Bu araştırma, Bilim ve Teknoloji Bakanlığı (Tayvan), MOST 111-2611-M-291-005 ve MOST 111-2811-M-291-001 hibe numaraları tarafından finanse edilmiştir.

1. Ex situ su ürünleri yetiştiriciliği tanklarında mercan kolonilerinin asılması
<ol><li>Mercan kolonilerini asmaya hazırlanmak için kültür tankının karşısına çentikli bir çubuk (uzunluk x genişlik x yükseklik: 75 cm x 1 cm x 3 cm) yerleştirin. NOT: Bu deneyde kullanılan asma çubuğu özel yapımdır, ancak çıkıntılı vidalara sahip basit bir PVC boru (yani, çentik görevi görecek), kültür tankının tepesine sabit bir şekilde yerleştirilebildiği ve mercanları tutacak kadar güçlü olduğu sürece yeterli olacaktır.</li>
	<li>~1,5 m uzunluğunda bir misina parçasını ölçün ( Malzeme Tablosuna bakın) ve ardından iki kez ikiye katlayın. NOT: Oltanın başlangıç uzunluğu, mercan kolonisinin kültür tankındaki istenen son konumuna göre seçilmelidir.</li>
	<li>Oltanın ilk uçlarına sahip olan katlanmış oltanın ucuna küçük bir el üstü düğüm atın. NOT: Düğümü attıktan sonra altta iki büyük ilmek, üstte bir küçük ilmek olmalıdır.</li>
	<li>Mercan kolonisini iki büyük ilmeğin ortasına, ilmekler koloninin etrafına yerleştirilecek ve suya asıldığında mercanı güvenli bir şekilde tutabilecek şekilde yerleştirin.</li>
	<li>Oltanın küçük üst halkasını asma çubuğundaki bir çentiğe asın (Şekil 1B).</li>
</ol>2. Mercan besleme
<ol><li>Besleme kabının yapılması<ol><li>Akrilik boru kullanarak dikdörtgen bir çerçeve oluşturun (uzunluk x genişlik x yükseklik: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Çerçevede sırasıyla beslenen ve beslenmeyen mercanların yerleştirilebileceği iki ayrı bölme yapın (Şekil 1C). NOT: Akrilik boru, hafif olduğu için (yani daha ağır PVC borunun aksine) kullanılmıştır ve bu nedenle besleme kabının kültür tanklarının içine/dışına daha kolay hareket etmesini kolaylaştırabilir.</li>
		<li>Çerçevenin altına ve yanlarına 100 μm plankton ağı yapıştırmak için sıcak tutkal tabancası kullanın.</li>
		<li>Kültür tankına yerleştirildiğinde besleme kabının yüzmesini önlemek için borulara (özellikle çerçevenin yanları ve alt kısmı boyunca) toplam ~10 küçük delik (0.5 cm çapında) açın.</li>
		<li>Besleme kabının her bir köşesindeki plankton ağından delikler (~0,5 cm çapında) açın.</li>
		<li>Köşe deliklerinden 8 cm uzunluğunda 0.5 cm çapında bir boru yerleştirin ve yerine sabitlemek için sıcak tutkal tabancası kullanın. NOT: Bu boru parçaları, besleme sırasında bir hava pompasına ve kabarcık taşlarına bağlanacaktır (daha fazla ayrıntı için bkz. adım 2.3.2).</li>
	</ol></li>
	<li>Artemia yetiştiriciliği<ol><li>Bağımsız bir besleme tankından 2 L deniz suyu toplayın ve deniz suyunu bir Artemia kuluçka kabına dökün (Şekil 1D). NOT: Protokolleri göstermek için kullanılan bu deneyde, Artemia yetiştiriciliği için iki kuluçka kabının hazırlanmasını gerektiren iki bağımsız tedaviye özel besleme tankı kullanılmıştır.</li>
		<li>Artemia kistlerini eklemeden önce yaklaşık 10 dakika boyunca kuluçka kabının dibine bağlı boruya bir hava pompası bağlayın.</li>
		<li>Beklerken, 8 g Artemia kistini ölçmek için bir terazi kullanın ( Malzeme Tablosuna bakın). NOT: Huang ve ark.19 tarafından önerildiği gibi 35 ayrı Artemia nauplii/mL'lik bir ortalama yoğunluk elde etmek için, 4 g Artemia kisti ile 1 L deniz suyu oranı kullanın.</li>
		<li>10 dakika sonra, 8 g Artemia kistini kuluçka kabına dökün.</li>
		<li>Artemia kistlerini 48 saat inkübe edin.</li>
	</ol></li>
	<li>Besleme tankının hazırlanması<ol><li>Besleme kabını, kabın üst kısmı su yüzeyinin üzerinde olacak şekilde besleme tankına yerleştirin.</li>
		<li>Besleme kabının köşe borusunun dış kısmını, besleme sırasında su sirkülasyonunu kolaylaştırmak için kabarcık taşlarına hava sağlayacak bir hava pompasına bağlayın.</li>
		<li>Beslemenin başlamasından ~ 5 dakika önce hava pompasını açın.</li>
	</ol></li>
	<li>Artemia nauplii zenginleştirme ve koleksiyon<ol><li>İstenilen besleme zamanından 2 saat önce kuluçka kabına 1,5 mL zenginleştirme diyeti ekleyin ( Malzeme Tablosuna bakın). NOT: Huang ve ark.19 tarafından 1 L deniz suyuna 0.75 mL zenginleştirme diyeti oranı önerilmektedir.</li>
		<li>2 saat sonra, kuluçka kabına hava sağlayan valfi kapatın.</li>
		<li>Ortam ışığını dışarıda bırakmak için kuluçka kabını bir karton kutu ile örtün ve Artemia nauplii'yi kabın dibine çekmek ve böylece canlı Artemia nauplii'nin boş kabuklardan ayrılmasını kolaylaştırmak için kuluçka kabının tabanına 5 dakika boyunca bir ışık kaynağı (cep telefonu feneri yeterlidir) yerleştirin.</li>
		<li>5 dakika sonra kutuyu ve ışık kaynağını çıkarın.</li>
		<li>Kuluçka kabının altına 3 L'lik bir ölçüm kabı yerleştirin.</li>
		<li>Artemia nauplii ve deniz suyu çözeltisinin ölçüm sürahisine akmasını sağlamak için boruyu kuluçka kabından ayırın; 1 L Artemia nauplii ve deniz suyu çözeltisi toplayın. NOT: İstenmeyen boş kabukları hariç tutmak için kuluçka kabındaki hacmin yalnızca yarısını toplayın.</li>
		<li>Besleme tankına yakın dururken, Artemia nauplii'yi (süzgeçte kalacak) deniz suyundan ayırmak için Artemia nauplii ve deniz suyu solüsyonunu 100 μm'lik bir süzgeçten dökün.</li>
		<li>Süzgeç içinde tutulan Artemia nauplii'yi besleme tankından su ile iki kez durulayın.</li>
		<li>Artemia nauplii artık kullanıma hazırdır.</li>
	</ol></li>
	<li>Mercan kolonilerini beslemek<ol><li>Adım 2.4.8'deki süzgeci besleme tankına yerleştirerek Artemia nauplii'yi boşaltın.</li>
		<li>Artemia nauplii'yi eşit olarak dağıtmak için tanktaki suyu elle karıştırın. NOT: Bu adımdan sonra Artemia nauplii yoğunluğunun "ön besleme" miktar tayini için numuneler toplayın (daha fazla ayrıntı için bkz. adım 3.1).</li>
		<li>Her bir asılı çubuğu (mercan kolonileri hala çubuktan sarkacak şekilde) kültür tankından besleme tankına taşıyın ve çubuğu, besleme tankının üstünde güvenli bir şekilde duracak şekilde konumlandırın. Mercanların havaya maruz kalma süresi mümkün olduğunca kısa tutulmalıdır. NOT: Kolonilerin birbirine değmediğinden ve yiyecekleri yakalamak için yeterli alana sahip olduğundan emin olun (örneğin, ~5 cm aralıklarla).</li>
		<li>Besleme sırasında ışık rahatsızlığını önlemek için besleme tanklarındaki ışıkları kapatın veya besleme tankını kapatmak için hava geçirmez olmayan bir kapak kullanın.</li>
		<li>Kolonilerin 4 saat boyunca rahatsız edilmeden beslenmesine izin verin.</li>
		<li>4 saat sonra, Artemia nauplii yoğunluğunun "besleme sonrası" miktar tayini için numuneleri toplayın (daha fazla ayrıntı için bkz. adım 3.1).</li>
	</ol></li>
	<li>Besleme sonrası temizlik<ol><li>Beslenme seansı tamamlandıktan sonra mercan kolonilerini çıkarın. Asma çubuklarını besleme tankından ayrı ayrı çıkarın ve kalan Artemia nauplii'yi çıkarmak için her bir mercanı ilgili kültür tankından deniz suyuyla iyice durulayın. NOT: Durulama sırasında kolonilerin ileri geri sallanması durumunda oluşabilecek hasar riskini azaltmak için kolonileri asılı değil, sabit bir yüzeyde durulayın. İlk transfere göre, mercanların havaya maruz kaldığı süreyi mümkün olduğunca kısa tutun.</li>
		<li>Asılı çubukları (mercanlar asılıyken) kültür tanklarına geri yerleştirin.</li>
		<li>Besleme kabını hava pompasına bağlayan boruları ayırın ve besleme kabını besleme tankından çıkarın.</li>
		<li>Kalan tüm Artemia nauplii'yi çıkarmak için besleme kabını temiz suyla iyice durulayın.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Artemia nauplii yoğunluğunun beslenme öncesi ve sonrası miktarının belirlenmesi
<ol><li>Numunelerin toplanması<ol><li>Numuneleri iki zaman noktasında toplayın: birincisi, Artemia nauplii boşaltıldığında ve besleme kabına eşit olarak dağıtıldığında (adım 2.5.2) ve yine besleme seansı tamamlandıktan sonra (adım 2.5.6).</li>
		<li>Her bir zaman noktası için, besleme kabının yüzeyinden, orta katmanından ve alt katmanından sırasıyla 20 mL su çekmek için üç şırınga kullanın.</li>
	</ol></li>
	<li>Numune seyreltme<ol><li>Her şırınga için 20 mL su örneğini bağımsız bir 500 mL behere aktarın.</li>
		<li>Behere 180 mL sıcak su (~60 °C) ekleyin (1:10 seyreltme). NOT: Sıcak su, sayımın doğruluğunu artırmak için Artemia nauplii'yi hareketsiz hale getirmek için kullanılır.</li>
		<li>9 oyuklu bir plakanın her bir kuyucuğuna beherden 2 mL su numunesi ekleyin. NOT: 2 mL numuneyi çekmeden önce Artemia nauplii'yi su sütununa eşit olarak dağıtmak için numuneyi beherde karıştırın.</li>
		<li>6.5x büyütme kullanarak stereo mikroskop altında her bir kuyucuktaki Artemia nauplii sayısını sayın ( Malzeme Tablosuna bakın).</li>
	</ol></li>
	<li>Artemia nauplii'nin yoğunluğunun hesaplanması<ol><li>mL başına Artemia nauplii sayısını elde etmek için her bir oyuktaki Artemia nauplii sayısını 2'ye bölün. Ardından, Artemia nauplii yoğunluğunu hesaplamak için bu sayıyı 10 ile çarpın (seyreltmeyi hesaba katmak için).</li>
		<li> Artemia nauplii'nin besleme öncesi ve sonrası arasındaki yoğunluğunu karşılaştırmak için Artemia nauplii'nin ortalama yoğunluğunu (yani, beslemeden önce ve sonra 27 kuyu tekrarındaki ortalama yoğunluk) hesaplayın.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Mercan larvalarının toplanması
<ol><li>Larva toplama kabının yapılması (Şekil 1E)<ol><li>6 L'lik bir plastik su şişesi seçin ve şişenin altını tamamen kesin. NOT: Bu açıklık, kolonileri larva toplama kabının içine ve dışına aktarmak için kullanılacaktır.</li>
		<li>Şişenin her iki tarafından ~15 cm x 20 cm'lik bir dikdörtgen keserek iki pencere oluşturun. NOT: ~15 cm çapındaki mercanlar için 6 L'lik bir plastik su şişesi uygundur; Şişenin boyutunu, çalışılan mercanların boyutuna göre değiştirin.</li>
		<li>Pencerelerin her birine 100 μm'lik bir plankton ağı yapıştırmak için sıcak tutkal tabancası ve ardından epoksi kullanın.</li>
		<li>Şişenin tabanının her iki tarafında iki küçük delik (~0,5 cm çapında) oluşturun.</li>
		<li>İki küçük delikten bir ip koyun ve larva toplama kabını asma çubuğuna asmak için bir tutamak oluşturmak için her iki ucunu bağlayın.</li>
		<li>İlk kullanımdan önce, tutkal kalıntılarını gidermek için şişeleri en az 24 saat boyunca bir akış tankına (mercan içermeyen) yerleştirin.</li>
	</ol></li>
	<li>Mercan toplama için hazırlanıyor<ol><li>Larva toplama kabını tamamen kültür tankına daldırın.</li>
		<li>Hem koloniyi hem de kabı suya batırılmış halde tutarak koloniyi larva toplama kabına yerleştirin.</li>
		<li>Larva toplama kabının sapını asma çubuğuna asın. NOT: Astıktan sonra, toplama kabının üst kısmının sudan ~3 cm yukarıda olduğundan emin olun.</li>
		<li>Tüm koloniler larva toplama kaplarına girene kadar 4.2.1-4.2.3 adımlarını tekrarlayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Mercan larvalarının toplanması ve numaralandırılması<ol><li>3 L'lik bir ölçüm kabı, bir kase, 3 mL'lik bir pipet ve 50 mL'lik tüpler hazırlayın.</li>
		<li>Oltayı asma çubuğundan çıkarın ve bir koloniyi larva toplama kabından çıkarın. Koloniyi hemen kültür tankına geri koyun. NOT: Havaya maruz kalma süresinin mümkün olduğunca kısa olduğundan emin olun.</li>
		<li>Bir elinizi larva toplama kabının kapak ucuna yerleştirin. NOT: Larva toplama kabı su ile doldurulduğunda ağır olabilir. Uygun destek olmadan, kap sudan çıkarılırken kırılabilir.</li>
		<li>Larva toplama kabını "tutamağı" asma çubuğundan çıkarın.</li>
		<li>Larva toplama kabını yavaşça sudan çıkarın.</li>
		<li>Fazla suyun larva toplama kabı pencerelerinden tanka geri akmasını sağlamak için toplama kabını kültür tankının üzerinde yaklaşık 45°'lik bir açıyla birkaç saniye tutun. NOT: Larvaların kabın üstünden dökülme olasılığını azaltmak için kabı 45°'yi geçecek açıyla açmayın.</li>
		<li>Larva toplama kabını tanktan çıkarın ve ölçüm kabının üzerine yerleştirin.</li>
		<li>Kapağı sökmeden önce, kapağa orta miktarda basınç uygulamak için bir parmağınızı kullanın ve ardından kapağı sökün. NOT: Toplama kabının içindeki su, önce parmağınızla desteklenmezse (yani potansiyel olarak larva kaybına neden olursa) kapak çıkarıldığında hızlı bir şekilde serbest bırakılabilir.</li>
		<li>Ölçüm kabının içindeki suyun bir kısmını bir kaseye aktarın.</li>
		<li>Larvaları 50 mL'lik bir tüpe taşımak için 3 mL'lik bir pipet kullanarak kasedeki larva sayısını manuel olarak sayın. NOT: Bazı larvaların pipetin içine sıkışabileceğini unutmayın. Böyle bir durumda, pipete biraz deniz suyu çekin ve larvaları gevşetmek için pipeti bir parmağınızla kapatırken hafifçe sallayın.</li>
		<li>Tüm larvalar sayılana kadar 4.3.9 ve 4.3.10 adımlarına devam edin. Bu aşamada, larvalar sonraki deneylerde kullanılabilir.</li>
		<li>Diğer tüm mercan kolonileri için 4.3.2-4.3.10 adımlarını tekrarlayın. NOT: Ölçü kabı ve kase koloniler arasında durulanmalıdır.</li>
		<li>Sayım bittikten sonra, her toplama kabını, özellikle pencereleri temiz suyla iyice durulayın.</li>
	</ol></li>
</ol>

Pocillopora acuta'nın Ex Situ Kültürü ve Etkili Besleme Teknikleri

Yazarların birbiriyle çelişen finansal çıkarları veya diğer çıkar çatışmaları yoktur.

Sıcaklık ve beslenmenin mercan üremesi üzerindeki etkisine ilişkin bu ön değerlendirme, farklı tedavi koşulları altında kültürlenen koloniler arasında üreme çıktısı ve zamanlamasındaki farklılıkları ortaya çıkardı. Ayrıca, Artemia nauplii'nin mercan kolonilerine beslenmesinin nispeten soğuk (24 ° C) ve ılık sıcaklıklarda (28 ° C) etkili olduğu görülmüştür. Bu birleşik bulgular, bu basit tekniklerin, skleraktin mercanlarının (örnek olarak P. acuta kullanılarak...

Küresel olarak birçok mercan resifi ekosistemi, iklim değişikliğinin neden olduğu yüksek sıcaklık stresinin bir sonucu olarak kayboluyorve bozuluyor 1,2. Mercan ağartması (yani, mercan-alg simbiyozununparçalanması 3) son4'te nispeten nadir olarak kabul edildi, ancak şimdi daha sık meydana geliyor5, yıllık ağartmanın yüzyılın ortalarından sonlarına kadar birçok bölgede meydana gelmesi bekleniyor 6,7. Ağartma olayları arasındaki ara sürenin bu şekilde kısalması, resif esnekliğikapasitesini sınırlayabilir 8. Yüksek sıcaklık stresinin mercan kolonileri üzerindeki doğrudan etkileri (örneğin, doku hasarı9; enerji tükenmesi10), resif ölçeğindeki dolaylı etkilerle içsel olarak bağlantılıdır ve üreme / işe alım kapasitesindeki bir azalma özellikle endişe vericidir11. Bu, örneğin, işe alımın aktif yerinde iyileştirilmesi (örneğin, resif tohumlama12), mercan restorasyonunun ölçeklendirilmesi için yeni teknolojiler 13 ve ex situ sistemlerde üremeyi teşvik etmek için üreme ipuçlarının simülasyonu14. Bu aktif müdahalelerin tamamlayıcısı, yüksek sıcaklık stresialtında mercanlarda heterotrofik beslenmenin avantajlarının yakın zamanda tanınması 15 ve gıda tedarikinin üremede oynayabileceği rolün araştırılmasıdır16.
Heterotrofik beslenmenin mercanlarınperformansını etkilediği bilinmektedir 17 ve özellikle artan mercan büyümesi18,19 ve ayrıca termal direnç ve esneklik 20,21 ile bağlantılıdır. Yine de, heterotrofinin faydaları mercan türleriarasında her yerde bulunmaz 22 ve tüketilen yiyeceğin türüne23 ve ışığa maruz kalma düzeyine24 göre farklılık gösterebilir. Mercan üremesi bağlamında, heterotrofik beslenme, heterotrofik beslenmeyi takiben daha yüksek25 ve daha düşük26 üreme kapasitesi gözlemleri ile değişken sonuçlar göstermiştir. Heterotrofik beslenmenin bir sıcaklık spektrumunda mercan üremesi üzerindeki etkisi nadiren değerlendirilir, ancak ılıman mercan Cladocora caespitosa'da heterotrofinin daha düşük sıcaklık koşullarında üreme için daha önemli olduğu bulunmuştur27. Belirli resiflerin (örneğin, yüksek gıda mevcudiyeti ile ilişkili resifler28) iklim değişikliği altında işe alım için daha yüksek bir kapasiteye sahip olup olmadığını belirlemek için sıcaklığın ve beslenmenin üreme çıktısı üzerindeki rolünün daha iyi anlaşılması muhtemeldir.
Üreme çıktısına benzer şekilde, mercanlarda sıcaklık ve beslenmenin üreme zamanlaması üzerindeki etkisi, üremenin abiyotik/biyotik koşullarla senkronizasyonunun, ısınan bir okyanusta işe alım başarısı için önemli bir husus olmasına rağmen, nispeten az çalışılmıştır29. Daha yüksek sıcaklıkların, laboratuvarda30 yapılan mercan ısıl koşullandırma çalışmalarında daha erken üreme ile sonuçlandığı gösterilmiştir ve bu,31. mevsimlerde doğal resiflerden toplanan mercanlarda da gözlenmiştir. Yine de, ilginç bir şekilde, son zamanlarda tam tersi bir eğilim, 1 yıl boyunca ex situ akış sisteminde kültürlenen beslenen mercanlarda gözlemlenmiştir (yani, üreme, daha soğuk kış sıcaklıklarında ay döngüsünün başlarında ve daha sonra daha sıcak yaz sıcaklıklarında ay döngüsünde meydana gelmiştir)32. Bu zıt sonuç, üreme zamanlamasının, bol miktarda enerji kaynağı ile ilişkili koşullar altında tipik kalıplardan sapabileceğini göstermektedir.
Farklı sıcaklık senaryoları altında uzun süreli kontrollü deneyler, skleraktin mercanlarında heterotrofinin üreme üzerindeki etkisinin daha iyi anlaşılmasına katkıda bulunabilir. Bununla birlikte, çoklu üreme döngüleri için ex situ koşullar altında üreyen mercan kolonilerini korumak zor olabilir (ancak önceki araştırmalara bakın32,33). Burada, akışlı bir su ürünleri yetiştiriciliği sisteminde kuluçkalık bir mercanın (Pocillopora acuta) aktif beslenmesi (besin kaynağı: Artemia nauplii) ve uzun vadeli kültürü için basit ve etkili teknikler açıklanmaktadır; Yine de, açıklanan tüm tekniklerin devridaim su ürünleri yetiştiriciliği sistemlerinde de kullanılabileceğine dikkat edilmelidir. Bu teknikleri göstermek için, "beslenmiş" ve "beslenmemiş" tedaviler altında 24 ° C ve 28 ° C'de tutulan mercan kolonilerinin üreme çıktısı ve zamanlamasının bir ön karşılaştırması yapılmıştır. Bu sıcaklıklar, güney Tayvan'da sırasıyla kış ve yaz aylarında deniz suyu sıcaklıklarına yaklaşmak için seçilmiştir30,34; Daha yüksek bir sıcaklık seçilmedi, çünkü mercanların termal strese tepkisini test etmek yerine uzun vadeli ex situ kültürün teşvik edilmesi bu deneyin birincil amacıydı. Ayrıca, besleme seanslarından önce ve sonra Artemia nauplii'nin yoğunluğu, her iki sıcaklık işleminde heterotrofik beslemenin fizibilitesini karşılaştırmak için ölçüldü.
Spesifik olarak, 24 koloni P. acuta (ortalama toplam doğrusal uzantı ± standart sapma: 21.3 cm ± 2.8 cm), Tayvan'ın güneyindeki Ulusal Deniz Biyolojisi ve Akvaryum Müzesi'nin araştırma tesislerindeki akış tanklarından elde edildi. Pocillopora acuta, hem yayın yumurtlamasına hem de tipik olarak kuluçka üreme stratejisine sahip yaygın bir mercan türüdür35,36. Bu mercanların ana kolonileri, yaklaşık 2 yıl önce başka bir deney32 için Outlet resifinden (21.931 ° E, 120.745 ° N) toplandı. Sonuç olarak, bu deneyde kullanılan mercan kolonileri, tüm yaşamları boyunca ex situ kültür koşulları altında yetiştirilmiştir; spesifik olarak, koloniler ortam sıcaklığına ve 250 μmol quanta m−2·s−1'de 12 saat:12 saat aydınlık: karanlık döngüye maruz bırakıldı ve haftada iki kez Artemia nauplii ile beslendi. Bu uzun vadeli ex situ kültürün, kolonilerin bu deneydeki tedavi koşullarına nasıl tepki verdiğini etkilemiş olabileceğinin farkındayız. Bu nedenle, buradaki birincil amacın, sıcaklığın ve beslenmenin mercan üremesi üzerindeki etkilerinin değerlendirildiği uygulamalı bir örnek göstererek, açıklanan tekniklerin mercanları ex situ kültürlemek için nasıl etkili bir şekilde kullanılabileceğini göstermek olduğunu vurgulamak isteriz.
Mercan kolonileri, altı akış sistemli kültür tankına eşit olarak dağıtıldı (tank iç uzunluğu x genişlik x yükseklik: 175 cm x 62 cm x 72 cm; tank ışık rejimi: 12 saat: 12 saat ışık: 250 μmol quanta m−2·s−1'de karanlık döngü) (Şekil 1A). Tankların üçündeki sıcaklık 28 °C'ye ve diğer üç tanktaki sıcaklık 24 °C'ye ayarlandı; her tankta her 10 dakikada bir sıcaklığı kaydeden bir kaydedici vardı (Malzeme Tablosuna bakın). Sıcaklık, soğutucular ve ısıtıcılar kullanılarak her tankta bağımsız olarak kontrol edildi ve akış motorları kullanılarak su sirkülasyonu sağlandı (Malzeme Tablosuna bakınız). Her tanktaki kolonilerin yarısı (n = 2 koloni/tank) haftada iki kez Artemia nauplii ile beslenirken, diğer koloniler beslenmedi. Her besleme seansı 4 saat sürdü ve iki bağımsız sıcaklığa özel besleme tankında gerçekleştirildi. Besleme sırasında, kolonilerin tanklar arasında hareket etmesinin potansiyel stres etkisini standartlaştırmak için, beslenmemiş koloniler de dahil olmak üzere tüm koloniler besleme tanklarına taşındı. Beslenen ve beslenmeyen tedavilerdeki koloniler, sıcaklığa özgü besleme tankları içinde örgülü bir çerçeve kullanılarak kendi bölmelerine yerleştirildi, böylece sadece beslenen durumdaki koloniler yiyecek aldı. Mercan üreme çıktısı ve zamanlaması, her koloni için her gün saat 09:00'da, gece boyunca larva toplama kaplarına bırakılan larva sayısı sayılarak değerlendirildi.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Artemia cysts&#160;</td>
			<td>Supreme plus</td>
			<td>NA</td>
			<td>Food source&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chiller</td>
			<td>Resun</td>
			<td>CL650</td>
			<td>To cool down water temperature if needed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductivity portable meter</td>
			<td>WTW</td>
			<td>Cond 3110</td>
			<td>To measure salinity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enrichment diets</td>
			<td>Omega</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used in Artemia cultivation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishing line</td>
			<td>Super</td>
			<td>Nylon monofilament</td>
			<td>To hang the coral colonies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow motors</td>
			<td>Maxspect</td>
			<td>GP03</td>
			<td>To create water flow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater 350 W</td>
			<td>ISTA</td>
			<td>NA</td>
			<td>Heaters used in tanks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HOBO pendant temperature logger</td>
			<td>Onset Computer</td>
			<td>UA-002-08</td>
			<td>To record water temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED lights</td>
			<td>Mean Well</td>
			<td>FTS: HLG-185H-36B</td>
			<td>NA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light portable meter</td>
			<td>LI-COR</td>
			<td>LI-250A</td>
			<td>Device used with light sensor to measure light intensity in PAR</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light sensor</td>
			<td>LI-COR</td>
			<td>LI-193SA</td>
			<td>NA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plankton net 100 &#181;m mesh size</td>
			<td>Omega</td>
			<td>NA</td>
			<td>To collect larvae and artemia&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary pump 6000 L/H</td>
			<td>Mr. Aqua</td>
			<td>BP6000</td>
			<td>To draw water from tanks into chiller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propeller-type current meter</td>
			<td>KENEK</td>
			<td>GR20</td>
			<td>Device used with propeller-type detector to measure flow rate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propeller-type detector</td>
			<td>KENEK</td>
			<td>GR3T-2-20N</td>
			<td>NA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C&#160;</td>
			<td>To count the number of artemia&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller 1000 W</td>
			<td>Rep Park</td>
			<td>O-RP-SDP-1</td>
			<td>To set and maintain water temperature</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

effective techniques for the feeding and ex situ culture of a brooding scleractinian coral, pocillopora acuta

İklim değişikliği, küresel olarak mercanların hayatta kalmasını, büyümesini ve işe alınmasını etkiliyor ve önümüzdeki birkaç on yıl içinde resif ekosistemlerinde bolluk ve topluluk kompozisyonunda büyük ölçekli değişimler bekleniyor. Bu resif bozulmasının tanınması, bir dizi yeni araştırma ve restorasyona dayalı aktif müdahaleye yol açmıştır. Ex situ su ürünleri yetiştiriciliği, sağlam mercan kültürü protokollerinin oluşturulması (örneğin, uzun vadeli deneylerde sağlığı ve üremeyi iyileştirmek için) ve tutarlı bir anaç tedarikinin sağlanması (örneğin, restorasyon projelerinde kullanım için) yoluyla destekleyici bir rol oynayabilir. Burada, kuluçkalık skleraktin mercanlarının beslenmesi ve ex situ kültürü için basit teknikler, örnek olarak yaygın ve iyi çalışılmış mercan Pocillopora acuta kullanılarak özetlenmiştir. Bu yaklaşımı göstermek için, mercan kolonileri farklı sıcaklıklara (24 °C'ye karşı 28 °C) ve besleme işlemlerine (beslenmiş ve beslenmemiş) maruz bırakıldı ve üreme çıktısı ve zamanlaması ile Artemia nauplii'yi her iki sıcaklıkta da mercanlara beslemenin fizibilitesi karşılaştırıldı. Üreme çıktısı, sıcaklık tedavileri arasında gözlemlenen farklı eğilimlerle koloniler arasında yüksek farklılıklar gösterdi; 24 °C'de, beslenen koloniler, beslenmemiş kolonilerden daha fazla larva üretti, ancak 28 °C'de kültürlenen kolonilerde bunun tersi bulundu. Tüm koloniler dolunaydan önce üremiştir ve üreme zamanlamasındaki farklılıklar sadece 28 ° C muamelesinde beslenmemiş koloniler ile 24 ° C muamelesinde beslenen koloniler arasında bulunmuştur (ortalama üreme günü ± standart sapma: sırasıyla 2.5 ± 6.5 ve 11.1 ± 2.6). Mercan kolonileri, her iki tedavi sıcaklığında da Artemia nauplii ile verimli bir şekilde beslendi. Önerilen bu besleme ve kültür teknikleri, hem akışlı hem de devridaim su ürünleri yetiştiriciliği sistemlerinde çok yönlü uygulanabilirlik ile mercan stresinin azaltılmasına ve üreme ömrünün uygun maliyetli ve özelleştirilebilir bir şekilde desteklenmesine odaklanmaktadır.

Many coral reef ecosystems globally are being lost and degraded as a result of high-temperature stress driven by climate change1,2. Coral bleaching (i.e., the breakdown of the coral-algal symbiosis3) was considered relatively rare in the past4 but is now occurring more frequently5, with annual bleaching expected to occur in many regions by&#160;mid to late century6,7. This shortening of the interim period between bleaching events can limit the capacity for reef resilience8. The direct impacts of high-temperature stress on coral colonies (e.g., tissue damage9; energy depletion10) are intrinsically linked to indirect impacts at the reef-scale level, of which a reduction in reproductive/recruitment capacity is of particular concern11. This has spurred a range of applied research exploring, for example, the active in situ enhancement of recruitment (e.g., reef seeding12), new technologies for scaling-up coral restoration13, and the simulation of reproductive cues to induce reproduction in ex situ systems14. Complementary to these active interventions are the recent recognition of the advantages of heterotrophic feeding in corals under high-temperature stress15 and the exploration of the role that food provision may play in reproduction16.
Heterotrophic feeding is known to influence the performance of corals17 and has been specifically linked to increased coral growth18,19, as well as thermal resistance and resilience20,21. Yet, the benefits of heterotrophy are not ubiquitous among coral species22 and can differ based on the type of food being consumed23, as well as the level of light exposure24. In the context of coral reproduction, heterotrophic feeding has shown variable results, with observations of higher25 as well as lower26 reproductive capacity following heterotrophic feeding being reported. The influence of heterotrophic feeding on coral reproduction across a spectrum of temperatures is rarely assessed, yet in the temperate coral Cladocora caespitosa, heterotrophy was found to be more important for reproduction under lower temperature conditions27. A better understanding of the role of temperature and feeding on reproductive output is likely needed to determine whether specific reefs (e.g., reefs associated with high food availability28) possess a higher capacity for recruitment under climate change.
Similar to reproductive output, the effect of temperature and feeding on reproductive timing in corals remains relatively understudied, despite the synchronization of reproduction with abiotic/biotic conditions being an important consideration for recruitment success in a warming ocean29. Warmer temperatures have been shown to result in earlier reproduction in coral thermal conditioning studies conducted in the lab30, and this has also been observed in corals collected from natural reefs across seasons31. Yet, interestingly the opposite trend was recently observed in fed corals cultured over the course of 1 year in an ex situ flow-through system (i.e., reproduction occurred earlier in the lunar cycle at cooler winter temperatures and later in the lunar cycle at warmer summer temperatures)32. This contrasting result suggests that reproductive timing may stray from typical patterns under conditions associated with abundant energetic resources.
Long-term controlled experiments under different temperature scenarios could contribute to a better understanding of the influence of heterotrophy on reproduction in scleractinian corals. Maintaining reproducing coral colonies under ex situ conditions for multiple reproductive cycles, however, can be challenging (but see previous research32,33). Herein, straightforward and effective techniques for the active feeding (food source: Artemia nauplii) and long-term culture of a brooding coral (Pocillopora acuta) in a flow-through aquaculture system are described; yet, it should be noted that all the techniques described can also be used in recirculating aquaculture systems. To demonstrate these techniques, a preliminary comparison of the reproductive output and timing of coral colonies held at 24 &#176;C and 28 &#176;C under &#34;fed&#34; and &#34;unfed&#34; treatments was conducted. These temperatures were chosen to approximate seawater temperatures in winter and summer, respectively, in southern Taiwan30,34; a higher temperature was not chosen because the promotion of long-term ex situ culture, rather than testing coral response to thermal stress, was a primary goal of this experiment. Further, the density of Artemia nauplii before and after the feeding sessions was quantified&#160;to compare the feasibility of heterotrophic feeding at both temperature treatments.
Specifically, 24 colonies of P. acuta (mean total linear extension &#177; standard deviation: 21.3 cm &#177; 2.8 cm) were obtained from flow-through tanks at the research facilities of the National Museum of Marine Biology &#38; Aquarium, southern Taiwan. Pocillopora&#8203;&#160;acuta is a common coral species that possesses both a broadcast spawning, but&#160;typically brooding reproductive strategy35,36. The parent colonies of these corals were originally collected from the Outlet reef (21.931&#176;E, 120.745&#176;N) approximately 2 years earlier for another experiment32. Consequently, the coral colonies used in the present experiment had been reared for their entire lives under ex situ culture conditions; specifically, the colonies were exposed to ambient temperature and a 12 h:12 h light: dark cycle at 250 &#181;mol quanta m&#8722;2&#183;s&#8722;1 and were fed Artemia nauplii twice per week. We recognize that this long-term ex situ culture could have affected how the colonies responded to the treatment conditions in this experiment. We, therefore, would like to emphasize that the primary aim here is to illustrate how the described techniques can be effectively used to culture corals ex situ by demonstrating an applied example wherein the effects of temperature and feeding on coral reproduction were assessed.
Coral colonies were evenly distributed across six flow-through system culture tanks (tank interior length x width x height: 175 cm x 62 cm x 72 cm; tank light regime: 12 h:12h light:dark cycle at 250 &#181;mol quanta m&#8722;2&#183;s&#8722;1) (Figure 1A). The temperature in three of the tanks was set at 28 &#176;C, and the temperature in the other three tanks was set at 24 &#176;C; each tank had a logger that recorded the temperature every 10 min (see the Table of Materials). The temperature was independently controlled in each tank using chillers and heaters, and water circulation was maintained using flow motors (see the Table of Materials). Half of the colonies in each tank (n = 2 colonies/tank) were fed Artemia nauplii twice per week, while the other colonies were not fed. Each feeding session was 4 h in duration and was conducted in two independent temperature-specific feeding tanks. During feeding, all the colonies were moved into the feeding tanks, including the unfed colonies, to standardize the potential stress effect of moving the colonies between the tanks. The colonies in the fed and unfed treatments were positioned in their own compartment using a meshed frame within the temperature-specific feeding tanks so that only the colonies in the fed condition received food. The coral reproductive output and timing were assessed for each colony daily at 09:00 A.M. by counting the number of larvae that had been released into the larval collection containers overnight.

Yazar Spotlight: İklim Değişikliği Direnci, Ex Situ Su Ürünleri Yetiştiriciliği ve Üreme Stratejilerini Keşfederek Mercan Araştırmalarını İlerletmek 

Kuluçkalık Skleraktin Mercanının Beslenmesi ve Ex Situ Kültürü için Etkili Teknikler, Pocillopora acuta

Our lab is interested in understanding climate change, resistance, and resilience in coral and exploring ex-situ aquaculture's role. Specifically, we aim to cultivate coral in a lab that can be used for restoration and research efforts. Over the past few years, we have seen major advances in coral ex-situ aquaculture, including being able to induce reproduction, as well as complete the entire coral life cycle in both broadcast spawning and brooding corals.Maintaining the long-term reproduction of brooding corals in the lab is usually quite challenging, with reproduction typically stopping after a few months. However, we found that if we culture the colonies together in mesocosm tanks and provide them with supplemental food, they can continue to produce larvae each month. In general, we have a good understanding of how feeding and temperature independently affect coral reproduction, but their interactive effects remain relatively understudied.For example, heterotrophy may have different benefits, or limitations at warmer compared to cooler temperatures. Using the protocols that we have described, we can effectively feed and culture the colonies long-term in X2 aquaculture systems, and can ultimately track the reproduction at the colony level to help infer the influence of heterotrophy on reproduction, and recruitment in a warming ocean.

Açıklanan protokoller, (1) farklı beslenme ve sıcaklık tedavileri arasında bireysel mercan kolonilerinin üreme çıktısının ve zamanlamasının karşılaştırılmasına ve (2) Artemia nauplii'nin farklı sıcaklıklarda beslenmesinin fizibilitesinin değerlendirilmesine izin verdi. Burada, bulguların kısa bir özeti verilmiştir, ancak bu deneyin kısa vadeli doğası (yani, sadece bir üreme döngüsü) ve ex situ koşullara alışmış mercan kolonilerinin kullanımı nedeniyle, sıcaklı...

Watch this Scientific Journal Video about Advancing Coral Research by Exploring Climate Change Resistance, Ex Situ Aquaculture, and Reproduction Strategies at JoVE.com

İklim değişikliği küresel olarak mercan kayalığı ekosistemlerini etkiliyor. Ex situ su ürünleri yetiştiriciliği sistemlerinden elde edilen mercanlar, restorasyon ve araştırma çabalarını desteklemeye yardımcı olabilir. Burada, kuluçkalık skleraktin mercanların ex situ uzun süreli bakımını teşvik etmek için kullanılabilecek besleme ve mercan kültürü teknikleri özetlenmiştir.

Climate change is affecting the survival, growth, and recruitment of corals globally, with large-scale shifts in abundance and community composition ...

Laboratuvarımız, mercanlarda iklim değişikliğini, direnci ve dayanıklılığı anlamak ve ex-situ su ürünleri yetiştiriciliğinin rolünü keşfetmekle ilgilenmektedir. Özellikle, restorasyon ve araştırma çabaları için kullanılabilecek bir laboratuvarda mercan yetiştirmeyi amaçlıyoruz. Son birkaç yılda, mercan ex-situ su ürünleri yetiştiriciliğinde, üremeyi indükleyebilmek ve hem yayın yumurtlama hem de kuluçka mercanlarında tüm mercan yaşam döngüsünü tamamlayabilmek de dahil olmak üzere büyük ilerlemeler gördük.Laboratuvarda kuluçka mercanların uzun süreli üremesini sürdürmek genellikle oldukça zordur ve üreme tipik olarak birkaç ay sonra durur. Bununla birlikte, kolonileri mezokozm tanklarında birlikte kültürlediğimizde ve onlara ek gıda sağladığımızda, her ay larva üretmeye devam edebileceklerini bulduk. Genel olarak, beslenme ve sıcaklığın bağımsız olarak mercan üremesini nasıl etkilediğine dair iyi bir anlayışa sahibiz, ancak etkileşimli etkileri nispeten az çalışılmıştır.Örneğin, heterotrofinin daha düşük sıcaklıklara kıyasla daha sıcakta farklı faydaları veya sınırlamaları olabilir. Tanımladığımız protokolleri kullanarak, X2 akuakültür sistemlerinde kolonileri uzun vadede etkili bir şekilde besleyebilir ve kültürleyebiliriz ve nihayetinde heterotrofinin üreme üzerindeki etkisini ve ısınan bir okyanusta işe alım üzerindeki etkisini anlamaya yardımcı olmak için koloni düzeyinde üremeyi izleyebiliriz.

effective-techniques-for-feeding-ex-situ-culture-brooding

Research

JoVE Journal

Biology

Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta

854 Görüntüleme.  National Museum of Marine Biology & Aquarium. Laboratuvarımız, mercanlarda iklim değişikliğini, direnci ve dayanıklılığı anlamak ve ex-situ su ürünleri yetiştiriciliğinin rolünü keşfetmekle ilgilenmektedir. Özellikle, restorasyon ve araştırma çabaları için kullanılabilecek bir laboratuvarda mercan yetiştirmeyi amaçlıyoruz. Son birkaç yılda, mercan ex-situ su ürünleri yetiştiriciliğinde, üremeyi indükleyebilmek ve hem yayın yumurtlama hem de kuluçka mercanlarında tüm mercan yaşam döngüsünü tamam...

Video: Yazar Spotlight: İklim Değişikliği Direnci, Ex Situ Su Ürünleri Yetiştiriciliği ve Üreme Stratejilerini Keşfederek Mercan Araştırmalarını İlerletmek 

Climate change is affecting the survival, growth, and recruitment of corals globally, with large-scale shifts in abundance and community composition expected in reef ecosystems over the next several decades. Recognition of this reef degradation has prompted a range of novel research- and restoration-based active interventions. Ex situ aquaculture can play a supporting role through the establishment of robust coral culture protocols (e.g., to improve health and reproduction in long-term experiments) and through the provision of a consistent broodstock supply (e.g., for use in restoration projects). Here, simple techniques for the feeding and ex situ culture of brooding scleractinian corals are outlined using the common and well-studied coral, Pocillopora acuta, as an example. To demonstrate this approach, coral colonies were exposed to different temperatures (24 &#176;C vs. 28 &#176;C) and feeding treatments (fed vs. unfed) and the reproductive output and timing, as well as the feasibility of feeding Artemia nauplii to corals at both temperatures, was compared. Reproductive output showed high variation across colonies, with differing trends observed between the temperature treatments; at 24 &#176;C, fed colonies produced more larvae than unfed colonies, but the opposite was found in colonies cultured at 28 &#176;C. All colonies reproduced before the full moon, and differences in reproductive timing were only found between unfed colonies in the 28 &#176;C treatment and fed colonies in the 24 &#176;C treatment (mean lunar day of reproduction &#177; standard deviation: 6.5 &#177; 2.5 and 11.1 &#177; 2.6, respectively). The coral colonies fed efficiently on Artemia nauplii at both treatment temperatures. These proposed feeding and culture techniques focus on the reduction of coral stress and the promotion of reproductive longevity in a cost-effective and customizable manner, with versatile applicability in both flow-through and recirculating aquaculture systems.

Climate change is impacting coral reef ecosystems globally. Corals sourced from ex situ aquaculture systems can help support restoration and research efforts. Herein, feeding and coral culture techniques that can be used to promote the long-term maintenance of brooding scleractinian corals ex situ are outlined.

Biyoloji

Hanging Pocillopora acuta Colonies in Ex Situ Aquaculture Tanks

Begin by positioning a notched bar, also called a hanging bar, across the culture tank for hanging the coral colonies in place. Put the coral colony between the two large loops, ensuring the loops are positioned securely around the colony for stable hanging in water. Hook the smaller top loop of the fishing line into a notch on the hanging bar.

Ex Situ Su Ürünleri Tanklarında Asılı Pocillopora acuta Kolonileri

Feeding Pocillopora acuta with Artemia Nauplii

Feeding  Pocillopora acuta with  Artemia Nauplii  

Collect two liters of seawater from an independent feeding tank and pour it into an Artemia hatching container. Next, connect an air pump to the tubing connected to the bottom of the hatching container, and let it run for approximately 10 minutes before adding the Artemia cysts. While waiting, measure eight grams of Artemia cysts using a weighing balance.After 10 minutes, pour the measured Artemia cysts into the hatching container. Next, prepare the feeding tank by placing the feeding container into it, ensuring the top remains above the water surface. Connect the outer portion of the feeding container's corner tubing to an air pump that supplies air to the bubble stones to ensure proper water circulation during feeding.To enrich Artemia Nauplii, add 1.5 milliliters of enrichment diet to the hatching container two hours before the desired feeding time. After two hours, turn off the valve supplying air to the hatching container. After placing a light source at the base of the hatching container, cover it with a cardboard box to exclude ambient light.Allow the light to attract Artemia Nauplii to the bottom of the container for five minutes to separate live Artemia Nauplii from empty shells. After five minutes, remove the box and light source. Place a three liter measuring jug beneath the hatching container.Detach the tubing from the hatching container, allowing the Artemia Nauplii and seawater solution to flow into the jug and collect one liter of the solution within close proximity to the feeding tank. Pour the Artemia Nauplii and seawater solution through a 100 micrometer strainer to separate them from the sea water. Then rinse the Artemia Nauplii inside the strainer twice with water from the feeding tank.Place the strainer into the feeding tank to unload the Artemia Nauplii. Next, stir the water in the tank to evenly distribute the Nauplii throughout the tank. Move each hanging bar with the attached coral colonies from the culture tank to the feeding tank.Ensure the hanging bar is securely positioned across the top of the feeding tank. Remove the coral colonies after the four hour feeding session by taking the hanging bars out of the feeding tank. Thoroughly rinse each coral with sea water from the respective culture tanks.To remove residual Artemia Nauplii, place the hanging bars with the attached corals back into their respective culture tanks.

Pocillopora acuta'yı Artemia Nauplii ile beslemek

Quantifying Artemia Nauplii Density Pre- and Post-Feeding of Pocillopora acuta

To quantify Artemia Nauplii used for coral feeding experiments, collect the samples at two time points. At each time point, use three syringes to collect 20 milliliters of water from the feeding container's surface, middle layer, and bottom layer. Transfer the collected water sample into individual 500-milliliter beakers.Next, add 180 milliliters of hot water, approximately 60 degrees Celsius, to the beaker to achieve a 1 to 10 dilution. Add two milliliters of water sample from the beaker into each well of a six-well plate. Next, using a stereo microscope, set to 6.5 times magnification.Count the number of Artemia Nauplii in each well. Density measurements of Artemia Nauplii before and after coral feeding sessions showed that the initial assessment at T0 showed no difference in both temperature treatments. After two and four weeks of culture, the Artemia Nauplii density was lower after feeding in both temperature treatments.There was no difference in the pre-feeding density between temperature treatments, or the post-feeding density between temperature treatments at any of the three time points assessed.

Pocillopora acuta'nın Artemia Nauplii Yoğunluğunun Beslenme Öncesi ve Sonrası Miktarının Belirlenmesi

Pocillopora acuta Larvae Collection and Enumeration from Culture Tank

Immerse a larvae collection container completely into a culture tank. Next, submerge the coral colony into the larvae container, ensuring both remain under water. Then hook the handle of the larvae collection container onto the hanging bar.The following morning, unhook the fishing line from the hanging bar, and carefully remove one colony from its larvae collection container. Immediately, place the colony back into the culture tank. Next, remove the larvae collection container from the tank and place it on top of the measuring jug.Apply moderate pressure on the cap using one finger, and unscrew it. Transfer water from the measuring jug into a bowl. Manually, count the larvae in the bowl, using a three-milliliter pipette to transfer them to a 50-milliliter tube.This method enabled the evaluation of the reproductive output of Pocillopora acuta colonies under different temperature and feeding treatments. Colonies cultured at 28 degrees Celsius, released more larvae when unfed than when fed. But the opposite trend was found in colonies cultured at 24 degrees Celsius, whereby the fed colonies produced more larvae than the unfed colonies.Reproduction in all the colonies occurred before the full moon. The mean lunar day of larva release ranged from lunar day 6.5 to lunar day 11.1. However, a significant difference among treatments was only observed between the unfed, 28-degrees-Celsius colonies, which produced earlier in the lunar cycle, and the fed, 24-degrees-Celsius colonies, which produced later in the lunar cycle.