/mLの平均密度を得るには19、アル テミア 嚢胞4gと海水1Lの比率を使用します。</li>
		<li>10分後、8gの アルテミア 嚢胞を孵化容器に注ぎます。</li>
		<li>アルテミア嚢胞を48時間インキュベートします。</li>
	</ol></li>
	<li>給餌タンクの準備<ol><li>容器の上部が水面より上になるように、給餌容器を給餌タンクに入れます。</li>
		<li>給餌容器のコーナーチューブの外側部分をエアポンプに接続すると、給餌中の水循環を容易にするためにバブルストーンに空気が供給されます。</li>
		<li>給餌開始の~5分前にエアポンプをオンにします。</li>
	</ol></li>
	<li>Artemia naupliiの濃縮とコレクション<ol><li>1.5 mLの濃縮飼料( 材料表を参照)を、希望の給餌時間の2時間前に孵化容器に加えます。 注:Huang et al.19は、0.75 mLの濃縮食と1 Lの海水の比率を推奨しています。</li>
		<li>2時間後、ハッチングコンテナに空気を供給するバルブをオフにします。</li>
		<li>孵化容器を段ボール箱で覆って周囲光を排除し、孵化容器の底に光源(携帯電話の懐中電灯で十分)を5分間置いて、アルテミア・ノープリウスを容器の底に引き付け、それによって生きているアルテミア・ノープリウスを空の殻から分離しやすくします。</li>
		<li>5分後、ボックスと光源を取り外します。</li>
		<li>ハッチングコンテナの下に3Lの計量水差しを置きます。</li>
		<li>孵化容器からチューブを取り外して、 アルテミア ノープリウスと海水溶液が計量水差しに流れ込むようにします。 1Lのアルテミア ・ナウプリと海水溶液を採取します。 注: 不要な空のシェルを除外するために、ハッチング コンテナの体積の半分だけを収集します。</li>
		<li>給餌タンクのすぐ近くに立って、 アルテミア ノープリウスと海水溶液を100μmのストレーナーに注ぎ、 アルテミア ノープリウス(ストレーナに残る)を海水から分離します。</li>
		<li>ストレーナー内に保持されている Artemia naupliiを、給餌タンクの水で2回すすぎます。</li>
		<li>これで、Artemia nauplii を使用する準備が整いました。</li>
	</ol></li>
	<li>サンゴのコロニーに餌をやる<ol><li>手順2.4.8のストレーナーを給餌タンクに入れて 、Artemia naupliiを降ろします。</li>
		<li>タンク内の水を手でかき混ぜて、 アルテミア ノープリウスを均等に分配します。 注:このステップの後、 アルテミア ノープリウス密度の「給餌前」定量化のためにサンプルを収集します(詳細については、ステップ3.1を参照してください)。</li>
		<li>各吊り下げバー(サンゴのコロニーがバーからぶら下がったまま)を培養タンクから給餌タンクに移動し、給餌タンクの上部にしっかりと固定されるようにバーを配置します。サンゴが空気にさらされる時間は、できるだけ短くする必要があります。 注:コロニーが互いに接触していないこと、および餌を捕獲するのに十分なスペースがあることを確認してください(たとえば、~5 cm離れています)。</li>
		<li>給餌中の光の乱れを避けるために、給餌タンクのライトを消すか、非気密の蓋を使用して給餌タンクを覆ってください。</li>
		<li>コロニーが4時間邪魔されずに餌を食べるのを許します。</li>
		<li>4時間後、 アルテミア ノープリウス密度の「給餌後」定量化のためにサンプルを採取します(詳細については、ステップ3.1を参照してください)。</li>
	</ol></li>
	<li>給餌後の後片付け<ol><li>給餌セッションが完了したら、サンゴのコロニーを取り除きます。給餌タンクから吊り下げバーを個別に取り出し、それぞれの培養タンクからの海水で各サンゴを完全にすすぎ、残っている アルテミア ノープリウスを取り除きます。 注意: すすぎ中にコロニーが前後に揺れた場合に発生する可能性のある損傷のリスクを減らすために、ぶら下がっている間ではなく、安定した表面でコロニーをすすぎます。最初の移動に従って、サンゴが空気にさらされる期間をできるだけ短くしてください。</li>
		<li>吊り下げバー(サンゴを吊るした状態)を培養水槽に戻します。</li>
		<li>給餌容器とエアポンプを接続しているチューブを取り外し、給餌容器を給餌タンクから取り外します。</li>
		<li>給餌容器を真水で完全にすすぎ、残っているアル テミア ノープリウスをすべて取り除きます。</li>
	</ol></li>
</ol>3. 給餌前後の アルテミア ・ノープリウス密度の定量化
<ol><li>サンプルの収集<ol><li>サンプルを採取するには、 Artemia naupliiを降ろして給餌容器に均等に分散させたとき(ステップ2.5.2)、給餌セッションが完了した後(ステップ2.5.6)の2つの時点でサンプルを採取します。</li>
		<li>各時点について、3本のシリンジを使用して、供給容器の表面、中間層、および最下層からそれぞれ20 mLの水を汲み上げます。</li>
	</ol></li>
	<li>サンプル希釈<ol><li>各シリンジについて、20 mLの水サンプルを独立した500 mLビーカーに移します。</li>
		<li>ビーカーに180 mLのお湯(~60°C)を加えます(1:10に希釈)。 注:お湯は、列挙の精度を高めるために Artemia naupliiを固定化するために使用されます。</li>
		<li>ビーカーから採取した水サンプル2 mLを9ウェルプレートの各ウェルに加えます。 注:ビーカーでサンプルを混合して、2 mLのサンプルを採取する前に、 Artemia naupliiを水柱に均等に分散させます。</li>
		<li>6.5倍の倍率を使用して、実体顕微鏡下で各ウェル内の Artemia naupliiの数を数えます( 材料表を参照)。</li>
	</ol></li>
	<li>Artemia naupliiの密度の計算<ol><li>各ウェル内の Artemia nauplii の数を 2 で割って、mL あたりの Artemia nauplii の数を求めます。次に、その数値に10を掛けて(希釈を考慮して)、 アルテミア ノープリの密度を計算します。</li>
		<li> Artemia nauplii の平均密度 (つまり、給餌前と給餌後の 27 ウェルの反復の平均密度) を計算して、給餌前と給餌後の Artemia nauplii 密度を比較します。</li>
	</ol></li>
</ol>4.サンゴの幼生の収集
<ol><li>幼虫採集容器の作り方(図1E)<ol><li>6Lのペットボトルを選択し、ボトルの底を完全に切り取ります。 注:この開口部は、幼虫収集容器にコロニーを出し入れするために使用されます。</li>
		<li>ボトルの両側から~15 cm x 20 cmの長方形を切り取って、2つの窓を作成します。 注:直径~15cmのサンゴには、6Lのペットボトルが適しています。調査対象のサンゴのサイズに基づいてボトルのサイズを変更します。</li>
		<li>ホットグルーガンを使用し、次にエポキシを使用して、100μmのプランクトンメッシュを各窓に接着します。</li>
		<li>ボトルの底の両側に2つの小さな穴(直径~0.5cm)を作ります。</li>
		<li>2つの小さな穴に紐を通し、両端を結んで、幼虫の収集容器を吊り下げバーに引っ掛けるためのハンドルを作成します。</li>
		<li>最初に使用する前に、ボトルをフロースルータンク(サンゴなし)に少なくとも24時間入れて、接着剤の残留物を取り除きます。</li>
	</ol></li>
	<li>珊瑚採集の準備<ol><li>幼虫の収集容器を培養タンクに完全に浸します。</li>
		<li>コロニーと容器の両方を水に浸したまま、コロニーを幼虫収集容器に入れます。</li>
		<li>幼虫収集容器のハンドルを吊り下げバーに引っ掛けます。 注意: 吊るした後は、収集容器の上部が水面から~3cm上にあることを確認してください。</li>
		<li>すべてのコロニーが幼虫収集容器に入るまで、手順4.2.1〜4.2.3を繰り返します。</li>
	</ol></li>
	<li>サンゴの幼生の収集と列挙<ol><li>3Lの計量水差し、ボウル、3mLのピペット、50mLのチューブを用意します。</li>
		<li>吊り下げバーから釣り糸を外し、幼虫の収集容器から1つのコロニーを取り出します。コロニーをすぐに培養タンクに戻します。 注意: 空気に触れる時間はできるだけ短くしてください。</li>
		<li>幼虫収集容器のキャップの端に片手を置きます。 注意: 幼虫の収集容器が水で満たされていると、重くなることがあります。適切なサポートがないと、容器を水から取り出すときに破損する可能性があります。</li>
		<li>幼虫収集容器の「ハンドル」を吊り下げバーから外します。</li>
		<li>幼虫収集容器をゆっくりと水から持ち上げます。</li>
		<li>収集容器を培養タンクから約45°の角度で数秒間保持し、幼虫収集容器の窓 から 余分な水がタンクに逆流できるようにします。 注意: 容器の上部から幼虫を注ぐ可能性を軽減するために、容器を45°以上に傾けないでください。</li>
		<li>幼虫収集容器をタンクから取り出し、計量水差しの上に置きます。</li>
		<li>キャップを緩める前に、1本の指でキャップに適度な圧力をかけてから、キャップを緩めます。 注意: 収集容器内の水は、最初に指で支えられていない場合、キャップを取り外すとすぐに放出される可能性があります(つまり、幼虫が失われる可能性があります)。</li>
		<li>計量水差しの中の水の一部をボウルに移します。</li>
		<li>3 mLのピペットを使用して幼虫を50 mLのチューブに移し、ボウル内の幼虫の数を手動で数えます。 注意: 一部の幼虫がピペット内に詰まる可能性があることに注意してください。その場合は、ピペットに海水を吸い込み、指一本でピペットを密封しながら軽く振って幼虫をほぐしてください。</li>
		<li>すべての幼虫が数えられるまで、ステップ4.3.9とステップ4.3.10を続けます。この段階で、幼虫はその後の実験で使用することができます。</li>
		<li>他のすべてのサンゴのコロニーについて、手順4.3.2〜4.3.10を繰り返します。 注意: 計量水差しとボウルはコロニー間ですすぐ必要があります。</li>
		<li>カウントが終了したら、各収集容器、特に窓を真水で完全にすすいでください。</li>
	</ol></li>
</ol>

Pocillopora acutaの生息外培養と効果的な摂食技術

著者は、競合する金銭的利益やその他の利益相反を持っていません。

温度と摂食がサンゴの繁殖に及ぼす影響に関するこの予備評価により、異なる処理条件下で養殖されたコロニー間で繁殖出力とタイミングに違いがあることが明らかになりました。さらに、アルテミア・ノープリウスをサンゴのコロニーに与えることは、比較的涼しい温度(24°C)と暖かい温度(28°C)で有効であることがわかりました。これらの知見を総合すると、生息域外養殖シ?...

世界中の多くのサンゴ礁の生態系は、気候変動によって引き起こされる高温ストレスの結果として失われ、劣化しています1,2。サンゴの白化(サンゴと藻類の共生の破綻3)は、過去4では比較的稀であると考えられていましたが、現在ではより頻繁に発生しており5、今世紀半ばから後半までに多くの地域で毎年白化が発生すると予想されています6,7。このように白化現象の中間期間が短くなると、サンゴ礁の回復力の能力が制限される可能性があります8。サンゴのコロニーに対する高温ストレスの直接的な影響(例えば、組織の損傷9、エネルギーの枯渇10)は、サンゴ礁規模のレベルでの間接的な影響と本質的に関連しており、その中でも繁殖能力/加入能力の低下が特に懸念される11。これにより、例えば、加入の積極的なin situ強化(例えば、サンゴ礁の播種12)、サンゴの回復をスケールアップするための新技術13、生息域外生殖システムを誘導するための生殖手がかりのシミュレーション14など、さまざまな応用研究が促進されました。これらの積極的な介入を補完するものとして、高温ストレス下でのサンゴの従属栄養給餌の利点の最近の認識15と、食物供給が繁殖に果たす役割の探求16があります。
従属栄養摂食はサンゴのパフォーマンスに影響を与えることが知られており17、サンゴの成長の増加18,19、および熱抵抗と回復力20,21に特に関連しています。しかし、従属栄養の利点はサンゴ種に遍在しているわけではなく22、消費される食物の種類23や光への曝露のレベル24によって異なる可能性があります。サンゴの繁殖の文脈では、従属栄養給餌はさまざまな結果を示しており、従属栄養給餌後の繁殖能力が高い25と低い26の観察が報告されています。従属栄養摂食がサンゴの繁殖に及ぼす影響は、温度スペクトル全体で評価されることはめったにありませんが、温帯サンゴCladocora caespitosaでは、従属栄養が低温条件下での繁殖にとってより重要であることがわかりました27。特定のサンゴ礁(例えば、高い食料入手可能性に関連するサンゴ礁28)が気候変動下でより高い加入能力を持っているかどうかを判断するには、温度と摂食が生殖出力に与える役割をよりよく理解する必要がある可能性があります。
繁殖出力と同様に、温度と摂食がサンゴの繁殖タイミングに及ぼす影響は、温暖化している海での加入成功のための重要な考慮事項であるにもかかわらず、非生物的/生物的条件との繁殖の同期が比較的研究されていないままです29。実験室で実施されたサンゴの温熱調整研究では、気温の上昇が早期に繁殖することが示されており30、これは季節をまたいで自然のサンゴ礁から採取されたサンゴでも観察されています31。しかし、興味深いことに、最近、その 場外 フロースルーシステムで1年間培養された給餌サンゴで逆の傾向が観察されました(つまり、繁殖は月の周期の早い時期に冬の気温が低く、月の周期の後半に暖かい夏の気温で起こりました)32。この対照的な結果は、豊富なエネルギー資源に関連する条件下では、生殖のタイミングが典型的なパターンから外れている可能性があることを示唆しています。
異なる温度シナリオ下での長期対照実験は、強膜サンゴの繁殖に対する従属栄養の影響のより良い理解に貢献する可能性があります。しかし、複数の繁殖サイクルの間、生息域外条件下で繁殖するサンゴのコロニーを維持することは困難な場合があります(ただし、以前の研究32,33を参照)。本明細書では、フロースルー養殖システムにおける繁殖サンゴ(Pocillopora acuta)の積極的給餌(食物源:Artemia nauplii)および長期養殖のための簡単で効果的な技術について説明します。しかし、記載されているすべての技術は、再循環水産養殖システムにも使用できることに注意する必要があります。これらの技術を実証するために、24°Cと28°Cで「給餌」および「非給餌」処理下で保持されたサンゴのコロニーの繁殖出力とタイミングの予備的な比較が行われました。これらの温度は、台湾南部の冬と夏の海水温をそれぞれ近似するために選択されました30,34。高温を選択しなかったのは、熱ストレスに対するサンゴの応答をテストするのではなく、長期間の生息域外培養を促進することがこの実験の主な目的であったためです。さらに、給餌セッション前後のArtemia naupliiの密度を定量化し、両方の温度処理での従属栄養給餌の実現可能性を比較しました。
具体的には、台湾南部の国立海洋生物水族館の研究施設のフロースルータンクから、P. acuta(平均線伸び±標準偏差:21.3 cm ± 2.8 cm)のコロニーが得られた。Pocillopora acutaは、放送産卵と典型的には繁殖戦略の両方を持つ一般的なサンゴ種である35,36。これらのサンゴの親コロニーは、約2年前に別の実験のためにアウトレットリーフ(東経21.931度、北緯120.745度)から採取されたものである32。その結果、本実験で使用したサンゴのコロニーは、生息域外培養条件下で生涯にわたって飼育されていました。具体的には、コロニーを周囲温度に曝露し、250 μmol quanta m−2·s−1で12時間:12時間の明暗サイクルに曝露し、週に2回Artemia naupliiを給餌した。この長期の生息域外培養は、この実験における処理条件に対するコロニーの反応に影響を与えた可能性があると認識しています。したがって、ここでの主な目的は、温度と摂食がサンゴの繁殖に及ぼす影響を評価した応用例を示すことにより、説明されている技術を効果的にサンゴの生息域外で養殖する方法を説明することであることを強調したいと思います。
サンゴのコロニーは、6つのフロースルーシステム培養タンク(タンク内部の長さ x 幅 x 高さ:175 cm x 62 cm x 72 cm、タンクライトレジーム:12時間:12時間、250 μmol量子m-2·s-1での明暗サイクル)に均等に分布しました(図1A)。3つのタンクの温度は28°Cに設定され、他の3つのタンクの温度は24°Cに設定されました。各タンクには、10分ごとに温度を記録するロガーがありました(材料表を参照)。各タンクの温度はチラーとヒーターで独立して制御し、フローモーターで水の循環を維持しました(材料表参照)。各水槽の半数のコロニー(n = 2コロニー/水槽)には週に2回アルテミア・ノープリウス(Artemia nauplii)を給餌し、他のコロニーには給餌しなかった。各給餌セッションの所要時間は 4 時間で、2 つの独立した温度固有の給餌タンクで実施されました。給餌中、給餌されていないコロニーを含むすべてのコロニーを給餌タンクに移動し、タンク間でコロニーを移動することによる潜在的なストレス効果を標準化しました。給餌処理と非給餌処理のコロニーは、温度固有の給餌タンク内のメッシュフレームを使用して独自のコンパートメントに配置され、給餌条件のコロニーのみが餌を受け取るようにしました。サンゴの繁殖量とタイミングは、毎晩午前9:00に、一晩で幼生収集容器に放たれた幼生の数を数えることにより、各コロニーについて評価されました。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Artemia cysts&#160;</td>
			<td>Supreme plus</td>
			<td>NA</td>
			<td>Food source&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chiller</td>
			<td>Resun</td>
			<td>CL650</td>
			<td>To cool down water temperature if needed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductivity portable meter</td>
			<td>WTW</td>
			<td>Cond 3110</td>
			<td>To measure salinity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enrichment diets</td>
			<td>Omega</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used in Artemia cultivation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishing line</td>
			<td>Super</td>
			<td>Nylon monofilament</td>
			<td>To hang the coral colonies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow motors</td>
			<td>Maxspect</td>
			<td>GP03</td>
			<td>To create water flow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater 350 W</td>
			<td>ISTA</td>
			<td>NA</td>
			<td>Heaters used in tanks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HOBO pendant temperature logger</td>
			<td>Onset Computer</td>
			<td>UA-002-08</td>
			<td>To record water temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED lights</td>
			<td>Mean Well</td>
			<td>FTS: HLG-185H-36B</td>
			<td>NA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light portable meter</td>
			<td>LI-COR</td>
			<td>LI-250A</td>
			<td>Device used with light sensor to measure light intensity in PAR</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light sensor</td>
			<td>LI-COR</td>
			<td>LI-193SA</td>
			<td>NA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plankton net 100 &#181;m mesh size</td>
			<td>Omega</td>
			<td>NA</td>
			<td>To collect larvae and artemia&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary pump 6000 L/H</td>
			<td>Mr. Aqua</td>
			<td>BP6000</td>
			<td>To draw water from tanks into chiller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propeller-type current meter</td>
			<td>KENEK</td>
			<td>GR20</td>
			<td>Device used with propeller-type detector to measure flow rate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propeller-type detector</td>
			<td>KENEK</td>
			<td>GR3T-2-20N</td>
			<td>NA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C&#160;</td>
			<td>To count the number of artemia&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller 1000 W</td>
			<td>Rep Park</td>
			<td>O-RP-SDP-1</td>
			<td>To set and maintain water temperature</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

effective techniques for the feeding and ex situ culture of a brooding scleractinian coral, pocillopora acuta

気候変動は、世界中のサンゴの生存、成長、加入に影響を与えており、今後数十年にわたってサンゴ礁の生態系で個体数と群集構成の大規模な変化が予想されます。このサンゴ礁の劣化の認識は、さまざまな新しい研究および修復ベースの積極的な介入を促しました。 生息域外で の水産養殖は、堅牢なサンゴ養殖プロトコルの確立(長期実験における健康と繁殖の改善など)や、一貫した繁殖資源の供給(復元プロジェクトでの使用など)を通じて、支援的な役割を果たすことができます。ここでは、繁殖するスクレラクチンサンゴの給餌と 生息域外 培養のための簡単な技術が、一般的でよく研究されているサンゴである Pocillopora acutaを例に挙げて概説されています。このアプローチを実証するために、サンゴのコロニーを異なる温度(24°Cと28°C)に曝露し、給餌処理(給餌と非給餌)を行い、繁殖出力とタイミング、および両方の温度で アルテミア ノープリウスをサンゴに与えることの実現可能性を比較しました。繁殖出力はコロニー間で大きなばらつきを示し、温度処理間で異なる傾向が観察された。24°Cでは、給餌されたコロニーは給餌されていないコロニーよりも多くの幼虫を産みましたが、28°Cで培養されたコロニーではその逆が見られました。 すべてのコロニーは満月より前に繁殖し、繁殖時期の違いは、28°C処理の給餌されていないコロニーと24°C処理の給餌コロニーの間でのみ見られました(平均繁殖日 ±標準偏差:それぞれ6.5 ± 2.5および11.1 ± 2.6)。サンゴのコロニーは、両方の処理温度で Artemia naupliiを効率的に摂食しました。これらの提案された給餌および培養技術は、サンゴのストレスの軽減と繁殖寿命の促進に焦点を当てており、費用対効果が高くカスタマイズ可能な方法で、フロースルー水産養殖システムと再循環水産養殖システムの両方に多用途に適用できます。

Many coral reef ecosystems globally are being lost and degraded as a result of high-temperature stress driven by climate change1,2. Coral bleaching (i.e., the breakdown of the coral-algal symbiosis3) was considered relatively rare in the past4 but is now occurring more frequently5, with annual bleaching expected to occur in many regions by&#160;mid to late century6,7. This shortening of the interim period between bleaching events can limit the capacity for reef resilience8. The direct impacts of high-temperature stress on coral colonies (e.g., tissue damage9; energy depletion10) are intrinsically linked to indirect impacts at the reef-scale level, of which a reduction in reproductive/recruitment capacity is of particular concern11. This has spurred a range of applied research exploring, for example, the active in situ enhancement of recruitment (e.g., reef seeding12), new technologies for scaling-up coral restoration13, and the simulation of reproductive cues to induce reproduction in ex situ systems14. Complementary to these active interventions are the recent recognition of the advantages of heterotrophic feeding in corals under high-temperature stress15 and the exploration of the role that food provision may play in reproduction16.
Heterotrophic feeding is known to influence the performance of corals17 and has been specifically linked to increased coral growth18,19, as well as thermal resistance and resilience20,21. Yet, the benefits of heterotrophy are not ubiquitous among coral species22 and can differ based on the type of food being consumed23, as well as the level of light exposure24. In the context of coral reproduction, heterotrophic feeding has shown variable results, with observations of higher25 as well as lower26 reproductive capacity following heterotrophic feeding being reported. The influence of heterotrophic feeding on coral reproduction across a spectrum of temperatures is rarely assessed, yet in the temperate coral Cladocora caespitosa, heterotrophy was found to be more important for reproduction under lower temperature conditions27. A better understanding of the role of temperature and feeding on reproductive output is likely needed to determine whether specific reefs (e.g., reefs associated with high food availability28) possess a higher capacity for recruitment under climate change.
Similar to reproductive output, the effect of temperature and feeding on reproductive timing in corals remains relatively understudied, despite the synchronization of reproduction with abiotic/biotic conditions being an important consideration for recruitment success in a warming ocean29. Warmer temperatures have been shown to result in earlier reproduction in coral thermal conditioning studies conducted in the lab30, and this has also been observed in corals collected from natural reefs across seasons31. Yet, interestingly the opposite trend was recently observed in fed corals cultured over the course of 1 year in an ex situ flow-through system (i.e., reproduction occurred earlier in the lunar cycle at cooler winter temperatures and later in the lunar cycle at warmer summer temperatures)32. This contrasting result suggests that reproductive timing may stray from typical patterns under conditions associated with abundant energetic resources.
Long-term controlled experiments under different temperature scenarios could contribute to a better understanding of the influence of heterotrophy on reproduction in scleractinian corals. Maintaining reproducing coral colonies under ex situ conditions for multiple reproductive cycles, however, can be challenging (but see previous research32,33). Herein, straightforward and effective techniques for the active feeding (food source: Artemia nauplii) and long-term culture of a brooding coral (Pocillopora acuta) in a flow-through aquaculture system are described; yet, it should be noted that all the techniques described can also be used in recirculating aquaculture systems. To demonstrate these techniques, a preliminary comparison of the reproductive output and timing of coral colonies held at 24 &#176;C and 28 &#176;C under &#34;fed&#34; and &#34;unfed&#34; treatments was conducted. These temperatures were chosen to approximate seawater temperatures in winter and summer, respectively, in southern Taiwan30,34; a higher temperature was not chosen because the promotion of long-term ex situ culture, rather than testing coral response to thermal stress, was a primary goal of this experiment. Further, the density of Artemia nauplii before and after the feeding sessions was quantified&#160;to compare the feasibility of heterotrophic feeding at both temperature treatments.
Specifically, 24 colonies of P. acuta (mean total linear extension &#177; standard deviation: 21.3 cm &#177; 2.8 cm) were obtained from flow-through tanks at the research facilities of the National Museum of Marine Biology &#38; Aquarium, southern Taiwan. Pocillopora&#8203;&#160;acuta is a common coral species that possesses both a broadcast spawning, but&#160;typically brooding reproductive strategy35,36. The parent colonies of these corals were originally collected from the Outlet reef (21.931&#176;E, 120.745&#176;N) approximately 2 years earlier for another experiment32. Consequently, the coral colonies used in the present experiment had been reared for their entire lives under ex situ culture conditions; specifically, the colonies were exposed to ambient temperature and a 12 h:12 h light: dark cycle at 250 &#181;mol quanta m&#8722;2&#183;s&#8722;1 and were fed Artemia nauplii twice per week. We recognize that this long-term ex situ culture could have affected how the colonies responded to the treatment conditions in this experiment. We, therefore, would like to emphasize that the primary aim here is to illustrate how the described techniques can be effectively used to culture corals ex situ by demonstrating an applied example wherein the effects of temperature and feeding on coral reproduction were assessed.
Coral colonies were evenly distributed across six flow-through system culture tanks (tank interior length x width x height: 175 cm x 62 cm x 72 cm; tank light regime: 12 h:12h light:dark cycle at 250 &#181;mol quanta m&#8722;2&#183;s&#8722;1) (Figure 1A). The temperature in three of the tanks was set at 28 &#176;C, and the temperature in the other three tanks was set at 24 &#176;C; each tank had a logger that recorded the temperature every 10 min (see the Table of Materials). The temperature was independently controlled in each tank using chillers and heaters, and water circulation was maintained using flow motors (see the Table of Materials). Half of the colonies in each tank (n = 2 colonies/tank) were fed Artemia nauplii twice per week, while the other colonies were not fed. Each feeding session was 4 h in duration and was conducted in two independent temperature-specific feeding tanks. During feeding, all the colonies were moved into the feeding tanks, including the unfed colonies, to standardize the potential stress effect of moving the colonies between the tanks. The colonies in the fed and unfed treatments were positioned in their own compartment using a meshed frame within the temperature-specific feeding tanks so that only the colonies in the fed condition received food. The coral reproductive output and timing were assessed for each colony daily at 09:00 A.M. by counting the number of larvae that had been released into the larval collection containers overnight.

著者スポットライト:気候変動への抵抗性、生息域外養殖、および繁殖戦略の調査によるサンゴ研究の進歩 

繁殖性強膜サンゴPocillopora acutaの給餌と生息域外培養のための効果的な技術

Our lab is interested in understanding climate change, resistance, and resilience in coral and exploring ex-situ aquaculture's role. Specifically, we aim to cultivate coral in a lab that can be used for restoration and research efforts. Over the past few years, we have seen major advances in coral ex-situ aquaculture, including being able to induce reproduction, as well as complete the entire coral life cycle in both broadcast spawning and brooding corals.Maintaining the long-term reproduction of brooding corals in the lab is usually quite challenging, with reproduction typically stopping after a few months. However, we found that if we culture the colonies together in mesocosm tanks and provide them with supplemental food, they can continue to produce larvae each month. In general, we have a good understanding of how feeding and temperature independently affect coral reproduction, but their interactive effects remain relatively understudied.For example, heterotrophy may have different benefits, or limitations at warmer compared to cooler temperatures. Using the protocols that we have described, we can effectively feed and culture the colonies long-term in X2 aquaculture systems, and can ultimately track the reproduction at the colony level to help infer the influence of heterotrophy on reproduction, and recruitment in a warming ocean.

記載されたプロトコルにより、(1)異なる給餌と温度処理の間での個々のサンゴコロニーの繁殖出力とタイミングの比較、および(2)異なる温度での アルテミア ノープリウス給餌の実現可能性の評価が可能になりました。ここでは、調査結果の概要が示されていますが、この実験の短期的な性質(つまり、1つの繁殖サイクルのみ)と、 生息域外 条件に順応したサンゴコロニーの使用...

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気候変動は、世界中のサンゴ礁の生態系に影響を与えています。 生息域外 養殖システムから調達されたサンゴは、回復と研究の取り組みを支援するのに役立ちます。本明細書では、陰気な強膜サンゴの ex situ の長期維持を促進するために使用され得る給餌およびサンゴ培養技術が概説される。

Climate change is affecting the survival, growth, and recruitment of corals globally, with large-scale shifts in abundance and community composition ...

私たちの研究室では、サンゴの気候変動、抵抗性、回復力を理解し、生息域外養殖の役割を探ることに関心があります。具体的には、修復や研究に活用できるラボでのサンゴの養殖を目指しています。過去数年間で、繁殖を誘発し、放送産卵サンゴと繁殖サンゴの両方でサンゴのライフサイクル全体を完了できるなど、サンゴの生息域外養殖に大きな進歩が見られました。実験室で繁殖サンゴの長期的な繁殖を維持することは、通常、非常に困難であり、通常、繁殖は数か月後に停止します。しかし、メソコスモス水槽でコロニーを一緒に培養し、餌を与えれば、毎月幼虫を産み続けることができることがわかりました。一般に、摂餌と温度がサンゴの繁殖に独立してどのように影響するかについてはよく理解していますが、それらの相互作用の影響は比較的研究が不十分なままです。例えば、従属栄養は、より低い温度と比較して、より暖かい温度で異なる利点または制限を有する可能性がある。これまで述べてきたプロトコルを用いることで、X2水産養殖システムにおいてコロニーに長期的に効果的に給餌・養殖することができ、最終的にはコロニーレベルでの繁殖を追跡し、温暖化が進む海域における繁殖と加入に対する従属栄養の影響を推測することができます。

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Research

JoVE Journal

Biology

Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta

853 ビュー.  National Museum of Marine Biology & Aquarium. 私たちの研究室では、サンゴの気候変動、抵抗性、回復力を理解し、生息域外養殖の役割を探ることに関心があります。具体的には、修復や研究に活用できるラボでのサンゴの養殖を目指しています。過去数年間で、繁殖を誘発し、放送産卵サンゴと繁殖サンゴの両方でサンゴのライフサイクル全体を完了できるなど、サンゴの生息域外養殖に大きな進歩が見られまし?...