생체 내 숙련 된 운동 행동의 무선 광유전학 제어

요약

본 프로토콜은 자유롭게 움직이는 마우스에서 숙련 된 운동 거동의 성능에 관여하는 신경 회로를 특성화하기 위해 단일 펠릿 도달 - 투 - 파악 작업에서 고속 비디오 그래피와 결합 된 무선 광유전학을 사용하는 방법을 설명합니다.

초록

미세 운동 기술은 일상 생활에서 필수적이며 여러 신경계 장애에서 손상 될 수 있습니다. 이러한 작업의 획득 및 수행에는 감각 - 모터 통합이 필요하며 양측 뇌 회로의 정확한 제어가 필요합니다. 동물 모델에서 단수동 행동 패러다임을 구현하면 작업 수행 중에 제어 조건 및 질병에서 특정 핵의 신경 활동을 조작하고 기록 할 수 있으므로 복잡한 운동 행동에 선조체와 같은 뇌 구조의 기여에 대한 이해가 향상됩니다.

그것의 창조 이래로, 광유전학은 신경 세포의 선택적이고 표적화 된 활성화 또는 억제를 가능하게함으로써 뇌를 심문하는 지배적 인 도구였습니다. 광유전학과 행동 분석의 결합은 특정 뇌 기능의 기본 메커니즘에 대해 밝힙니다. 소형화된 발광 다이오드(LED)를 갖춘 무선 헤드 마운트 시스템은 완전히 자유롭게 움직이는 동물에서 원격 광유전학적 제어를 가능하게 합니다. 이것은 유선 시스템이 발광 효율을 손상시키지 않으면서 동물의 행동에 덜 제한적이라는 한계를 피할 수 있습니다. 현재의 프로토콜은 무선 광유전학 접근법과 고속 비디오 그래피를 단일 수동 손재주 작업으로 결합하여 특정 신경 세포 집단이 미세한 운동 행동에 기여하는 것을 해부합니다.

서문

운동 숙련 된 행동은 우리가 수행하는 대부분의 움직임 중에 존재하며, 여러 뇌 장애 1,2,3,4,5,6에서 영향을받는 것으로 알려져 있습니다. 숙련 된 운동의 발달, 학습 및 성능을 연구 할 수있는 작업을 구현하는 것은 특히 뇌 손상, 신경 퇴행성 및 신경 발달 장애 모델 2,7,8,9,10,11,12,13에서 운동 기능의 신경 생물학적 토대를 이해하는 데 중요합니다. . 물체에 도달하고 검색하는 것은 일상 생활에서 일상적으로 이루어지며, 초기 개발 과정에서 습득 한 최초의 운동 기술 중 하나이며 ^5,6 년 동안 세련되었습니다. 그것은 물체의 특징에 대한 인식, 운동 계획, 행동 선택, 운동 실행, 신체 조정 및 속도 변조 7,14,15,16과 같은 감각 - 운동 과정을 필요로하는 복잡한 행동을 포함한다. 따라서, 일수동적인 높은 손재주 작업은 양쪽 반구 16,17,18,19,20,21,22의 많은 뇌 구조의 참여를 필요로 ^한다. 마우스에서, 단일 펠릿 도달-대-파악 과제는 개별적으로 제어되고 분석될 수 있는 여러 단계를 특징으로 한다⁽7,13,23). 이 특징은 획득 및 행동 성능의 상이한 단계에서 특정 뉴런 서브 집단의 기여를 연구 할 수있게하고 모터 시스템^13,23,24에 대한 상세한 연구를위한 플랫폼을 제공한다. 움직임은 몇 초 안에 발생합니다. 따라서, 고속 비디오 그래피는 숙련된 운동 궤적^(7,25)의 뚜렷한 단계에서 운동학적 분석에 사용되어야 한다. 비디오로부터 신체 자세, 궤적, 속도 및 에러 유형⁽²⁵)을 포함하는 몇몇 파라미터들이 추출될 수 있다. 운동학적 분석은 무선 광유전학적 조작(^7,23) 동안 미묘한 변화를 검출하는데 사용될 수 있다.

무선 헤드 마운트 시스템을 통해 빛을 전달하기 위해 소형 발광 다이오드(LED)를 사용하면 동물이 작업을 수행하는 동안 원격 광유전학 제어를 할 수 있습니다. 무선 광유전학 제어기는 자극기로부터 단일 펄스 또는 연속 트리거 명령을 수용하고, 적외선(IR) 신호를 소형화된 LED(^23,26)에 연결된 수신기로 전송한다. 현재의 프로토콜은 이러한 무선 광유전학 접근법을 손재주 태스크의 고속 비디오 그래피와 결합하여 미세 운동 거동⁽²³)의 수행 동안 특정 뉴런 집단의 역할을 해부한다. 단일 수동 작업이기 때문에 두 반구에서 구조물의 참여를 평가할 수 있습니다. 전통적으로 뇌는 매우 비대칭적인 방식으로 신체 움직임을 제어합니다. 그러나 손재주가 높은 작업에는 동측성 핵과 핵^{10,20,21,22,23} 내의 신경 하위 집단의 차별적 기여를 포함하여 많은 뇌 구조로부터의 신중한 조정과 제어^가 필요합니다. 이 프로토콜은 양쪽 반구로부터의 피질하 구조가 앞다리(²³)의 궤적을 조절한다는 것을 보여준다. 이 패러다임은 뇌 질환의 다른 뇌 영역과 모델을 연구하는 데 적합 할 수 있습니다.

프로토콜

동물 사용과 관련된 절차는 지역 및 국가 지침에 따라 수행되었으며 해당 기관 동물 관리 및 사용위원회 (세포 생리학 연구소 IACUC 프로토콜 VLH151-19)의 승인을 받았습니다. Drd1-Cre 형질전환 수컷 마우스는^C57BL/6 배경으로 출생 후 27, 35-40일째에 현재의 프로토콜에 사용되었다. 마우스는 다음의 조건 하에서 유지되었다: 온도 22±1°C; 습도 55%; 가벼운 일정 12/12 시간 오후 7시에 불을 끄고 출생 후 21 일에 젖을 떼었습니다. 젖을 뗀 새끼들은 2-5 명의 동성 그룹에 수용되었습니다. 동물들은 마이크로 배리어 탑을 가진 정적 하우징에 수용되었다. 침구는 멸균 아스펜 부스러기로 구성되었습니다. 설치류 펠릿 및 RO-정제수는 언급되는 경우를 제외하고 Ad libitum을 제공하였다.

1. 수술 절차

1. 관심 구조물의 등쪽 복부 좌표에 따라 원하는 길이로 LED 캐뉼라를 준비합니다(두개골의 두께를 고려하면 0.5mm 더 길고, 등쪽 선조체의 경우 3.5mm).
   1. 유리 섬유를 최종 원하는 크기보다 긴 길이로 자르고 거친 사포로 섬유 팁을 목표 길이로 갈아서 마지막으로 미세한 사포로 섬유 끝을 닦으십시오.
      참고: LED 캐뉼라는 적외선 수신기에 부착된 직경 250μm의 유리 광섬유 입니다(재료 표 참조).
2. 수평 풀러가있는 나노 인젝터 용 유리 피펫 (1.14mm 외경, 0.53mm 내경 및 길이 3.5 )을 당겨 나중에 보관하십시오. 풀러를 하나의 루프에 프로그래밍하여 긴 점진적 경사 테이퍼 (4-5 mm)가있는 15-20 μm 팁 직경을 얻습니다.
3. 입체 택시 장치, 후드, 마이크로 인젝터 ( 재료 표 참조) 및 주변 표면을 70 % 에탄올로 철저히 소독하여 수술 부위를 준비하십시오.
   참고: 마우스 입체 택시 장치는 Adeno Associated Virus (AAV)를 정확하게 주입하고 LED 캐뉼라를 관심 영역에 배치하는 데 필수적입니다.
4. 깨끗한 실험실 코트 또는 일회용 수술 가운, 멸균 장갑, 얼굴 마스크 및 일회용 헤드 캡을 포함하여 절차에 적합한 개인 보호 장비를 착용하십시오.
5. 멸균 수술 도구, 면화 팁, 용액, 마이크로 피펫, 피펫 팁, 모세 혈관, 미네랄 오일로 마이크로 채우기 및 마커와 같은 수술 영역 가까이에 필요한 장비를 배치하십시오.
6. 미세 주사를위한 피펫을 미네랄 오일로 채우고 마이크로 인젝터에 넣으십시오. 마이크로 인젝터가 미네랄 오일을 배출하여 올바르게 작동하는지 확인하십시오.
   참고: 수술 중 사용되는 모든 기구는 오토클레이브 및 멸균되어야 합니다. 무균 기술을 사용해야합니다.
7. 기체 이소플루란 4-5 %로 동물을 마취시켜 마취를 유도하고 수술 기간 동안 1.2 %를 0.5-1 L / min 순수 산소로 마취하십시오. 수술은 동물이 깊은 마취 지점에 도달 한 후에 만 시작되며, 약간의 꼬집음 후에 발 철수가 없음으로 평가됩니다.
   1. 동물의 호흡률과 온도를 지속적으로 모니터링합니다. 34°C로 설정된 가열 패드에 의해 체온을 유지한다.
8. 안과 연고를 바르십시오. 트리머와 제모 크림으로 두피에서 머리카락을 제거하십시오. 8% 포비돈-요오드( 재료 표 참조)와 70% 에탄올을 각각 세 번 번갈아 가며 면봉으로 두피를 닦으십시오.
9. 마우스를 입체 택시 장치에 넣고 머리를 고정하여 두개골이 평탄한 측방 및 전후 축에 수평을 이루도록하십시오.
10. 시상 축을 따라 눈 높이에서 두피를 통해 메스로 1cm 절개를하십시오. 두개골을 노출시키고 면봉으로 골막을 닦기 위해 피부를 수축시킵니다.
11. 식염수와 멸균 면봉으로 두개골 표면을 청소하십시오. 멸균 흡수성 안구 창(표 참조) 또는 유사한 멸균 흡수 성 물질을 사용하여 표면의 출혈을 해결하십시오.
12. 면봉에 2.5 % 과산화수소를 떨어 뜨리고 두개골 봉합사를 볼 수있게하고 더 나은 참조를 갖기 위해 몇 초 동안 작용하게하십시오. 몇 초 후, 깨끗한 면봉으로 철저히 청소하십시오.
13. 유리 피펫 (최종 팁 직경 15 μm)을 사용하여 브레그마와 람다를 찾아 두개골이 전후 축에 수평을 이루고 있는지 확인하십시오.
    참고 : 유리 피펫의 끝을 보려면 스테레오스코픽 현미경 또는 USB 현미경을 사용하는 것이 좋습니다. 필요한 경우 두개골을 평평하게하기 위해 입 홀더의 높이를 조정하십시오.
14. 모세관을 선택된 전후방(AP) 및 내측방(ML) 좌표(등측 선조체 AP 1.2 mm, ML 2.28 mm) 쪽으로 이동시킨다. 멸균 마커를 사용하여 선택한 좌표 위의 두피에 기준점을 페인트합니다.
15. 기준점에서, 작은 둥근 치과 드릴 비트로 멸균 회전 도구 또는 치과 드릴을 사용하여 두개골에 부드러운 압력을 가하여 ~ 1mm 직경의 두개골 절제술을 저속으로 수행합니다 ( 재료 표 참조).
16. 모세관을 300-400 nL의 Cre-의존성 아데노-연관 바이러스 (AAV)와 함께 로딩하여 채널로돕신 또는 AAV를 발현하는 AAV1-dflox-hChR-2-mCherry와 같은 리포터 단백질 (예를 들어, mCherry)만을 관심 영역에서 대조군으로 발현시킨다 ( 표 참조). 팁이 막히지 않았는지 확인한 다음 원하는 등쪽 - 복부 (DV) 좌표 (등쪽 선조체 DV -3.35mm)로 뇌에 유리 피펫을 도입하십시오.
    1. 자동 인젝터를 사용하여 200nL를 23nL/s의 속도로 주입합니다. 주입을 마친 후 10 분 동안 기다렸다가 유출을 피하기 위해 유리 피펫을 천천히 철회하십시오.
       참고 : 30G 바늘을 사용하여 적절한 마이크로 인젝터로 주입 할 수 있습니다.
17. 면봉으로 잔류 물을 청소하고 건조하십시오.
18. 멸균 유리 LED 캐뉼라를 입체 택시 암에 부착하고 bregma를 참조로 사용하여 좌표를 보정하십시오. 캐뉼라를 매우 천천히 (300 μm / 분) 삽입하여 조직 손상을 피하고 주사 부위 위에 100 μm 올려 놓습니다.
19. LED 캐뉼라가 제자리에 놓이면 두개골 절제술의 가장자리에 조직 접착제의 방울 (100 μL)을 추가하십시오.
20. 섬유를 두개골에 고정시키는 제조업체의 지시에 따라 치과 시멘트 혼합물 ( 재료 표 참조)을 준비하십시오.
    참고 : 간단히 말해서, 시멘트가 놓이기 전에 더 많은 작업 시간을 가지기 위해 차가운 도자기 접시를 사용하십시오. 도자기 접시에 수지 투명 분말 2 스쿱을 넣고 빠른베이스 4 방울과 촉매 1 방울을 넣은 다음 잘 섞으십시오. 분말 / 액체 비율은 더 얇거나 두꺼운 점도가 필요한 경우 조정할 수 있습니다.
21. 멸균 브러시를 사용하여 캐뉼라 커넥터 주위에 치과 시멘트 혼합물을 조금씩 바르고 두개골이 덮히고 커넥터가 두개골에 단단히 부착 될 때까지 층을 구축하여 핀을 완전히 자유롭게 만듭니다. 마우스의 피부에 치과 시멘트가 생기지 않도록하십시오.
22. 완전히 말리십시오.
23. 조직 접착제를 사용하여 임플란트 주위의 피부를 닫습니다 ( 재료 표 참조).
24. 마우스를 33 ° C의 가열 패드 위에 회복 케이지에 놓으십시오. 다음과 같은 통증 / 불편 함의 징후 중 하나 이상이 있는지 모니터링하십시오 : 1) 운동 활동의 헐렁 거림, 부족 또는 감소, 2) 보관되지 않은 더러운 코트에 반사 된 손질 실패, 3) 과도한 핥기 또는 긁힘, 절개 부위의 발적, 4) 공격적인 행동, 5) 식욕 부진 또는 탈수, 6) 둥지 형성 부족.
    참고: 임플란트 분리를 피하기 위해 모든 시술 중에 마우스를 개별적으로 감금하십시오. 캐뉼라가 분리 된 경우, 150 mg / kg의 펜토바르비탈 나트륨을 주입하여 안락사를 수행 한 다음 깊은 마취에 도달 한 후 감금하십시오.
25. 진통제를 제공하기 위해 수술 후 사흘 동안 피하 (SC) 멜록시캄 1 mg / kg을 하루에 한 번 주사하십시오.
26. 추가 절차 전에 완전한 회복을 위해 적어도 7 일, opsin 발현을 위해 14 일을 기다리십시오.
    참고 : 사흘 동안 12 시간마다 수술 후 후속 조치를 수행 한 다음 실험이 끝날 때까지 안락사 일까지 매일 동물을 확인하십시오.

2. 도달 범위 파악 교육

1. 수술 후 7일째에, 식량 부족 프로토콜²⁸을 시작한다. 생쥐를 사흘 연속 계량하여 평균 Ad libitum 체중을 결정합니다. 그런 다음 동물이 체중의 약 90 %와 85 % 이상을 유지하기에 충분한 영양소를 섭취 할 수 있도록 음식 제한을 계획하십시오.
   참고 : 이것은 매일 2.5-3g의 음식을 제공함으로써 달성됩니다. 동물의 체중을 매일 모니터링하고 코트 및 눈 모양과 같은 동물의 행동과 외모를 관찰하는 전반적인 웰빙에 대한 점수를 매기십시오. 참조²⁹의 신체 상태 채점 시스템을 사용하십시오.
2. 사전 훈련, 훈련 및 테스트 기간 동안 표준 식품 펠릿 외에 매일 20 펠릿 (먼지가없는 초콜릿 맛의 펠렛 20mg)을 각 마우스에 제공하십시오 ( 재료 표 참조) (작업 중 또는 이후에 먹음).
3. 습관화 사흘 전에 0.4 g / animal / day 20 mg의 먼지가없는 초콜릿 맛의 펠렛을 집 케이지에 뿌려서 쥐가 도달 할 수있는 작업 중에 보상으로 사용되는 펠렛에 익숙해 지도록하십시오.
4. 생쥐를 시험 챔버에 10분 동안 배치한 후 사전 훈련하기 전에 챔버 바닥에 흩어져 있는 펠릿으로 습관화시킨다(그림 1A).
5. 훈련과 테스트 후에 매일 음식을 섭취하십시오. 매일 비슷한 일정을 유지하십시오.
6. 사전 훈련 첫날에 쥐를 손이 닿는 곳에 놓고 앞쪽에서 관찰하십시오. 펠릿을 챔버 앞쪽에 개구부 가까이에 두어 펠릿을 소비하기 시작합니다. 이 단계에서 마우스는 어떤 형태로든 펠렛을 잡을 수 있습니다.
7. 사전 훈련 둘째 날에는 펠릿을 구멍에서 더 멀리 떨어뜨려 들여쓰기(개구부에서 1cm)까지 올려 놓으면 쥐가 손이 닿는 움직임을 형성할 수 있습니다(그림 1C).
8. 쥐가 케이지의 뒤쪽으로 달려가 케이지 개구부로 돌아가 시험을 개별화하기위한 전략으로 다음 음식 펠릿을 받도록 훈련시킵니다.
   참고: 이것은 각 시험의 압흔에 펠릿을 넣기 전에 마우스가 케이지의 뒤쪽에 있을 때까지 기다림으로써 달성될 수 있습니다.
9. 오른쪽 또는 왼쪽 발로 잡을 펠릿을 놓습니다.
   참고 : 마우스는 우선적으로 한 발을 사용하여 잡기 시작하며, 다음 날의 훈련 및 테스트에 사용됩니다.
10. 20회 시행되는 일일 세션에서 6일 동안 또는 최대 10분이 경과할 때까지 동물을 훈련시킵니다. 훈련 2 일째부터 모의 수신기 (치수 12 x 18 x 7 mm, 1g, 재료 표 참조)를 넣어 쥐가 작업을 수행하는 동안 체중에 익숙해 지도록하십시오 (그림 1B). 매일 히트 횟수와 놓친 시험 횟수를 채점합니다.
11. 일반 카메라로 동작을 기록하고 챔버 전면에서 30-60 프레임 / s를 캡처하십시오. 또한 45° 각도로 훈련실 아래에 거울을 배치하여 동물의 자세를 모니터링할 수 있습니다(그림 1D,E).
12. 사후 운동학 분석(그림 2)의 경우, 고속 카메라(재료 표 참조)를 45° 각도로 장착하여 케이지 측면에서 녹화합니다. 3D 분석이 필요한 경우 두 번째 고속 카메라를 배치하여 챔버 앞쪽에서 35° 각도로 녹화합니다. 두 카메라 모두 동물의 측면성에 따라 케이지의 오른쪽 또는 왼쪽에 배치되어야 하며 동일한 프레임 속도로 캡처^{하고 동기화해야} 합니다(그림 3D,E).
13. 가능한 경우 고속 카메라를 376 x 252픽셀 이상의 해상도로 100프레임/초로 설정합니다. 흰색 스티로폼 벽을 챔버의 측면과 뒷면 뒤에 배치하여 배경을 줄이고 대비를 높입니다(그림 1E).
14. 시험 당일에는 모의 장치를 무선 광유전학 자극을 위한 적외선 수신기로 교체하십시오(그림 1B,C).
15. 마우스가 도달하기 시작하면 LED 캐뉼라를 리모컨으로 수동으로 돌려 동작이 수행되는 시간 및 2 초 이상 연속 자극을 가하지 않도록하십시오. 자동 자극 패러다임을 프로그래밍하는 것이 바람직하다. 자극 장치는 1.0mW/^mm2의 팁에서 강도로 470nm(청색광)의 LED를 트리거합니다.
16. 채점 및 운동학 분석을 포함한 추가 시험을 위해 비디오를 수집하십시오.

3. 사후 조직학적 확인

1. 실험이 완료되면 바이러스 발현 및 LED 캐뉼라 배치를 확인하십시오. 케타민 100 mg / kg과 크실라진 10 mg / kg의 칵테일로 동물을 마취하십시오. 마우스가 깊은 마취의 징후를 보이면 (단계 1.7), 얼음처럼 차가운 인산염 완충 식염수 (PBS)로 관류시킨 다음 4 % PFA를 사용합니다.
2. 포셉으로 커넥터를 단단히 잡고 부드럽게 잡아당겨 이식된 캐뉼라를 조심스럽게 제거하십시오.
3. 4% PFA²³에서 24시간 동안 뇌를 추출하고 후고정시킨다.
4. PBS로 3-10 분 세척을 수행하십시오.
5. 마이크로톰을 사용하여 뇌를 50 μm 절편으로 절단 한다(표 참조).
6. DAPI를 사용하여 하드 세트 장착 매체가 있는 슬라이드에 섹션을 마운트하여 핵을 염색하고 슬라이드를 덮습니다.
7. 건조 후, 공초점 현미경으로 절편을 관찰하고 이식된 캐뉼라 위치 및 임의의 형광 단백질과 융합된 Ch2R의 발현을 확인하였다.

결과

도달 - 투 - 파악 과제는 다양한 실험 조작 하에서 미세 기술 운동의 형성, 학습, 성능 및 운동학을 연구하는 데 널리 사용되는 패러다임입니다. 마우스는 며칠 안에 작업을 수행하고 5 일간의 훈련 후에 고원에 도달하는 55 % 이상의 정확도를 달성하는 법을 배웁니다 (그림 2A, B). 이전에 보고된 것과 유사하게, 동물의 백분율은 작업을 적절하게 수행하지 않으며(29....

토론

잘 정의 된 행동 패러다임에서 신경 집단의 광유전 적 조작의 사용은 운동 제어 ^7,23의 기초가되는 메커니즘에 대한 우리의 지식을 발전시키고 있습니다. 무선 방법은 여러 동물 또는 자유 이동^34,35에 대한 테스트가 필요한 작업에 특히 적합합니다. 그럼에도 불구하고, 기술과 장치가 세련됨에 따라, 그것은 광...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anaesthesia machine	RWD	R583S	Isoflurane vaporizer
Anesket	PiSA		Ketamine
Breadboard	Thorlabs	MB3090/M	Solid aluminum optical breadboard
Camera lense	Canon		50mmf/ 1.4 manual focus lenses (c-mount)
Camera system	BrainVision	MiCAM02	Camera controller and synchronizer
Cotton swabs
CS solution	PiSA		Sodium chloride solution 9%
Customized training chamber	In house
Drill bit #105	Dremel	2 615 010 5AE	Engraving cutter
Dustless precission chocolate pellets	Bio-Serv	F05301
Ethyl Alcohol	J.T.  Baker	9000-02	Ethanol
Eyespears	Ultracell	40400-8	Eyespears of absorbent PVA material
Fluriso	VetOne	V1 502017-250	Isoflurane
Glass capillaries	Drumond Scientific	3-000-203-G/X	Pipettes for NanoJect II
Hidrogen peroxide	Farmacom		Antiseptic
High-speed camera	BrainVision	MiCAM02-CMOS	Monochrome high-speed cameras
Infrared emmiter	Teleopto
Insulin syringe
LED cannula	Teleopto	TelC-c-l-d	LED cannula 250um 487nm light
Micropipette 10 uL	Eppendorf	Z740436
Micro-pipette puller	Sutter	P-87	Horizontal puller
Microscope LSM780	Zeiss		Confocal microscope
Microtome
Mock receiver	Teleopto
NanoJect II	Drumond Scientific	3-000-204	Micro injector
Oxygen tank	Infra	na
pAAV-EF1a-double.floxed-hChR2(H134R)-mCherry-WPRE- HGHpA	Addgene	20297	Viral vector for ChR-2 expression
Parafilm
Paraformaldehyde	Sigma	P-6148
Phosphate saline buffer	Sigma	P-4417	Phosphate saline buffer tablets
Pipette tips 10 uL	ThermoFisher	AM12635	0.5-10 uL  volume
Pisabental	PiSA		Sodium pentobarbital
Plexiglass	commercial		Acrylic sheet
Povidone iodine	Farmacom		Antiseptic
Procin	PiSA		Xylacine
Puralube	Perrigo pharma	1228112	Eye lubricant 15% mineral oil/85% petrolatum
Rotary tool	Kmoon	Mini grinder	Standard
Scalpel
Scalpel blade
Stereotaxic apparatus	Stoelting	51730D	Digital apparatus
Super-Bond C&B	Sun Medical		Dental cement
Surgical dispossable cap
Teleopto remote controller	Teleopto
Tg Drd1-Cre mouse line	Gensat	036916-UCD	Transgene insertion FK150Gsat
Tissue adhesive	3M Vetbond	1469SB
TPI Vibratome 1000 plus	Peico		Microtome
Vectashield mounting media with DAPI	Vector laboratories	H-1200	Mounting media
Wireless receiver	Teleopto	TELER-1-P