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요약

현재 프로토콜은 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 마우스를 효율적으로 생산하기 위한 CRISPR-Cas9 및 기증자 DNA의 접합체 미세주입을 설명합니다.

초록

CRISPR-Cas 기술은 유전자 변형 마우스를 빠르고 쉽게 생성할 수 있게 해주었습니다. 특히, 마우스와 점 돌연변이 마우스는 접합체에 CRISPR 인자(및 단일 가닥 올리고 DNA 공여체)를 전기천공하여 쉽게 생산됩니다. 대조적으로, 유전자 카세트(>1kb) knock-in 및 floxed 마우스는 주로 접합체에 CRISPR 인자 및 이중 가닥 DNA 기증자를 미세 주입하여 생성됩니다. 게놈 편집 기술은 또한 유전자 변형 마우스 생산의 유연성을 증가시켰습니다. 이제 다수의 유익한 근친교배 마우스 균주에서 표적 게놈 영역에 의도된 돌연변이를 도입하는 것이 가능하다. 우리 팀은 일본을 포함한 여러 국가의 요청에 따라 CRISPR-Cas9의 접합체 미세주입을 통해 200개 이상의 유전자 카세트 knock-in 마우스 라인과 110개 이상의 플록스 마우스 라인을 생산했습니다. 이러한 게놈 편집 중 일부는 BALB/c, C3H/HeJ 및 C57BL/6N 근친교배 균주를 사용했지만 대부분은 C57BL/6J를 사용했습니다. 전기천공 방법과는 달리, 다양한 근친교배 생쥐 균주에서 접합체 미세주입에 의한 게놈 편집은 그리 쉬운 일이 아닙니다. 그러나 단일 근친 교배 유전적 배경에 있는 유전자 카세트 녹인 및 플록스 마우스는 유전적 인간화, 형광 리포터 및 조건부 녹아웃 마우스 모델만큼 중요합니다. 따라서 이 기사에서는 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 마우스를 생성하기 위해 C57BL/6J 마우스에서 CRISPR 인자 및 이중 가닥 DNA 기증자의 접합체 미세주입에 대한 프로토콜을 제시합니다. 이 기사는 세포질 주입보다는 핵 주입에만 초점을 맞춥니다. 접합체 미세주입 외에도 생산 공정에 대한 타임라인과 과배란 유도 및 배아 이식과 같은 주변 기술에 대해 설명합니다.

서문

의도된 외인성 유전자가 표적 유전자좌에 도입된 녹-인 마우스는 유전자 인간화 마우스, 형광 리포터 마우스 및 Cre 드라이버 마우스 1,2와 같이 많은 생체 내 연구에서 널리 사용됩니다. 마우스 접합체에서 게놈 편집에 의해 knock-in 돌연변이가 유도되는 경우, 단일 가닥 DNA(single-stranded oligo DNA donors, ssODN) 또는 이중 가닥 DNA(dsDNA)가 공여체 DNA 2,3으로 사용됩니다. ssODN은 주로 200bp4 이하의 비교적 짧은 유전자 단편을 knock-in하는데 사용된다. 긴 ssODN(lsODN)5,6을 사용하여 1kb DNA보다 긴 단편을 knock-in하는 것이 가능하지만 준비 시간이 많이 걸립니다. dsDNA 공여체가 사용될 때, 힘들게 하는 공여체 DNA 제조 없이 유전자 카세트(>1 kb) knock-in 마우스를 생성할 수 있다7.

ssODNs 사용의 주요한 이점은 전기천공(electroporation)8이 knock-in 마우스를 생성할 수 있다는 것이다. 그러나 dsDNA 기증자는 접합체 미세주입에 의해 핵에 직접 도입되어야 합니다. 플록스된 마우스를 만들기 위해서는 두 부위에서 동시 knock-in이 필요하며, 여기서 각 loxP 서열은 표적 유전자의 상류 및 하류에서 knock-in됩니다. 마우스 접합체에서 게놈 편집에 의해 플록스 마우스를 생성하는 두 가지 방법이 있습니다 - 각각 단일 loxP 부위를 운반하는 두 개의 독립적인 ssODN을 사용하거나 플록스된 서열을 가진 단일 dsDNA(또는 lsDNA)를 사용합니다. 전자는 매우 비효율적입니다 9,10,11. dsDNA 기증자를 사용한 게놈 편집은 환경이 접합체 미세주입에 도움이 되는 경우 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 마우스를 생산하는 가장 간단한 접근 방식입니다.

초기에는 Cas9 mRNA와 sgRNA의 혼합물 또는 sgRNA와 Cas9를 암호화하는 DNA 벡터를 마우스 접합체의 게놈 편집에 사용한다12,13. 고품질의 안정적인 Cas9 단백질을 저렴한 비용으로 이용할 수 있게 되었기 때문에, crRNA-tracrRNA-Cas9 리보핵단백질(RNP)을 마우스 접합체14에 도입하는 것이 대중화되었다. 최근, knock-in 마우스는 knock-in이 발생할 가능성이 가장 높은 세포 주기 단계에서 crRNA-tracrRNA-Cas9 RNP와 donor DNA를 마우스 접합체의 두 전핵에 도입하여 높은 효율로 생성되었다15. 그러므로, 본 프로토콜은 이러한 방법에 의해 다양한 유형의 녹인 마우스를 제조하기 위한 기술을 기술한다.

실험용 마우스의 유용한 근친교배 균주가 많이 있다16. 근친 교배 배경 내의 유전자 변형은 표현형에 대한 유전적 배경의 영향을 무시할 수 있습니다. 이 기사에서는 가장 일반적으로 사용되는 근친 교배 마우스 계통인 C57BL/6J17의 접합체에서 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 돌연변이를 유도하는 방법을 설명합니다. 또한, 유전자 변형 마우스의 생성에 대한 타임라인과 사용된 말초 기술도 논의되며, 여기에는 과배란 유도 및 배아 이식이 포함됩니다.

프로토콜

모든 동물 실험은 쓰쿠바 대학 동물 실험 규정 및 교육부 소관 학술 연구 기관의 동물 실험 및 관련 활동의 적정한 수행에 관한 기본 지침에 따라 쓰쿠바 대학 기관 동물 실험위원회의 승인을 받아 인도적으로 수행되었으며, 일본의 문화, 스포츠, 과학, 기술. 10-25주령의 남녀 C57BL/6J 마우스를 접합체 기증자로 사용했습니다. ICR 마우스(10주령 이상)를 수용자 마우스로 사용하였다. 마우스는 상업적 공급원으로부터 입수하였다 ( 재료 표 참조).

1. cell-free 시스템에서 crRNA 절단 활성 확인

  1. 2 nmol의 crRNA(건조) 및 20 nmol의 tracrRNA(건조)를 각각 25 μL 및 250 μL의 RNase-free water에 용해시킨다( 재료 표 참조).
    참고: 절단 활성이 높고 가능한 한 적은 off-target을 가질 것으로 예측된 CRISPR 표적 서열은 CRISPOR를 사용하여 선택됩니다( 재료 표 참조). 유전자 카세트 knock-in의 경우, 삽입 부위를 가로질러 서열을 표적으로 한다. 플록싱할 엑손은 KOnezumi를 사용하여 선택되었습니다( 재료 표 참조).
  2. 표적 부위를 포함하는 DNA 단편(약 0.5-1 kb)을 게놈 PCR9로 증폭한다. 이 PCR 앰플리콘을 일반적인 PCR 산물 추출 키트로 정제합니다( 재료 표 참조).
  3. 10 μL의 CRISPR 혼합물을 준비합니다(Cas9 뉴클레아제 반응 완충액에 100 ng/μL의 crRNA, 150 ng/μL의 tracrRNA, 1 ng/μL의 Cas9, 재료 표 참조). CRISPR-Cas9 복합체를 구성하려면 CRISPR 혼합물을 37°C의 열 블록에 30분 동안 넣습니다.
  4. CRISPR 혼합물의 총 부피(10μL)를 1.2단계에서 설명한 PCR 산물(10μL, 20ng/μL)에 넣고 37°C에서 1시간 동안 배양합니다. 전기영동 중에 RNA가 없어야 하므로 1μL의 RNase(500ng/μL)를 추가하여 37°C에서 30분 동안 crRNA와 tracrRNA를 분해합니다. 소듐 도데실 설페이트(2% w/v)를 함유한 로딩 염료를 사용하여 위 샘플의 전기영동을 수행합니다.
    참고: 드물게 절단 활성이 없는 crRNA가 관찰됩니다. 이러한 경우 게놈 편집 디자인을 다시 설계하는 것이 좋습니다.

2. 접합체 미세주입을 위한 crRNA, tracrRNA, Cas9 단백질 및 donor DNA의 혼합물 준비

  1. CRISPR 용액(RNase가 없는 물에서 crRNA 50ng/μL, tracrRNA 200ng/μL, Cas9 200ng/μL)을 준비합니다. 기증자 DNA 용액(자가 구성된 플라스미드 DNA 벡터 20ng/μL)을 준비합니다.
    1. 공극 크기가 0.22μm인 멸균 주사기 필터를 통해 기증자 DNA 용액을 여과합니다. 동일한 부피의 CRISPR 용액과 여과된 기증자 DNA 용액을 혼합합니다. 각각의 최종 농도가 crRNA 25ng/μL, tracrRNA 100ng/μL, Cas9 100ng/μL, donor DNA 10ng/μL인지 확인합니다. 이 혼합물은 이후 RNPD로 지칭될 것이다.
      참고: 플록스 마우스 생산 중과 같이 두 부위를 절단할 때 각 crRNA의 농도는 25ng/μL이어야 합니다. 공여자 DNA는 원형 플라스미드 DNA이며 일반적인 미니 분취 스핀 컬럼 키트로 정제할 수 있습니다( 재료 표 참조). 준비된 용액은 얼음 위에 놓고 가능한 한 빨리 미세 주입에 사용해야합니다.

3. 자연 교배를 통한 생쥐 접합체 얻기

  1. 5IU의 임신한 암말의 혈청 성선 자극 호르몬(PMSG, 재료 표 참조)을 미세주입 3일 전에 C57BL/6J 암컷 마우스(10-25주령)에 피하 주사합니다. 약 46-48시간 후, 5IU의 인간 융모막 성선 자극 호르몬(hCG, 재료 표 참조)을 복강 내 투여합니다. PMSG 및 hCG 처리된 암컷 마우스를 수컷 C57BL/6J 마우스와 함께 수용하고 다음날 아침 질 플러그를 확인합니다.
    참고: 암컷 C57BL/6J 마우스 한 마리에서 약 15-25개의 접합체를 얻을 수 있습니다. 타임라인은 그림 1에 나와 있습니다.
  2. 그림 2와 같이 접합체 배양을 위한 35mm 페트리 접시 2개를 준비합니다. 사용할 때까지 인큐베이터(37°C, 5%CO2)에 넣습니다. 이들은 밤새 보관할 수 있습니다.
  3. 자궁 경부 탈구에 의해 질 플러그가 확인 된 암컷 마우스를 안락사시키고 작은 가위를 사용하여 복부 피부와 근육층을 통해 하복부 정중선에서 갈비뼈 아래까지 절개합니다.
    참고: 안락사에 대한 지역 동물 윤리 위원회의 권고를 따르십시오.
  4. 난관을 모아 페트리 접시 뚜껑에 0.75mg/mL의 히알루로니다아제( 재료 표 참조)가 들어 있는 M20 배지 20μL 방울에 넣습니다. 미세한 팁 집게로 하나의 난관을 집어 들고 fimbriae를 통해 히알루로니다아제가 포함된 약 50μL의 M2 배지를 관류합니다.
    참고: 이때 접합체는 수많은 난운 세포로 느슨하게 둘러싸여 있습니다.
  5. 30 초 후, 유리 모세관을 사용하여 소량의 배지로 형태 학적으로 정상적인 접합체를 집어 들고 신선한 M16 배지 방울로 옮겨 세척합니다. 세척된 접합체를 풀링을 위해 페트리 접시(그림 2)로 옮깁니다.
    참고: 타임라인은 그림 1에 나와 있습니다. 형태학적으로 정상적인 접합체는 암수 전핵과 구형을 심각하게 손상시키지 않은 두 개의 극체를 가지고 있다15. 접합체의 형태는 균주와 종에 따라 상당히 다릅니다.
  6. 모든 접합체가 검색될 때까지 3.3단계와 3.4단계를 반복합니다. 약 100개의 접합체가 배양 접시의 M16 한 방울에 모일 수 있습니다. 미세주입될 때까지 접시를 인큐베이터(37°C, 5%CO2)에 보관한다.

4. 미세주사바늘의 제조

  1. 프로그래밍 가능한 피펫 풀러를 사용하여 유리 피펫을 당깁니다( 재료 표 참조).
    알림: 미세 주입 바늘은 끝이 얇고 테이퍼가 길어야 합니다. 풀러에 세포질 내 정자 주입을 위한 바늘을 만드는 프로그램이 있는 경우 동일한 프로그램을 사용하여 미세 주입용 바늘을 만들 수 있습니다.
  2. 마이크로 포지 팁에 부착 된 유리 볼을 쳐서 미세 주입 바늘의 끝을 부러 뜨립니다. 미세 주입 바늘의 팁 크기가 직경이 약 1μm인지 확인하십시오. 팁 크기를 현미경으로 1000x 배율로 확인합니다.
  3. 마이크로 포지를 사용하여 팁에서 약 2-3mm에서 미세 주입 바늘을 구부립니다.
    알림: 굽힘 각도는 마이크로 매니퓰레이터의 설정에 따라 다릅니다. 너무 많이 구부리면 피에조 펄스의 효율성이 감소합니다.

5. 접합체 미세주입

  1. 1-1.5 cm의 수술액(수은의 대안으로 구멍을 뚫기 위해 피에조 효과에 필요한 관성체, 재료 표 참조)을 미세 주입 바늘의 중앙에 주입하고 피에조 액추에이터가 있는 수동 미세 주입기 홀더에 부착합니다.
    1. 또한 고정 바늘을 반대쪽 수동 마이크로 인젝터 홀더에 부착합니다. 점진적인 압력으로 수술액을 미세 주입 바늘 끝으로 이동합니다. 마이크로 매니퓰레이터에 수동 마이크로 인젝터 홀더를 모두 고정합니다.
      알림: 미세주입 바늘 끝에서 나오는 수술액은 현미경으로 50배 배율로 관찰할 수 있습니다. 방출되는 액체의 양을 조정한 후 피에조 펄스가 적용될 때 액체가 튀는 것을 관찰하여 피에조 펄스가 효과적임을 확인할 수 있습니다. 이것이 확인되지 않으면 미세 주입 바늘을 다시 준비하십시오.
  2. 3개의 액적을 갖는 주입 챔버를 준비한다: (1) 10 μL의 M2 배지; (2) M2 배지 중 12% 폴리비닐피롤리돈(PVP) 5μL; 및 (3) crRNA, tracrRNA, Cas9 단백질 및 Donor DNA(RNPD) 용액의 5μL 혼합물. 3.2단계와 동일한 방식으로 물방울을 미네랄 오일로 덮고 주입 챔버를 도립 현미경 스테이지에 설정합니다.
    1. 50x 배율의 도립 현미경에서 미세 주입 피펫을 12% PVP 방울로 내립니다. 12% PVP를 흡인 및 분주하여 미세주입 바늘 끝 내부를 청소하고 RNPD 방울로 옮깁니다.
  3. 수동 미세 주입기를 음압에 놓고 RNPD 용액을 미세 주입 바늘로 빨아들입니다. 충분한 양이 흡인될 때까지 몇 분 동안 기다리십시오. 현미경으로 50배 확대하여 미세주입 바늘 내부 전체를 액체로 채웁니다.
    1. 흡입을 중지하고 수동 마이크로 인젝터를 양압으로 설정하여 RNPD 용액이 서서히 배출되도록합니다. 미세 주입 바늘의 끝을 오일로 옮깁니다.
      알림: 흡입을 위해 수동 마이크로 인젝터의 손잡이를 시계 반대 방향으로 돌립니다. 흡입을 멈추려면 손잡이를 시계 방향으로 돌리고 현미경으로 관찰하면서 점차적으로 압력을 높입니다. RNPD 용액은 점차적으로 배출됩니다. 미세 주입 바늘의 액체 레벨 이동을 통해 유출을 확인할 수 있습니다.
  4. M2 방울에 접합체 50개를 넣고 홀딩 피펫을 같은 방울로 부드럽게 내립니다. 접합체가 포함된 M2 방울에 미세주입 바늘을 옮깁니다. 20x 대물렌즈로 전환하고 미세주입 파이펫의 팁에 초점을 맞춥니다.
    참고: 10분 안에 주입할 수 있는 접합체를 최대한 많이 넣습니다.
  5. 접합체를 잡고 미세 조작기를 움직여 전핵에 초점을 맞춥니다. 미세 주입 바늘을 접합체에 삽입하고 팁을 전핵에 가깝게 가져옵니다. 팁이 전핵막에 도달하면 피에조 펄스(강도: 6-10, 속도: 1)를 적용하여 피어싱합니다.
    1. 미세주사바늘이 전핵에 구멍을 뚫으면 RNPD 용액을 주입하고 전핵의 부종을 관찰한다. 전핵이 완전히 부풀어 오르면 바늘을 빨리 빼냅니다. 암컷과 수컷 전핵 모두에서 동일한 절차를 수행하십시오.
      참고: 주사에 의한 전핵의 팽창은 현미경으로 명확하게 볼 수 있습니다. 이러한 인플레이션의 정도는 말로 표현하기 어렵지만, 이전 보고서(15)를 참조하여 확인할 수 있다.
  6. 주입된 접합체를 M2 방울 내의 다른 위치로 이동하여 주입 전후의 접합체를 식별합니다.
  7. M2 방울의 모든 접합체가 주입될 때까지 5.5-5.6단계를 반복합니다. 주사 후 접합체를 신선한 M16 접시에 옮깁니다.
  8. 주사 후 10분 후에 생존한 접합체를 선택합니다. 주입에 의해 손상된 용해된 접합체를 제거하고 살아남은 접합체를 M16 접시의 각 방울에 분배합니다. 각 물방울은 한 명의 가임신 여성에 대해 20-24 개의 접합체를 포함해야합니다. 이렇게 하면 M16 접시가 배아 이식 중에 인큐베이터 외부 환경에 노출되는 시간이 줄어듭니다.
    참고: 최적의 주사 조건에서 생존율은 90%-95%입니다. 이것은 바늘 끝의 크기, 피에조 펄스의 강도 및 RNPD 용액의 유출 압력에 따라 다릅니다.

6. 난관으로의 배아 이식

  1. 가임신한 마우스를 얻으려면 발정 단계에 있는 각 암컷 ICR 마우스를 혈관 연결된 수컷 ICR 마우스와 교배합니다. 다음날 플러그를 확인하십시오.
    참고 : 20 쌍의 짝짓기에서 약 15 마리의 가임신 마우스를 얻습니다.
  2. 세 가지 유형의 혼합 마취제(메데토미딘 0.2mg/kg, 미다졸람 4.0mg/kg, 부토르파놀 2.5mg/kg, 재료 표 참조)를 가임신한 암컷 마우스에 피하 투여합니다. 호흡수의 감소와 꼬리 핀치 및 뒷다리 페달 철수 반사의 소실로 적절한 마취를 확인하십시오. 지역 동물 윤리 위원회의 권고에 따라 눈에 윤활유를 바르기 위해 안과용 연고를 바르십시오.
  3. 엎드린 자세로 마우스의 등쪽 부위를 면도날로 면도하고 수술 부위를 세 번 소독한 후 요오드 또는 클로르헥시딘 기반 스크럽과 알코올을 번갈아 가며 작은 해부 가위로 척추를 따라 약 1cm 정도 등쪽 피부를 절개합니다.
  4. 등쪽 절개 상처를 복부로 한쪽으로 옮기고 난소가 보이는 근육층을 절개하고 핀셋으로 난소 위의 지방을 잡고 난소, 난관, 자궁을 빼냅니다.
    1. serrefine 클램프로 지방을 고정하십시오( 재료 표 참조). 생식 조직을 멸균 거즈에 올려 코트와 직접 접촉하지 않도록하십시오.
  5. 다음 순서로 소량의 배양 배지(M2 또는 M16), 약간의 기포를 마커로 배치하고 이식을 위해 접합체를 피펫에 넣습니다.
    참고: 난관당 약 10-12개의 접합체를 이식합니다.
  6. 팽대부와 난관의 섬유질 사이에 미세 전단( 재료 표 참조)을 사용하여 절개하고(유리 피펫이 들어갈 수 있을 만큼만 길게) 접합체를 절개 부위에 도입하고 동시에 기포가 도입되었는지 확인합니다.
  7. 다른 난관에 이식을 유사하게 수행하십시오 (6.6 단계).
  8. 자동 클립으로 외부 피부를 봉합하십시오( 재료 표 참조).
    참고: 절개 상처가 불가피하게 크지 않는 한 절개된 근육층을 봉합하지 마십시오. 절개 된 근육층의 이상적인 크기는 2-3mm 미만이어야합니다. 절개 부위가 5mm보다 크면 멸균 된 봉합사 바늘과 실을 사용하여 근육층을 봉합해야합니다 ( 재료 표 참조).

7. 동물 회복

  1. 아티파메졸 염산염(0.3 mg/kg)을 생쥐에게 피하 투여한다.
    참고: 수술 후 진통에 대한 지역 동물 윤리 위원회의 권장 사항을 따르십시오.
  2. 그런 다음 마우스를 케이지에 넣고 37°C의 핫플레이트에서 따뜻하게 유지합니다.
  3. 생쥐가 깨어 난 후 약 2 시간 동안 따뜻하게 유지하십시오. 생쥐의 비정상적인 행동이 없음을 확인한 후 케이지를 사육장에 다시 넣습니다.

결과

이 프로토콜을 사용하는 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 마우스의 생산 결과는 표 1 및 표 2에 제시되어 있습니다. 각 게놈 편집 마우스 라인이 현재 독립적이고 공개되지 않은 프로젝트에서 사용되고 있기 때문에 표적 유전자는 명시되지 않았습니다. 대신에, 표적 염색체 영역을 기술하였다.

유전형 분석은 이전에 보고된 방법18을 사용하여 수행하였다. 이 유전자형 분석 방법에서, 기증자 DNA가 의도하지 않은 염색체 부위에 삽입된 마우스는 원하는 게놈 편집이 유도되더라도 양성 개체로 계산되지 않습니다. 따라서 게놈 편집 자체의 효율성보다는 실제 목적에 진정으로 유용한 창시자 마우스의 생산 효율성이 나타났습니다.

13개의 독립적인 유전자 카세트 knock-in 마우스의 중간 생산 효율은 20.8%였으며, 최대 39.5% 및 최소 7.9%였다(표 1). 이 효율성은 충분히 실용적인 것으로 간주되었습니다. 임의의 치명적인 배아 유전자는 유전자 카세트 knock-in 동안 표적화되지 않았다. 이 치명적이지 않은 유전자 표적화 조건에서의 평균 출생률은 34.0%(최대 43.3% 및 최소 15.9%)였습니다. 이는 유전자 조작 없이 배아 이식의 출생률과 비슷하기 때문에 도입된 게놈 편집 요소의 독성과 접합체 미세주입의 물리적 손상이 배아 발달에 영향을 미치지 않을 것으로 생각했습니다.

10마리의 독립적인 플록스 마우스의 평균 생산 효율은 7.7%였으며, 최대 20.7% 및 최소 2.1%였습니다(표 2). 여러 표적 유전자의 기능은 알려지지 않았지만 평균 출생률은 30.2%로 최대 43.8%, 최소 17.3%였습니다. 이 비율은 유전자 카세트 knock-in 마우스의 비율과 비슷했으며, 이는 미세 주입 작업이 플록스 마우스의 배아 발달에 무시할 수 있는 영향을 미친다는 것을 시사합니다.

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그림 1: 접합체 미세주입의 타임라인. 흰색과 어두운 색상은 각각 명암주기를 나타냅니다. 마우스는 14시간 밝음/10시간 암흑 주기 하에서 유지되었습니다. PMSG: 임신한 암말의 혈청 성선 자극 호르몬; hCG: 인간 융모막 성선 자극 호르몬 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

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그림 2: 배양 접시의 준비. (A) 주사 전의 접합체에 대한 배양 접시. M16 배지 두 방울(각각 20-25μL)을 35mm 플라스틱 페트리 접시에 넣습니다. (b) 주사 후 접합체에 대한 배양 접시. 10mm 플라스틱 페트리 접시에 M16 10방울(각 방울당 20-35μL)을 넣습니다. 방울은 미네랄 오일 (3 mL)로 덮여 있습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

표적 염색체 영역개수knock-in 삽입 길이(kb)상동성 팔 길이(kb)
배아신생아검사 (이유식)노크인 w/O rTGrTGc
주입전송5' 팔3' 팔
2qE2349331114 (34.4%)a1149 (7.9%)b5 (4.4%)d1.01.01.0
2qE223121578 (36.3%)a7415 (20.3%)b23 (31.1%)d2.21.01.1
5qG228826290 (34.4%)a8119 (23.5%)b18 (22.2%)d1.62.02.0
6qB127825958 (22.4%)a4611 (23.9%)b11 (23.9%)d4.21.21.0
6qE3 [로사26]29527797 (35.0%)a232 (8.7%)b4 (17.4%)d6.51.13.0
6qE3 [로사26]24621987 (39.7%)a8322 (26.5%)b18 (21.7%)d5.81.13.0
7qF5279268116 (43.3%)a11445 (39.5%)b44 (38.6%)d1.43.11.0
11qB440535356 (15.9%)a478 (17.0%)b12 (25.5%)d1.71.00.8
11qD310294100 (34.4%)a9815 (15.3%)b76 (77.6%)d1.01.82.4
12qE36832086 (26.9%)a8412 (14.3%)b19 (22.6%)d3.41.11.3
12qF131526576 (28.7%)a7217 (23.6%)b28 (38.9%)d1.01.11.1
14qE525621548 (22.3%)a4811 (22.9%)b21 (43.8%)d3.11.00.9
14qE528728585 (29.8%)a7215 (20.8%)b19 (26.4%)d2.61.00.9

표 1: 마이크로주입에 의한 knock-in 마우스 생산. 이 표는 기증자 DNA의 무작위 통합(rTG) 없이(W/O) 의도된 knock-in 대립유전자를 운반하는 마우스를 생산하는 출생률과 효율성을 보여줍니다. 모든 프로젝트에서 의도된 knock-in 대립유전자를 가진 마우스를 얻는 것이 가능했습니다. a: 신생아 수/이식된 배아 수; b: 운반된 녹인 대립유전자의 수/검사된 마우스의 수; C: 의도된 대립유전자가 있는지 확실하지 않습니다. d: rTG 대립유전자 운반 마우스의 수/검사된 마우스의 수; rTG: 기증자 벡터의 무작위 적분. W/O: 없이.

표적 염색체 영역개수플록스 길이(KB)상동성 팔 길이(kb)
배아신생아검사 (이유식)플록스 W/O rTG
주입전송5' 팔3' 팔
3큐씨32531393 (29.7%)a879 (10.3%)b1.31.21.1
4qB121020036 (18.0%)a296 (20.7%)b1.61.20.9
4qC4272256112 (43.8%)a1005 (5.0%)b2.41.01.4
5qF14313740 (29.2%)a406 (15.0%)b1.81.01.1
5qF25522780 (35.2%)a762 (2.6%)b1.31.10.9
9qE3.128926180 (30.7%)a779 (11.7%)b1.21.21.2
10큐비328426988 (32.7%)a783 (3.8%)b1.31.10.9
10qC124323140 (17.3%)a384 (10.5%)b2.11.01.3
14qE5390372139 (37.4%)a1355 (3.7%)b1.10.80.9
17qA3.338337499 (26.5%)a952 (2.1%)b2.10.60.8

표 2: 미세주입에 의한 Floxed 마우스 생산. 이 표는 기증자 DNA의 무작위 통합(rTG) 없이(W/O) 의도된 플록스 대립유전자를 운반하는 마우스를 생산하는 출생률과 효율성을 보여줍니다. 모든 프로젝트에서 의도된 플록스 대립유전자를 가진 마우스를 얻는 것이 가능했습니다. a: 신생아 수/이식된 배아 수; B: Flox 대립유전자 운반 마우스의 수/검사된 마우스의 수. rTG: 또는 공여체 벡터의 무작위 적분; W/O: 없이.

토론

본 연구에서는 자연 교배에서 얻은 신선한(냉동-해동되지 않은) C57BL/6J 마우스 접합체를 게놈 편집 마우스 생산에 사용했습니다. knock-in이 발생할 가능성이 가장 높은 세포 주기 단계에서 crRNA-tracrRNA-Cas9 및 donor DNA(RNPD)를 이러한 접합체의 두 전핵에 주입함으로써 높은 출생률과 충분한 게놈 편집 효율로 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 마우스를 생성했습니다. 현재 연구는 SPRINT-CRISPR 방법15의 확장성을 강화하여 C57BL/6J 유전적 배경에서도 충분한 knock-in 효율을 보장하고 플록스 마우스 생산에 적용할 수 있습니다.

전기천공법(Electroporation)은 게놈 편집 마우스를 생산하는 매우 일반화된 방법인데, 그 이유는 실험 장치의 비용이 저렴하고 기술을 쉽게 배울 수 있기 때문이다8. 또한, 난관에 존재하는 착상 전 배아로 게놈 편집이 이루어지는 i-GONAD 방법(19)은 수용자 마우스를 필요로 하지 않는다. 이러한 방법들과 비교하여, 여기에 제시된 본 방법은 하드웨어 및 소프트웨어 양쪽 측면에서 실험 환경을 준비하고 유지할 때 비용과 시간이 많이 소요된다. 그러나 일단 실험 설비가 갖추어지면 시중에서 판매되는 CRISPR 요소(crRNA, tracrRNA, Cas9 단백질)와 간단하고 소량의 원형 플라스미드 벡터만으로 복잡한 유전자 카세트 knock-in 및 floxed 마우스를 생산할 수 있습니다. 이는, 많은 복잡한 게놈-편집된 마우스 라인이 준비하기 위해 시간이 많이 걸리는(또는 상대적으로 비싼) lsODN 5,6 또는 아데노-관련 바이러스 벡터(20)를 제조할 필요 없이 생산될 수 있다는 것을 의미한다.

원래의 SPRINT-CRISPR 방법15와 달리 신선한(냉동-해동) 접합체가 사용되었습니다. 자연 교배에 의해 신선한 접합체를 얻을 때, 체외 수정 또는 동결 및 해동 중에 발생할 수있는 기술적 오류를 무시할 수 있습니다. 또한 배아 조작 과정은 현재 접근 방식에 따라 약 반나절 만에 완료 될 수 있습니다 (그림 1). 한편, 본 방법의 일부 한계는 많은 수컷 마우스의 요구 사항, 수정 시기의 느슨한 제어, 미세 주입을 위한 접합체의 수를 완전히 예측하는 제한된 능력을 포함합니다. 원래의 SPRINT-CRISPR 방법과 비교하여 이 방법은 출생률이 더 높을 수 있습니다(표 1). 그럼에도 불구하고 실험 도체, 표적 유전자, 유전적 배경, 배아 확인 시기의 차이 때문에 본 방법이 출생률 측면에서 더 낫다고 단정할 수 없다.

표 1에 나타낸 바와 같이, 대부분의 유전자 카세트 knock-in 프로젝트에서 많은 수의 마우스는 무작위 통합 대립유전자를 가졌다. 무작위 통합은 내인성 유전자의 의도하지 않은 파괴 및 이식 유전자의 이소성 발현을 초래할 수 있기 때문에 제거되어야 합니다. 미래의 과제는 충분한 knock-in 효율을 유지하면서 무작위 적분 이벤트의 수를 줄이는 실험 조건을 찾는 것입니다.

DNA 이중 가닥 절단을 초래하는 게놈 편집 이펙터를 사용한 거의 모든 마우스 접합체 게놈 편집은 표적 부위에서 의도하지 않은 돌연변이를 유도할 가능성이 있습니다 9,21. 이러한 의도하지 않은 표적 돌연변이의 결과는 명확한 증거를 제시하기 위해 차세대 마우스를 관리할 수 있는 상황에 있지 않기 때문에 여기에 설명되지 않습니다. 의도하지 않은 표적 돌연변이 유발으로 인한 혼란의 우려를 배제하는 가장 좋은 방법은 창시자를 교차하는 것이 아니라 야생형 마우스와 교배하여 차세대 마우스를 얻는 것입니다. 원칙적으로, 이 교차로 인한 N1 마우스는 대립유전자의 한쪽에 야생형(WT)이므로 의도된 녹인(KI) 대립유전자가 검출되면 WT/KI 이형접합체입니다. 따라서, 표적 돌연변이 유발은 비교적 빠른 수명주기를 가지며 다산 동물 인 실험용 마우스에서 중요한 문제가 아닙니다. 그러나이 기술이 상대적으로 큰 포유류에 적용될 때 더 많은 개선이 필요할 것입니다.

이 기술은 C57BL/6J 이외의 근친교배 균주에서 유전자 카세트 knock-in 마우스를 생산할 수 있음이 확인되었지만 충분한 수의 프로젝트가 확보되지 않았고 데이터가 매우 가변적입니다. 이러한 이유로 이 정보는 본 연구에 포함되지 않습니다. 이 주제에 대한 추가 연구는 마우스 유전학 및 질병 모델 연구를 발전시키는 데 필요할 것으로 믿어집니다.

공개

저자는 경쟁 이익을 선언하지 않았습니다.

감사의 말

이 작업은 문부과학성의 과학 연구(B)(19H03142: SM으로), 과학 연구(A)(20H00444: FS로), 과학 연구(A)(21H04838: SM으로) 및 혁신 분야에 대한 과학 연구 "첨단 동물 모델 지원 플랫폼"(16H06276: ST)의 지원을 받았습니다. 자금 제공자는 연구 설계, 데이터 수집 및 분석, 출판 결정 또는 원고 준비에 아무런 역할도 하지 않았습니다. 게놈 편집 설계에 대한 유용한 토론을 해주신 Ryoichi Mori에게 감사드립니다.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
Atipamezole HydrochlorideZENOAQ-
Autoclip Wound ClipBD427631
Autoclip Wound Clip ApplierBD427630
ButorphanolMeiji Seika Pharma-
C57BL/6J miceJackson Laboratory Japan-older than 10 weeks old
Calibrated Pipet, 100ulDrummond Scientific Company2-000-100for collecting zygote and embryo transfer
Cas9Thermo Fisher ScientificA36499
Cas9 Nuclease Reaction BufferNEBB7203
CellTram 4r  oilEppendorf5196000030
CRISPORhttp://crispor.tefor.net/web tool for genome editing experiments with the CRISPR-Cas9 system
crRNAIDT-
Gel/PCR Extraction KitFastGeneFG-91302
hCGASKA Animal Health-
HyaluronidaseMerck Sigma-AldrichH3884
ICR miceJackson Laboratory Japan-older than 10 weeks old, weight 28 G or more
Inverted microscopeLeica
KOnezumihttps://www.md.tsukuba.ac.jp/LabAnimalResCNT/KOanimals/konezumi.htmla web application for automating gene disruption strategies to generate knockout mice
M16 mediumMerck Sigma-AldrichM7292
M2 mediumMerck Sigma-AldrichM7167
MedetomidineZENOAQ-
Micro shearsNatsume SeisakushoMB-54-1
MicroforgeNarishigeMF-900for fire polishing of holding pipette and bending the microinjection needle
Micromanipulator unitsNarishige
Micropipette pullerSutter InstrumentP-1000programmable pipette puller
MidazolamMaruishi Pharmaceutical-
MILLEX-GV 0.22 µm filterMerck MilliporeSLGV033R
Mineral oilNacalai26114-75for zygote culture and injection chamber
Petri dish (35mm, untreated)Iwaki1000-035for zygote culture
PIEZO micromanipulatorPRIME TECHPMM-150
Plasmid Mini KitFastGeneFG-90502mini prep spin column kit
PMM Operation LiquidPRIME TECHKIT-Aoperation liquid for microinjection
PMSGASKA Animal Health-
PolyvinylpyrrolidoneMerck Sigma-AldrichP5288
RNaseQIAGEN19101
RNase Free WaterIDT-tracrRNA Accessory Reagents
Serrefine clampNatsume SeisakushoC-18
Sodium dodecyl sulfateSIGMA151-21-3
Suture needle with threadNatsume SeisakushoC11-60B2
Thin wall borosilicate glass
without filament		Sutter InstrumentB100-75-10for microinjection needle and holding pipette
tracrRNAIDT-

참고문헌

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