この研究は、米国国立科学財団大学院研究フェローシップ(助成金番号)の支援を受けました。DGE-1745301 (S.Y.)、Pew-Stewart Scholar Award(サウスカロライナ州)、Searle Scholar Award(サウスカロライナ州)、Shurl and Kay Curci Foundation Research Grant(サウスカロライナ州)、Merkin Innovation Seed Grant(サウスカロライナ州)、Mallinckrodt Research Grant(サウスカロライナ州)、Margaret E.Early Medical Research Trust 2024 助成金 (サウスカロライナ州)。サウスカロライナ州は、NIH/NCIの賞番号P30CA016042の支援も受けています。

1. 細胞内のタンパク質の標識
<ol><li>目的のタンパク質をHaloTagに融合させた目的の細胞株で発現させます。</li>
	<li>Haloタグ付きH2Bを1.1と同じ種類の細胞で、トランスポゾンまたはウイルス形質導入を用いて安定的に発現させる。</li>
</ol>2. カバーガラスの作成
<ol><li>細胞培養にカバーガラスを使用する前に、カバーガラスを洗浄して自家蛍光汚染物質を除去してください。<ol><li>直径25mm、#1.5カバーガラスをセラミック染色ラックに取り付け、ポリプロピレン容器に入れます。</li>
		<li>カバーガラスをKOHの1 M溶液に完全に浸し、1時間超音波処理します。</li>
		<li>カバーガラスを二重蒸留水(ddH2O)で3回すすぎます。</li>
		<li>カバーガラスを100%エタノールに完全に浸し、1時間超音波処理します。</li>
		<li>カバーガラスをddH2Oで希釈した20%エタノールに完全に浸し、使用するまで4°Cで保管します。</li>
	</ol></li>
</ol>3. 顕微鏡用細胞の調製
注:細胞の汚染を防ぐために、バイオセーフティキャビネットでこのセクションの手順を実行してください。
<ol><li>洗浄したカバーガラスにセルをプレートします。イメージングの2日前に、ハロタグ付きタンパク質を一過性に発現させる場合は実施してください。イメージングの1日前に、ハロタグ付きタンパク質が安定または内因的に発現している場合に実施します。<ol><li>滅菌鉗子を使用してカバーガラスを6ウェルプレート(細胞サンプルごとに1枚のカバーガラス/ウェル)に入れ、残留エタノールを蒸発させます。</li>
		<li>イメージング時までに70%のコンフルエントさが得られるように、各ウェルに適切な数の細胞を播種します。同じターゲットコンフルエントでH2B-Haloを安定に発現する細胞を追加のウェルに播種します。</li>
		<li>このステップは、目的のHaloタグ付きタンパク質を一過性に発現する場合にのみ実行してください。細胞を37°C、5%CO2で24時間インキュベートします。次に、適切なトランスフェクション試薬を使用し、メーカーのガイドラインに従って、目的のタグ付きタンパク質をコードするプラスミドを細胞にトランスフェクションします。</li>
		<li>細胞を37°C、5%CO2で24時間インキュベートします。</li>
	</ol></li>
	<li>目的のHaloタグ付きタンパク質を発現する細胞を、光活性化不可能なHaloリガンド(JFX549など)と光活性化可能なHaloリガンド(PA-JF646など)の両方で染色します。H2B-Haloを発現する細胞を、光活性化可能なHaloリガンドのみで染色します。 注:ここに記載されているハローリガンドの濃度は、出発点として使用する必要があります。最適な濃度は、目的タンパク質の発現レベルと凝縮液内局所濃度によって異なります。<ol><li>目的のHaloタグ付きタンパク質を発現する各細胞サンプルについて、100 nM JFX549 Halo ligand35 および20 nM PA-JF646 Halo ligand36 を500 μLの適切な細胞培地で希釈します。H2B-Halo を発現する各サンプルについて、20 nM PA-JF646 Halo リガンドのみを 500 μL の適切な細胞培地で希釈します。</li>
		<li>各ウェルについて、既存の培地を吸引し、2 mL の 1x PBS を添加し、PBS を吸引し(プロトコルの残りの部分では「リンス」と呼びます)、適切な Halo リガンドを含む培地と交換します。</li>
		<li>37°C、5%CO2で1時間インキュベートします。</li>
		<li>PBS で 4 回すすぎ、Halo リガンドを含まない新しい培地と交換します。</li>
		<li>37°C、5%CO2で15分間インキュベートします。</li>
		<li>手順3.2.4と3.2.5を3回繰り返します(合計4回のすすぎ-インキュベーションサイクル)。</li>
		<li>滅菌鉗子を使用して、細胞の入ったカバーガラスを顕微鏡ステージと互換性のある細胞培養カバーガラスチャンバーに移します。</li>
		<li>フェノールレッドフリー培地をチャンバーに添加し、イメージングに進みます。サンプルをすぐにイメージングせず、37°Cおよび5%CO2 で必要になるまでインキュベートします。</li>
	</ol></li>
</ol>4. 1分子イメージング
注:H2Bと目的タンパク質の両方の滞留時間を測定する独立した実験は、統計的に有意な結果を得るために、複数(≥3)日にわたって実施する必要があります。顕微鏡で細胞サンプルをイメージングする前に、0.1 μm染色ミクロスフェア(材料表)または同様のキャリブレーション標準試料を使用して、2台のカメラの位置を合わせます。
<ol><li>顕微鏡を準備します。<ol><li>顕微鏡と顕微鏡を制御するコンピューターの電源を入れます。</li>
		<li>顕微鏡で生細胞インキュベーション成分(ヒーターとCO2)をオンにし、37°C、5%CO2に設定します。システムを平衡化させます。</li>
		<li>顕微鏡の100倍TIRFオイル浸対物レンズに適切なオイルを一滴垂らし、細胞サンプルを顕微鏡ステージにロードします。</li>
	</ol></li>
	<li>イメージングする細胞を特定します。<ol><li>明視野照明下で細胞サンプルを画像化し、細胞に焦点が合うまでZ位置を調整します。</li>
		<li>健康な細胞の形態学的特徴を示す細胞を同定します。</li>
		<li>視野角(FOV)をトリミングして、標的細胞核のみを捉えるようにします。</li>
		<li>レーザー照明を使用し、単一分子の最適な S/N 比の HILO 照明41 が得られるまで TIRF 角度を調整します。</li>
	</ol></li>
	<li>生細胞のH2B-Haloを画像化。 注:このセクションで使用されるレーザー出力は、この実験に固有のものであり、例として含まれています。適切なレーザー出力は、議論に記載されている基準に従って選択する必要があります。<ol><li>取得構成を次のように設定します。露光時間を 500 ミリ秒に設定します。各500 ms露光中に、9.1 mW、640 nmビームで標識されたH2B-Halo分子PA-JF646を励起します。フレーム間のデッドタイム(ここで使用したイメージングシステムでは158.01μs)の間に、111 μW、405 nmのビームで分子を光活性化します。</li>
		<li>これらの設定で 2000 フレームを連続してキャプチャします。405 nmビームの出力は、光活性化分子の数が足りなくなったら、取得の過程で徐々に増やします。</li>
	</ol></li>
	<li>生細胞で目的のHaloタグ付きタンパク質を画像化します。<ol><li>ロングパスダイクロイックミラーを使用して、PA-JF646とJFX549を検出する2台のカメラ間で発光波長を分割します。カメラの前で適切な発光フィルターを使用してください。</li>
		<li>4.3.1で説明したものと同じ取得構成を使用しますが、次の変更が加えられます。JFX549チャンネルを追加して、Haloタグ付きタンパク質凝縮物の位置を経時的に追跡します。10秒ごとに、PA-JF646チャンネルの取込みを維持したまま、JFX549チャンネルの1フレーム(500ms、2.1mW、561nm励起)を取得します。これにより、PA-JF646チャンネルへのブリードスルーが発生し、取得後のデータ解析で処理されます。</li>
		<li>これらの設定で 2000 フレームを連続してキャプチャします。405 nmビームの出力は、光活性化分子の数が足りなくなったら、取得の過程で徐々に増やします。</li>
	</ol></li>
</ol>5. 1分子イメージングデータの解析
注: セクション 5 で使用されるパラメーターは、この実験に固有のものであり、例として含まれています。適切なパラメータは、ディスカッションに記載されている基準に従って選択する必要があります。
<ol><li>処理する生の画像データを準備します。<ol><li>目的のタンパク質のデータについては、ImageJまたは同様の画像処理ソフトウェアを使用して、生のイメージングデータファイルから独立した.tifファイルに各チャネルを変換します。H2Bのデータについても、同様に、生の画像データファイルから.tifファイルへのシングルチャンネル変換を行います。 注:使用している集録ソフトウェアによっては、10秒ごとに1つの凝縮物トラッキングフレームしか取得されないため、コンデンセートムービーに空のフレームが存在する可能性があります。空のフレームには、最新のコンデンセートフレームが入力されます(一部の取得ソフトウェアはこれを自動的に行います)。さらに、これらの凝縮物トラッキングフレーム中に凝縮物(JFX549)チャネルから単一分子(PA-JF646)チャネルへの著しいブリードスルーがある場合は、対応する単一分子フレームを最新の単一分子フレームに置き換える必要があります。</li>
		<li>上記の理由により、いずれかのムービーで置き換える必要のあるフレームがある場合は、必要に応じて変更し、Chong et al.1 で使用可能な ImageJ マクロである pretracking_comb.txt を実行し、プロンプトに従って、そのムービーの最新のフレームに置き換えます。</li>
	</ol></li>
	<li>SPTソフトウェア、例えば、SLIMfast39、Teves et al.42で利用可能なMTTアルゴリズム38のGUI実装を用いて、単一粒子の軌跡を生成する。<ol><li>Load > Imagestackをクリックして、SLIMfastの1分子動画を含む5.1.2のファイルをロードします。</li>
		<li>パラメータを設定します(ローカリゼーションエラー率:10-6;デフレループ:3)OPT > Sheet: Localizationをクリックしてローカリゼーションします。</li>
		<li>パラメータを設定します(ピーク発光:664 nm; ラグタイム:500 ms)で、 OPT > Sheet: Acquisitionをクリックして取得します。</li>
		<li>すべての分子の局在を 1 つのフレームで可視化し、選択したパラメーターが適切であることを確認します (TEST LOC)。不適切な場合は、手順 5.2.2 と 5.2.3 でパラメーターを変更し、この手順を繰り返します。</li>
		<li>すべてのフレームのすべての分子の局在を含むファイルを生成します (LOC ALL)。</li>
		<li>SLIMfast の 5.2.5 からファイルをロードするには >SLIMfast >のパーティクル データをロードします。</li>
		<li>パラメータを設定します(最大期待拡散係数:0.1 μm2/s; 最大競技者数: 5) OPT > Sheet: Tracking をクリックして軌道を生成します。</li>
		<li>すべての分子の軌跡を含むファイル(GEN TRAJ)を生成します。</li>
	</ol></li>
	<li>Drosopoulos et al.43 で入手可能な evalSPT39 を使用して、t分 (2.5 秒) より短い軌跡を除外し、人為的に短い軌跡をもたらす追跡誤差を考慮します。<ol><li>5.2.8 のファイルを evalSPT にロードします (+ 5.2.8 の > ファイルを > OK) します。</li>
		<li>パラメータを設定します(最小:5フレーム; max: file from 5.2.8)を使用して、2.5秒未満の軌跡を除外します。</li>
		<li>フィルタリングされたすべての軌跡を含むファイルを生成します(EXPORT DATA)。</li>
	</ol></li>
	<li>このステップは、目的のタンパク質の軌跡についてのみ行ってください。軌跡を凝縮液内の軌跡と凝縮液外軌道に分類し、凝縮液内の平均滞留時間を抽出します。 注: このセクションのすべてのコードは、Chong et al.1 で入手できます。<ol><li>JFX549 チャネルで取得したムービーのすべてのフレームをしきい値に設定して、ImageJ マクロ、核、およびクラスター mask_v2.txtを実行し、プロンプトに従って、凝縮体の位置を強調する時間発展バイナリマスクが取り込まれたタイムラプスムービーを生成します。</li>
		<li>5.3.3で生成した1分子の軌跡を再フォーマットします。MATLAB スクリプト ConvertASCII_SlowTracking_css3.m を使用し、必要に応じてファイル名、パス、およびパラメーターを調整します。(パラメータ: 曝露、0.5秒; 解像度、0.16μm/ピクセル)。</li>
		<li>MATLAB スクリプト categorization_v4.m を使用し、必要に応じてファイル名とパスを調整し、特定の分子が凝縮物 F で費やす寿命の割合に基づいて軌跡を並べ替えます。</li>
		<li>凝縮液内の軌跡のみを使用して続行します。</li>
	</ol></li>
	<li>kobs,s と kpb を抽出し、<img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq05.jpg" style="margin: auto;">補正された平均滞留時間 を計算します。<ol><li>MATLAB スクリプト PLOT_ResidenceHist_css.m を使用し、必要に応じてファイル名、パス、およびパラメーターを調整して、目的の凝縮物タンパク質の軌跡から kobs,s を抽出します。 (パラメータ: 曝露、0.5秒; StartFrameForFit、5 フレーム)。</li>
		<li>MATLAB スクリプト PLOT_ResidenceHist_css.m を使用して、必要に応じてファイル名、パス、パラメーターを調整して、H2B 軌跡から kpb を抽出します。 (パラメータ: 曝露、0.5秒; StartFrameForFit、5 フレーム)。</li>
		<li>目的のタンパク質の凝縮物 <img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq05.jpg" style="margin: auto;">に特異的に結合した補正された平均滞留時間を計算します。 <img alt="Equation 7" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq07v3.jpg" style="margin: auto;"> 注:300 ms と 800 ms など、移動性粒子をぼかすのに十分な長さの異なる露光時間でも、目的のタンパク質の平均滞留時間が同じであることを確認するために、コントロールを実行する必要があります。</li>
	</ol></li>
</ol>

生細胞の1分子イメージングによるタンパク質相互作用の定量化

著者は何も開示していません。

ここで紹介するプロトコルは、Irgen-Gioro et al.40 で調査されたようなシステム向けに設計されています。アプリケーションに応じて、プロトコルの一部のコンポーネント、例えば、蛍光標識細胞株の生成方法、蛍光標識システム、および使用するカバーガラスのスタイルを変更することができます。細胞内のタンパク質のハロータグ付けは、特定の実験に適している方法に応?...

生体分子凝縮物が細胞組織や多くの細胞機能(転写制御1,2,3,4,5、DNA損傷修復6,7,8、クロマチン組織9,10,11,12、X染色体など)に重要な役割を果たしていることを示唆する研究が増えています不活性化13,14,15、および細胞内シグナル伝達16,17,18。さらに、生体分子凝縮物の調節不全は、癌19,20,21や神経変性疾患22,23,24,25,26を含む多くの疾患に関与しています。縮合物の形成は、一過性、選択的、多価のタンパク質-タンパク質、タンパク質-核酸、または核酸-核酸相互作用によって引き起こされることが多い27。特定の条件下では、これらの相互作用は、膜のない液滴中の特定の生体分子を局所的に濃縮する密度転移である液-液相分離(LLPS)につながる可能性があります。このような多価相互作用は、タンパク質の天然変性領域(IDR)によって媒介されることが多い1,28,29。分子レベルでのこれらの相互作用の生物物理学的特徴付けは、凝縮物が広範囲に広がっていることを考えると、多くの健康な細胞機能と異常な細胞機能を理解するために重要です。共焦点蛍光顕微鏡法に基づく技術、例えば、光退色後の蛍光回収率(FRAP)30,31,32は、凝縮物と周囲の細胞環境との間の分子交換が動的であることを定性的に示すために広く使用されてきましたが、凝縮物内の特定の生体分子の相互作用動態を定量化することは、従来の共焦点顕微鏡法や単一分子では一般的に不可能です特殊なデータ解析方法のない顕微鏡検査。このプロトコルで記述されている単粒子追跡(SPT)の技術は生きているセルの単一分子の顕微鏡検査33に基づいており、凝縮物内の特定の蛋白質間の相互作用の原動力を量化する独特で強力な用具を提供する。このような測定のためのSPTの読み出しは、凝縮物中の目的のタンパク質の平均滞留時間です。
プロトコルは、データ収集とデータ解析の2つの部分に分けることができます。イメージングデータ取得の最初のステップは、HaloTag34に融合した目的のタンパク質を細胞内で発現させることです。これにより、目的のタンパク質を2つの蛍光色素で標識することが可能になり、タンパク質分子の大部分は光活性化不可能な蛍光色素(例:JFX549 Halo ligand35)で標識され、それらのごく一部はスペクトル的に異なる光活性化可能な蛍光色素(例:PA-JF646 Halo ligand36)で標識されます).これにより、細胞内のすべての凝縮物位置の同時取得と、凝縮物への結合および非結合を行う目的タンパク質の単一分子動画の取得が可能になります。一方、同じ種類の細胞は、クロマチン上でほとんど動かないヒストンであるハロタグH2Bを安定的に発現するように改変されています。次に、細胞をPA-JF646 Haloリガンドで染色し、H2Bの1分子イメージングを可能にします。以下で詳しく説明するように、この実験では、目的のタンパク質の相互作用ダイナミクスを正確に定量化するために、光退色が寄与していることが説明されています。イメージング実験用の細胞は、清潔なカバーガラス上で培養し、HaloTagリガンドで染色し、生細胞イメージングチャンバーに組み立てる必要があります。そこから、2チャンネルイメージングと1分子検出が可能な全反射蛍光(TIRF)顕微鏡で、高傾斜積層光学シート(HILO)照明下でサンプルをイメージングします。次に、発光は2つのカメラに分割され、1つは凝縮物の位置を追跡し、もう1つは単一分子を追跡します。捕捉は、自由に拡散するタンパク質をぼかし、細胞内の安定な構造に結合するために移動性の低いタンパク質のみを捕捉するために、長い積分時間(数百msのオーダー)で行われる37。
データ解析の最初のステップは、確立された単一粒子追跡(SPT)アルゴリズム38,39を使用して、映画の各フレームにおける個々のタンパク質分子を局在化し、その局在化を、その検出可能な寿命にわたる各分子の軌跡に組み立てることである。次に、軌跡は、軌跡全体の分子の局在を対応する時間におけるすべての凝縮物の局在と比較することにより、凝縮物の内部の分子を表す分子を表す分子と凝縮物の外側の分子を表す分子を表す軌道に分類されます1。
次に、生存曲線(1 - CDF)が、すべての凝縮液内軌跡の長さを使用して生成されます。分子の見かけの平均滞留時間は、生存曲線をタンパク質結合の次の2成分指数モデルに当てはめることによって抽出されます。
<img align="center" alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq01.jpg" style="margin: auto;">,
非特異的に結合した分子の割合としてAを、非特異的に結合した分子と特異的に結合した分子の観察された解離速度をそれぞれkobs,nsおよびkobs,sとする。これ以降は、kobs,s のみが考慮されます。蛋白質の解離 ktrue と蛍光色素の光退色 kpb の両方のダイナミクスは、 k obs,s に次のように寄与します。
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq02.jpg" style="margin: auto;">;
したがって、タンパク質解離の影響を単離するために、前述の細胞株におけるH2B-Haloの特異的解離速度が測定される。
<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq03.jpg" style="margin: auto;">
H2Bは、クロマチンに安定して組み込まれ、単一分子の映画取得の時間スケールで最小限の解離を経験するタンパク質である37。その比解離速度は、PA-JF646 Haloリガンドの光退色速度に等しくなります。
<img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq04.jpg" style="margin: auto;">.
目的のタンパク質の平均凝縮物滞留時間 は、 <img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq05.jpg" style="margin: auto;">次のようになります。
<img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/66169/66169eq06.jpg" style="margin: auto;">.
Irgen-Gioro et al.40 の代表的な結果を示しており、オリゴマー化ドメインをIDRに融合させると、凝縮物中のIDRの滞留時間が長くなることを実証するためにこのプロトコルが適用されました。この結果は、付加されたオリゴマー化ドメインがLLPSを駆動するIDRの同型相互作用を安定化させることを示唆しています。原理的には、わずかに修正されたプロトコルを用いた同じ方法を適用して、あらゆるタイプの凝縮物の形成に関与する任意のタンパク質の同型または異型相互作用を特徴付けることができます。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.1 &#181;m TetraSpeck microsphere</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T7279</td>
			<td>Single-molecule imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mm Diameter, #1.5 Coverslips</td>
			<td>Marienfeld Superior</td>
			<td>111650</td>
			<td>Preparation of coverslips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>593/40 nm bandpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-593/40-25</td>
			<td>Single-molecule imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>676/37 nm bandpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-676/37-25</td>
			<td>Single-molecule imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-Well TC Plate</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>25-105MP</td>
			<td>Preparation of cells for microscopy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Line: U-2 OS</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-96</td>
			<td>Labeling of proteins in cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ConvertASCII_SlowTracking_css3 
			.m</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data: Available in Chong et al., 2018</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverglass Staining Rack</td>
			<td>Thomas</td>
			<td>24957</td>
			<td>Preparation of coverslips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deuterated Janelia Fluor 549 (JFX549)</td>
			<td>Janelia Research Campus</td>
			<td></td>
			<td>Preparation of cells for microscopy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM, Low Glucose</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10-567-022</td>
			<td>Labeling of proteins in cells: Growth media used: DMEM with 5% fetal bovine serum, 1% penstrep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eclipse Ti2-E Inverted Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Single-molecule imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 200 Proof</td>
			<td>Lab Alley</td>
			<td>EAP200-1GAL</td>
			<td>Preparation of coverslips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>evalSPT</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data: Available in Drosopoulos et al., 2020</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Cytiva</td>
			<td>SH30396.03</td>
			<td>Labeling of proteins in cells: Growth media used: DMEM with 5% fetal bovine serum, 1% penstrep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ikon Ultra CCD Camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>X-13723</td>
			<td>Single-molecule imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longpass dichroic beamsplitter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>Di02-R635-25x36</td>
			<td>Single-molecule imaging: Red/Far Red beamsplitter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LUN-F Laser Unit</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Single-molecule imaging: 405/488/561/640</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MatTek glass-bottom dish</td>
			<td>MatTek</td>
			<td>P35G-1.5-20-C</td>
			<td>Preparation of cells for microscopy: 35 mm, #1.5 coverslip dish for cell culture.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIS-Elements</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Single-molecule imaging: Microscope acquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nucleus and cluster mask_v2.txt</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data: Available in Chong et al., 2018</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15-140-122</td>
			<td>Labeling of proteins in cells: Growth media used: DMEM with 5% fetal bovine serum, 1% penstrep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>18912014</td>
			<td>Labeling of proteins in cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoactivatable Janelia Fluor 646 (PA-JF646)</td>
			<td>Janelia Research Campus</td>
			<td></td>
			<td>Preparation of cells for microscopy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PLOT_ResidenceHist_css.m</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data: Available in Chong et al., 2018</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Hydroxide</td>
			<td>Mallinckrodt Chemicals</td>
			<td>6984-06</td>
			<td>Preparation of coverslips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pretracking_comb.txt</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data: Available in Chong et al., 2018</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SLIMfast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Analysis of single-molecule imaging data: Available in Teves et al., 2016</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stage-top incubation system</td>
			<td>Tokai Hit</td>
			<td></td>
			<td>Single-molecule imaging: For live-cell imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TwinCam dual emission image splitter</td>
			<td>Cairn Research</td>
			<td></td>
			<td>Single-molecule imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Cleaner</td>
			<td>Branson</td>
			<td>5800</td>
			<td>Preparation of coverslips</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single-molecule measurement of protein interaction dynamics within biomolecular condensates

液-液相分離(LLPS)によって形成される生体分子凝縮物は、細胞組織と細胞機能の増加に重要であると考えられてきました。異常な凝縮は、がんや神経変性疾患を含む多くの疾患に関連しているため、生細胞におけるLLPSの特性評価も重要です。LLPSは、多くの場合、天然変性タンパク質間の選択的、一過性、および多価の相互作用によって引き起こされます。非常に興味深いのは、LLPSに関与するタンパク質の相互作用ダイナミクスであり、結合滞留時間(RT)、つまり凝縮物内で結合して過ごす時間の測定によってよく要約されます。ここでは、凝縮物内の特定のタンパク質の平均RTを測定できる生細胞1分子イメージングに基づく方法を紹介します。個々のタンパク質分子とそれらが結合する凝縮物を同時に可視化し、単一粒子追跡(SPT)を使用して単一分子の軌跡をプロットし、その軌跡をタンパク質と液滴の結合のモデルに当てはめて、タンパク質の平均RTを抽出します。最後に、この1分子イメージング法を適用して、オリゴマー化ドメインに融合した場合と融合していない場合のLLPS凝縮物におけるタンパク質の平均RTを比較した代表的な結果を示します。このプロトコルはLLPSに加わるあらゆる蛋白質の相互作用の原動力を測定することに広く適当である。

ここでは、Irgen-Gioro et al.40 の代表的な結果を示し、この SPT プロトコルを使用して、それぞれの自己組織化 LLPS 凝縮物における 2 つのタンパク質の相互作用ダイナミクスを比較しました。TAF15(TATAボックス結合タンパク質関連因子15)には、ヒト細胞で過剰発現するとLLPSを受ける可能性のあるIDRが含まれています。我々は、24サブユニットのオリゴマーを形成するFTH1(フェリチ?...

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著者スポットライト:生きたヒト細胞におけるタンパク質凝縮物ダイナミクスの評価

多くの天然変性タンパク質は、多くの細胞プロセスにとって重要な行動である、非常に動的な生体分子凝縮物の形成に関与することが示されています。ここでは、生細胞内の生体分子凝縮物中でタンパク質が互いに相互作用するダイナミクスを定量化するための1分子イメージングベースの方法を紹介します。

生体分子凝縮物内のタンパク質相互作用ダイナミクスの1分子測定

Biomolecular condensates formed via liquid-liquid phase separation (LLPS) have been considered critical in cellular organization and an increasing number ...

single-molecule-measurement-protein-interaction-dynamics-within

Research

JoVE Journal

Biology

Single-Molecule Measurement of Protein Interaction Dynamics Within Biomolecular Condensates

2.7K ビュー.  California Institute of Technology. 1 私たちの研究室では、天然変性タンパク質領域 3 の相互作用挙動 2 と、それらが健康なヒト細胞と疾患細胞の転写調節 4 でどのように役割を果たすかを理解することを目指しています。5 私たちの研究室では、新しい 6 分子顕微鏡技術 7 と分子生物学の組み合わせ、8 生化学的およびプロテオミクス的アプローチ 9 を開発および使用して、生?...

ビデオ: 著者スポットライト:生きたヒト細胞におけるタンパク質凝縮物ダイナミクスの評価

Visualizing Single-molecule DNA Replication with Fluorescence Microscopy

We describe a simple fluorescence microscopy-based real-time method for observing DNA replication at the single-molecule level. A circular, forked DNA template is attached to a functionalized glass coverslip and replicated extensively after introduction of replication proteins and nucleotides (Figure 1). The growing product double-strand DNA (dsDNA) is extended with laminar flow and visualized by using an intercalating dye. Measuring the position of the growing DNA end in real time allows precise determination of replication rate (Figure 2). Furthermore, the length of completed DNA products reports on the processivity of replication. This experiment can be performed very easily and rapidly and requires only a fluorescence microscope with a reasonably sensitive camera.


This protocol demonstrates a simple single-molecule fluorescence microscopy technique for visualizing DNA replication by individual replisomes in real time.

蛍光顕微鏡による可視化単分子のDNAの複製

We describe a simple fluorescence microscopy-based real-time method for observing DNA replication at the single-molecule level. A circular, forked DNA ...

生物学

Automated System for Single Molecule Fluorescence Measurements of Surface-immobilized Biomolecules

Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) microscopy has been widely used to study the structure and dynamics of molecules of biological interest, such as nucleic acids and proteins. Single molecule FRET (sm-FRET) measurements on immobilized molecules permit long observations of the system -effectively until both dyes photobleach- resulting in time-traces that report on biomolecular dynamics with a broad range of timescales from milliseconds to minutes. To facilitate the acquisition of large number of traces for statistical analyses, the process must be automated and the sample environment should be tightly controlled over the entire measurement time (~12 hours). This is accomplished using an automated scanning confocal microscope that allows the interrogation of thousands of single molecules overnight, and a microfluidic cell that permits the controlled exchange of buffer, with restricted oxygen content and maintains a constant temperature throughout the entire measuring period. Here we show how to assemble the microfluidic device and how to activate its surface for DNA immobilization. Then we explain how to prepare a buffer to maximize the photostability and lifetime of the fluorophores. Finally, we show the steps involved in preparing the setup for the automated acquisition of time-resolved single molecule FRET traces of DNA molecules.

In this article we describe how we obtain FRET traces from individual DNA molecules immobilized to a surface using an automated scanning confocal microscope.

表面固定化生体分子の単一分子蛍光測定のための自動化システム

Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) microscopy has been widely used to study the structure and dynamics of molecules of biological interest, ...

Single-Molecule Imaging of Nuclear Transport

The utility of single molecule fluorescence microscopy approaches has been proven to be of a great avail in understanding biological reactions over the last decade. The investigation of molecular interactions with high temporal and spatial resolutions deep within cells has remained challenging due to the inherently weak signals arising from individual molecules. Recent works by Yang et al. demonstrated that narrow-field epifluorescence microscopy allows visualization of nucleocytoplasmic transport at the single molecule level. By the single molecule approach, important kinetics, such as nuclear transport time and efficiency, for signal-dependent and independent cargo molecules have been obtained. Here we described a protocol for the methodological approach with an improved spatiotemporal resolution of 0.4 ms and 12 nm. The improved resolution enabled us to capture transient active transport and passive diffusion events through the nuclear pore complexes (NPC) in semi-intact cells. We expect this method to be used in elucidating other binding and trafficking events within cells.

Single molecule microscopy approch provided novel insights into nuclear transport.

核輸送の1分子イメージング

The utility of single molecule fluorescence microscopy approaches has been proven to be of a great avail in understanding biological reactions over the ...

Identifying Protein-protein Interaction in Drosophila Adult Heads by Tandem Affinity Purification (TAP)

Genetic screens conducted using Drosophila melanogaster (fruit fly) have made numerous milestone discoveries in the advance of biological sciences. However, the use of biochemical screens aimed at extending the knowledge gained from genetic analysis was explored only recently. Here we describe a method to purify the protein complex that associates with any protein of interest from adult fly heads. This method takes advantage of the Drosophila GAL4/UAS system to express a bait protein fused with a Tandem Affinity Purification (TAP) tag in fly neurons in vivo, and then implements two rounds of purification using a TAP procedure similar to the one originally established in yeast1 to purify the interacting protein complex. At the end of this procedure, a mixture of multiple protein complexes is obtained whose molecular identities can be determined by mass spectrometry. Validation of the candidate proteins will benefit from the resource and ease of performing loss-of-function studies in flies. Similar approaches can be applied to other fly tissues. We believe that the combination of genetic manipulations and this proteomic approach in the fly model system holds tremendous potential for tackling fundamental problems in the field of neurobiology and beyond.

Identifying Protein-protein Interaction in Drosophila Adult Heads by Tandem Affinity Purification TAP

Drosophila is famous for its powerful genetic manipulation, but not for its suitability of in-depth biochemical analysis. Here we present a TAP-based procedure to identify interacting partners of any protein of interest from the fly brain. This procedure can potentially lead to new avenues of research.

中のタンパク質 - タンパク質相互作用を特定する<em&gt;ショウジョウバエ</emタンデムアフィニティー精製（TAP）による&gt;アダルトヘッド

Genetic screens conducted using Drosophila melanogaster (fruit fly) have made numerous milestone discoveries in the advance of biological sciences. ...

Combining Single-molecule Manipulation and Imaging for the Study of Protein-DNA Interactions

The paper describes the combination of optical tweezers and single molecule fluorescence detection for the study of protein-DNA interaction. The method offers the opportunity of investigating interactions occurring in solution (thus avoiding problems due to closeby surfaces as in other single molecule methods), controlling the DNA extension and tracking interaction dynamics as a function of both mechanical parameters and DNA sequence. The methods for establishing successful optical trapping and nanometer localization of single molecules are illustrated. We illustrate the experimental conditions allowing the study of interaction of lactose repressor (lacI), labeled with Atto532, with a DNA molecule containing specific target sequences (operators) for LacI binding. The method allows the observation of specific interactions at the operators, as well as one-dimensional diffusion of the protein during the process of target search. The method is broadly applicable to the study of protein-DNA interactions but also to molecular motors, where control of the tension applied to the partner track polymer (for example actin or microtubules) is desirable.

Here we describe the instrumentation and methods for detecting single fluorescently-labeled protein molecules interacting with a single DNA molecule suspended between two optically trapped microspheres.

タンパク質-DNA相互作用の研究のための単一分子マニピュレーションとイメージングを組み合わせる

The paper describes the combination of optical tweezers and single molecule fluorescence detection for the study of protein-DNA interaction. The method ...

Studying DNA Looping by Single-Molecule FRET

Bending of double-stranded DNA (dsDNA) is associated with many important biological processes such as DNA-protein recognition and DNA packaging into nucleosomes. Thermodynamics of dsDNA bending has been studied by a method called cyclization which relies on DNA ligase to covalently join short sticky ends of a dsDNA. However, ligation efficiency can be affected by many factors that are not related to dsDNA looping such as the DNA structure surrounding the joined sticky ends, and ligase can also affect the apparent looping rate through mechanisms such as nonspecific binding. Here, we show how to measure dsDNA looping kinetics without ligase by detecting transient DNA loop formation by FRET (Fluorescence Resonance Energy Transfer). dsDNA molecules are constructed using a simple PCR-based protocol with a FRET pair and a biotin linker. The looping probability density known as the J factor is extracted from the looping rate and the annealing rate between two disconnected sticky ends. By testing two dsDNAs with different intrinsic curvatures, we show that the J factor is sensitive to the intrinsic shape of the dsDNA.

This study presents a detailed experimental procedure to measure looping dynamics of double-stranded DNA using single-molecule Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET). The protocol also describes how to extract the looping probability density called the J factor.

1分子FRETによるDNAループを研究

Bending of double-stranded DNA (dsDNA) is associated with many important biological processes such as DNA-protein recognition and DNA packaging into ...

Identifying Protein-protein Interaction Sites Using Peptide Arrays

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may result in disease, making protein interactions important drug targets. It is thus highly important to understand these interactions at the molecular level. Protein interactions are studied using a variety of techniques ranging from cellular and biochemical assays to quantitative biophysical assays, and these may be performed either with full-length proteins, with protein domains or with peptides. Peptides serve as excellent tools to study protein interactions since peptides can be easily synthesized and allow the focusing on specific interaction sites. Peptide arrays enable the identification of the interaction sites between two proteins as well as screening for peptides that bind the target protein for therapeutic purposes. They also allow high throughput SAR studies. For identification of binding sites, a typical peptide array usually contains partly overlapping 10-20 residues peptides derived from the full sequences of one or more partner proteins of the desired target protein. Screening the array for binding the target protein reveals the binding peptides, corresponding to the binding sites in the partner proteins, in an easy and fast method using only small amount of protein.
In this article we describe a protocol for screening peptide arrays for mapping the interaction sites between a target protein and its partners. The peptide array is designed based on the sequences of the partner proteins taking into account their secondary structures. The arrays used in this protocol were Celluspots arrays prepared by INTAVIS Bioanalytical Instruments. The array is blocked to prevent unspecific binding and then incubated with the studied protein. Detection using an antibody reveals the binding peptides corresponding to the specific interaction sites between the proteins.

Peptide array screening is a high throughput assay for identifying protein-protein interaction sites. This allows mapping multiple interactions of a target protein and can serve as a method for identifying sites for inhibitors that target a protein. Here we describe a protocol for screening and analyzing peptide arrays.

ペプチド配列の使用タンパク質間相互作用部位を同定

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may ...

Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics

Protein-protein interactions are fundamental mechanisms for relaying signal transduction in most cellular processes; therefore, identification of novel protein-protein interaction pairs and monitoring protein interaction dynamics are of particular interest for revealing how plants respond to environmental factors and/or developmental signals. A plethora of approaches have been developed to examine protein-protein interactions, either in vitro or in vivo. Among them, the recently established luciferase complementation imaging (LCI) assay is the simplest and fastest method for demonstrating in vivo protein-protein interactions. In this assay, protein A or protein B is fused with the amino-terminal or carboxyl-terminal half of luciferase, respectively. When protein A interacts with protein B, the two halves of luciferase will be reconstituted to form a functional and active luciferase enzyme. Luciferase activity can be recorded with a luminometer or CCD-camera. Compared with other approaches, the LCI assay shows protein-protein interactions both qualitatively and quantitatively. Agrobacterium infiltration in Nicotiana benthamiana leaves is a widely used system for transient protein expression. With the combination of LCI and transient expression, these approaches show that the physical interaction between COP1 and SPA1 was gradually reduced after jasmonate treatment.

Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics

This manuscript describes an easy and rapid experimental procedure for determining protein-protein interactions based on the measurement of luciferase activity.

ベンサミアーナ タバコ葉蛋白質蛋白質の相互作用ダイナミクスの一過性の決定のための試金補完ルシフェラーゼ イメージング

Protein-protein interactions are fundamental mechanisms for relaying signal transduction in most cellular processes; therefore, identification of novel ...

Visualizing the Interaction Between the Qdot-labeled Protein and Site-specifically Modified &#955; DNA at the Single Molecule Level

The fluorescence microscopy&#160;has made great contributions in dissecting the mechanisms of complex biological processes at the single molecule level. In single molecule assays for studying DNA-protein interactions, there are two important factors for consideration: the DNA substrate with enough length for easy observation and labeling a protein with a suitable fluorescent probe. 48.5 kb &#955; DNA is a good candidate for the DNA substrate. Quantum dots (Qdots), as a class of fluorescent probes, allow long-time observation (minutes to hours) and high-quality image acquisition. In this paper, we present a protocol to study DNA-protein interactions at the single-molecule level, which includes preparing a site-specifically modified &#955; DNA and labeling a target protein with streptavidin-coated Qdots. For a proof of concept, we choose ORC (origin recognition complex) in budding yeast as a protein of interest and visualize its interaction with an ARS (autonomously replicating sequence) using TIRFM. Compared with other fluorescent probes, Qdots have obvious advantages in single molecule studies due to its high stability against photobleaching, but it should be noted that this property limits its application in quantitative assays.

Visualizing the Interaction Between the Qdot-labeled Protein and Site-specifically Modified &amp;#955; DNA at the Single Molecule Level

Here, we present a protocol to study DNA-protein interactions by total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM) using a site-specifically modified &#955; DNA substrate and a Quantum-dot labeled protein.

した Qdot 標識タンパク質と Site-specifically 変更された λ DNA の単一分子レベルでの相互作用の可視化

The fluorescence microscopy&#160;has made great contributions in dissecting the mechanisms of complex biological processes at the single molecule level. ...

Chemical Dimerization-Induced Protein Condensates on Telomeres

Chromatin-associated condensates are implicated in many nuclear processes, but the underlying mechanisms remain elusive. This protocol describes a chemically-induced protein dimerization system to create condensates on telomeres. The chemical dimerizer consists of two linked ligands that can each bind to a protein: Halo ligand to Halo-enzyme and trimethoprim (TMP) to E. coli dihydrofolate reductase (eDHFR), respectively. Fusion of Halo enzyme to a telomere protein anchors dimerizers to telomeres through covalent Halo ligand-enzyme binding. Binding of TMP to eDHFR recruits eDHFR-fused phase separating proteins to telomeres and induces condensate formation. Because TMP-eDHFR interaction is non-covalent, condensation can be reversed by using excess free TMP to compete with the dimerizer for eDHFR binding. An example of inducing promyelocytic leukemia (PML) nuclear body formation on telomeres and determining condensate growth, dissolution, localization and composition is shown. This method can be easily adapted to induce condensates at other genomic locations by fusing Halo to a protein that directly binds to the local chromatin or to dCas9 that is targeted to the genomic locus with a guide RNA. By offering the temporal resolution required for single cell live imaging while maintaining phase separation in a population of cells for biochemical assays, this method is suitable for probing both the formation and function of chromatin-associated condensates.

This protocol illustrates a chemically induced protein dimerization system to create condensates on chromatin.&#160; The formation of promyelocytic leukemia (PML) nuclear body on telomeres with chemical dimerizers is demonstrated. Droplet growth, dissolution, localization and composition are monitored with live cell imaging, immunofluorescence (IF) and fluorescence in situ hybridization (FISH).