체외(in vitro)의 Th17 분화 연구를 위한 레트로바이러스 CRISPR/Cas9 매개 유전자 표적화

요약

Cas9 형질전환 마우스의 일차 T 세포로 가이드 RNA를 레트로바이러스 형질전환하기 위한 프로토콜을 제시하여 Th17 분화 연구에서 유전자 편집을 위한 효율적인 대안을 제공합니다.

초록

Th17 세포로 알려진 IL-17A를 생산하는 T 보조 세포는 면역 방어에 중요한 역할을 하며 자가면역 질환과 관련이 있습니다. CD4 T 세포는 in vitro 에서 항원과 잘 정의된 사이토카인 칵테일로 자극하여 in vivo에서 Th17 세포 분화를 모방할 수 있습니다. 시험관 내 Th17 분광 분석을 사용하여 Th17 분화 조절 메커니즘에 대한 연구가 광범위하게 수행되었습니다.

기존의 Th17 분극 방법은 일반적으로 Th17 분화 및 기능에 대한 특정 유전자의 영향을 연구하기 위해 유전자 변형 마우스에서 naive CD4 T 세포를 얻는 것을 포함합니다. 이러한 방법은 시간과 비용이 많이 소요될 수 있으며 녹아웃 동물의 세포 외적 요인의 영향을 받을 수 있습니다. 따라서 가이드 RNA의 레트로바이러스 형질도입을 사용하여 CRISPR/Cas9 knockin primary mouse T cell에 유전자 knockout을 도입하는 프로토콜은 매우 유용한 대안 접근법으로 작용합니다. 본 논문은 레트로바이러스 매개 유전자 표적화에 따라 naive primary T cell을 Th17 cell로 분화하는 프로토콜과 감염 및 분화 효율을 분석하기 위한 후속 유세포 분석 방법을 제시합니다.

서문

CD4⁺ T helper cell의 고유한 하위 집합인 Th17 세포는 세포외 박테리아와 진균을 박멸하는 데 필수적이며 다양한 자가면역 질환에서 중요한 역할을 합니다 ^1,2,3. 새로운 증거에 따르면 Th17 세포는 환경 및 유전적 요인의 영향을 받는 병원성 및 비병원성 조건 모두에서 기능하는 이질성을 나타냅니다. Th17 세포의 분화, 가소성 및 이질성을 제어하는 조절 과정을 규명하는 것은 보다 효과적인 면역 치료 전략의 발전에 매우 중요합니다.

유전자 변형 동물은 Th17 세포 분화 및 기능의 핵심 조절자를 밝히는 데 널리 사용되었습니다. 유전자 변형 동물을 사용하는 것은 생체 내에서 완전한 조작을 포함하며, 생리학적 조건 또는 질병 모델에서 그 역할에 대한 진정성과 체계적인 연구를 제공합니다. 그럼에도 불구하고 이 접근 방식을 사용한 고처리량 스크리닝은 대체로 비실용적입니다. In vitro 편광 분석은 Th17 세포 분화 연구를 위한 대안을 제공합니다. 형질전환 성장 인자 β1(TGFβ1)과 결합된 인터루킨 6(IL-6)은 비병원성 Th17 세포의 발달을 촉진하는 것으로 나타났으며, IL-6, IL-1β 및 IL-23은 병원성 Th17 세포(pTh17)^4,5의 분화를 촉진하는 데 관여합니다.

CRISPR/Cas9 기술의 출현으로 특정 염기에서 정밀한 게놈 편집이 가능해졌습니다. 레트로바이러스 형질도입과 결합할 때, 이 접근법은 Th17 세포에서 잠재적 조절인자를 스크리닝하고 기능적으로 연구하기 위한 강력하고 효율적이며 경제적인 유전적 방법을 제공합니다 ^6,7. 이 연구에서는 Th17 분극 시스템 내에서 레트로바이러스 형질주입 절차를 개선했습니다. 레트로바이러스 시스템을 사용하여 생쥐의 사전 확립된 Cas9 발현 활성화 미접촉 T 세포를 감염시켰습니다. 세포는 표적 유전자의 knockout을 촉진하기 위해 EF1a 프로모터의 제어 하에 형광 리포터 단백질을 암호화하는 유전자와 함께 U6 프로모터에 의해 구동되는 가이드 RNA(gRNA) 구조체로 형질도입되었습니다. 그런 다음, 형질도입된 T 세포를 특정 사이토카인 조건에서 배양하여 Th17 세포로의 분화를 유도하였다. 특히 RoRγt를 knockout한 그룹은 대조군에 비해 IL-17A 생산량을 유의하게 감소시켰다. 이 시스템의 효과는 활성화된 일차 T 세포에 대한 최적화된 레트로바이러스 생산 및 형질 도입 조건에 달려 있으며, 이는 Th17 분화 및 기능의 특정 유전자를 연구하기 위한 빠르고 실용적인 접근 방식을 제공합니다.

프로토콜

모든 절차는 상하이 자오퉁 의과대학 렌지병원 실험동물복지윤리위원회(Experimental Animal Welfare Ethics Committee)의 승인을 받았으며 제도적 지침을 준수하고 있습니다.

1. 레트로바이러스 생산

1. 레트로바이러스 구조체의 제조
   1. CRISPick 도구(https://portals.broadinstitute.org/gppx/crispick/public)를 사용하여 RORγt knockout⁸을 위한 sgRNA를 설계합니다. reference genome을 Mouse GRCm38로 지정하고, CRISPRko guide system에 따라 PAM sequence를 NGG(SpyoCas9, Hsu (2013) tracrRNA의 경우)로 선택합니다. 타겟 유전자의 이름 또는 기타 타겟 유전자 형식을 검증하고 유효한 입력을 제출하여 sgRNA 후보 물질을 획득합니다. 다른 파라미터를 기본값으로 설정하고, sgRNA target을 RORγt(Rorc, Gene ID: 19885)로 설정하여 Th17의 분화를 방해하고, 마우스 GeCKO v2 라이브러리에서 non-targeting sgRNA(약어: sgNT, sequence: GCGAGGTATTCGGCTCCGCG)를 선택합니다.
      참고: 이 도구는 가이드 RNA를 설계하기 위한 다양한 클릭 가능한 옵션을 제공하여 특정 요구 사항을 충족하도록 편리하게 사용자 정의할 수 있습니다.
      1. Quick Gene Lookup(빠른 유전자 조회) 열 아래의 검색 상자에 타겟 유전자 이름을 입력합니다. 시스템은 정확한 선택을 보장하기 위해 유전자 ID와 대상 유전자의 전체 이름을 표시합니다.
         참고: 다양한 표적 유전자 형식을 검증하기 위해 추가 옵션을 사용할 수 있습니다.
   2. off-target match를 피하고 on-target 효능을 높이기 위해 높은 조합 rank 및 pick 순서에 따라 Rorc (약어: sgRorc) sequence에 target된 하나의 sgRNA를 선택합니다(sgRorc sequence: GTCATCTGGGATCCACTACG). sgRorc 및 sgNT에 대해 두 개의 올리고뉴클레오티드를 합성합니다: 순방향 올리고의 경우 각 가이드 서열의 5' 끝에 "gttttagagctagaaatagcaagttaaaat" 서열을 추가합니다. 리버스 올리고의 경우 각 가이드 시퀀스의 3' 끝에 "tttcgtcctttccacaagatatataaagc" 시퀀스를 추가합니다.
      참고: 일반적으로 sgRNA 염기서열에는 여러 옵션이 있습니다. knockout 효율을 평가하기 위해 동일한 유유전자형을 표적으로 하는 2개 또는 3개의 sgRNA 염기서열을 선택하는 것이 필수적입니다. 본 연구의 예비 실험에서는 Rorc 를 타겟으로 하는 두 개의 gRNA를 비교를 위해 선택했습니다(sgRNA sequence1: GTCATCTGGGATCCACTACG; sgRNA sequence2: CTTGAGTATAGTCCAGAACG). 실험 결과에 따르면 현재 방법(sgRNA sequence1)에서 제시된 gRNA는 둘 사이에서 더 높은 knockout 효율을 나타냅니다.
   3. 위의 프라이머와 함께 PCR에서 DNA 중합효소를 사용하여 sgRorc 및 sgNT 코딩 염기서열을 증폭하고 mCherry 형광 단백질이 있는 프레임에서 pMX-U6-MCS 벡터(U6 promoter와 gRNA scaffold 사이)로 각각 클로닝합니다⁹. 반응 시스템(50μL)을 표 1과 같이 설정합니다. 이러한 primer는 sgRNA를 벡터에 삽입할 수 있는 sgRNA sequence(3')와 전체 길이 벡터 단편을 증폭할 수 있는 vector sequence(5')의 세그먼트로 구성됩니다. 또한, sgRNA 영역 내에서 약 18 bp의 중첩(완전히 중첩되지는 않음)으로 정방향 및 역방향 프라이머를 설계하여 ligation process 동안 선형화된 cloning vector의 조립을 용이하게 합니다.
      참고: 약 5,551 kd의 PCR에 의한 프라이머가 있는 sgRNA 염기서열 부위의 선형화된 벡터 단편을 얻어야 합니다.
   4. 겔 추출 키트를 사용하여 구조체를 정제하고 클로닝 키트를 사용하여 원형화합니다. 형질전환 분석을 위한 재조합 제품을 사용하십시오.
   5. 플레이트에서 단일 클론을 선택하고 U6 promoter primer(염기서열: ATGGACTATCATATGCTTACCGTA)를 사용하여 1세대 염기서열분석을 통해 sgRorc 또는 sgNT 코딩 염기서열을 검증합니다.
   6. LB 브로스에서 증폭을 위해 원하는 단일 클론을 선택합니다. 내독소가 없는 플라스미드 키트를 사용하여 박테리아 세포에서 고품질 플라스미드 DNA를 추출합니다.
      참고: 플라스미드 용액의 품질이 좋은지 확인하십시오. 플라스미드 용액의 농도는 1 μg/μL 이상이어야 합니다.
2. 패키징 셀의 준비
   1. 다음 절차를 사용하여 Platinum-E(Plat-E) 세포를 준비합니다: 10cm 배양 접시에서 10% 소 태아 혈청(FBS), 100 units/mL 페니실린 및 0.1 mg/mL 스트렙토마이신을 함유한 Dulbecco's Modified Eagle's Medium(DMEM 배지)으로 Plat-E 세포를 배양합니다. 하기에서 세포 배양 배지 로 지칭될 것이다.
      참고: 적절한 transfection 효율을 얻으려면 대수 성장 단계에서 계대 수가 15개 미만인 세포를 사용하는 것이 좋습니다.
   2. 10cm Plat-E 세포(~2.6 × 10⁷ 세포)를 적절한 비율로 전체 플레이트를 transfection 1일 전에 새로운 10cm 접시에 분할하여 다음 날 약 80%의 세포 밀도를 달성하며, 이는 transfection을 위한 최적의 조건입니다. 새로운 10cm 접시에 대해 1:3 비율로 세포 계대 분석을 수행합니다(transfection 전날 새로운 10cm 접시에 ~8 ×⁶ 세포를 시드).
      참고: split ratio는 세포의 성장 조건에 따라 달라지며, 강력한 성장을 보이는 세포에서 더 높은 transfection 효율을 달성할 수 있습니다. 10cm 접시에 대해 1:3 비율로 세포 통과를 수행합니다. 6cm 접시와 같은 다양한 세포 배양 접시의 경우 1.5 × 10⁶ Plat-E 세포를 transfection 전날에 파종하는 것이 좋습니다.
3. 형질주입(Transfection)
   1. 형질주입 1시간 전, 세포 배양 배지를 페놀 레드가 없는 8mL의 환원된 혈청 배지로 5% FBS가 포함되지만 페니실린-스트렙토마이신이 없는 경우 형질주입 시약에 방해가 될 수 있으므로 대체하십시오. 사용하기 전에 환원된 세럼 매체를 37°C로 데우십시오.
   2. 믹스 1 및 믹스 2를 포함하는 형질주입 혼합물을 제조한다: 믹스 1은 1,000 μL의 환원된 혈청 배지에 18 μg의 플라스미드 DNA(pMXs-U6-MCS-sgNT-mCherry/pMXs-U6-MCS-sgRorc-mCherry) 및 6 μg의 pCL-Eco를 포함한다. Mix 2에는 1,000μL의 환원된 혈청 배지에 48μL의 transfection 시약이 포함되어 있습니다. 믹스 1에 믹스 2방울을 한 방울씩 넣고 부드럽고 철저히 섞습니다. 20-25 ° C에서 15-20 분 동안 복합체를 배양하십시오.
   3. 혼합물을 Plat-E 세포에 조심스럽게 떨어뜨리고 플레이트를 부드럽게 휘젓어 균일하게 분포되도록 합니다. 37 ° C에서 5 % CO₂ 이하에서 6-12 시간 동안 세포를 배양합니다.
   4. 배지를 10mL의 신선한 세포 배양 배지로 교체하고 37°C, 5%_CO2 에서 48시간 동안 세포를 계속 배양합니다.
   5. 형광 현미경 검사 또는 유세포 분석을 통해 프록시 역할을 하는 레트로바이러스 벡터 태그를 검출하여 Plat-E 세포의 transfection 효율을 평가합니다.
      참고: pMX-U6-MCS 벡터로 transfection된 Plat-E 세포의 상당한 비율에서 강력한 mCherry 형광(형광 양성이 80% 초과) 신호가 검출되어 성공적인 transfection을 나타냅니다.
   6. 바이러스 함유 배양 상등액과 원심분리기를 1,500 ×g에서 10 분 동안 수확 하여 세포 조각을 제거합니다. 바이러스 상등액을 바이알당 1mL로 분취하고 -80°C에서 보관합니다.
      알림: 여과는 세포 파편을 제거하는 대체 방법입니다. 공극 크기가 0.45μm인 주사기 필터와 폴리에테르설폰(PES) 멤브레인을 사용하여 필터 멤브레인에 바이러스 입자가 머무르는 것을 최소화하는 것이 좋습니다.

2. 활성화된 CD4 ⁺ T 세포의 레트로바이러스 감염 및 Th17 분화

1. 일차 무접촉 CD4⁺ T 세포를 준비하고 활성화합니다.
   1. 멸균 500μL PBS에 2μg/mL의 항-CD3e 및 4μg/mL의 항-CD28로 24웰 세포 배양 플레이트의 각 웰을 코팅하고, 증발 및 오염을 방지하기 위해 플레이트를 파라필름으로 감싼 다음, 미접촉 CD4⁺ T 세포를 분리하기 전날 4°C에서 하룻밤(또는 CD4⁺ T 세포 도금 전 1-2시간 동안 37°C)에서 플레이트를 배양합니다.
      참고: 이 단계는 바이러스 형질도입을 수행하기 전에 마우스 T 세포에 대한 플레이트 결합 자극을 수행하는 데 필요합니다.
   2. 다음날, 6-8주 된 Cas9 발현 마우스(R26-CAG-Cas9 마우스)를 CO₂ 질식으로 안락사시키고 70% 에탄올로 살균합니다.
   3. 마우스 비장을 채취하여 2% FBS 및 100μM EDTA(FACS: 완충액)가 있는 PBS에 넣습니다.
   4. FACS 완충액에서 멸균된 접지 유리(무광택 면)로 비장을 분쇄하고, 조직을 단일 세포 현탁액으로 균질화하고, 70μm 세포 여과기를 통해 세포 현탁액을 50mL 튜브로 여과합니다.
      알림: 조직을 촉촉하게 유지하기 위해 조직을 부드럽고 일관되게 갈아서 사용하십시오. 조직을 격렬하게 갈면 세포 생존에 큰 영향을 미칠 수 있습니다.
   5. 비장 세포 현탁액을 800 × g 에서 5분 동안 회전시킵니다. 상층액을 제거하고 세포 펠렛을 2mL의 적혈구 용해 완충액에 재현탁합니다. 실온에서 5분 동안 그대로 둔 다음 FACS 버퍼를 추가하여 총 부피가 15mL에 도달하도록 합니다. 비장세포를 800 × g 에서 5분 동안 원심분리합니다.
   6. 비장세포를 재현탁하고 40μm 세포 여과기를 통해 여과합니다. CD4⁺ T 세포 분리를 위해 최종 부피를 1mL로 조정합니다.
   7. 설명서의 지침에 따라 상용 시약 키트를 사용하여 CD4⁺ T 세포를 분리합니다.
   8. CD4⁺ T 세포를 형광 항체 혼합물(CD4, CD25, CD44 및 CD62L)로 4°C에서 30분 동안 라벨링하고, FACS 완충액으로 세포를 세척하고, 플로우 셀 분류기를 사용하여 naive CD4⁺ T 세포를 분리합니다. 이를 통해 CD4⁺CD25-CD62L^높은CD44^낮은 나이브 T 세포를 얻을 수 있습니다.
   9. 24-well 세포 배양 플레이트(단계 2.1.1에서 준비)에서 plate-bound stimulation supertatent를 제거하고 500μL의 PBS로 각 well을 두 번 헹굽니다. 플레이트 1 x 10⁶ 나이브 CD4⁺ T 세포를 24웰 세포 배양 플레이트의 웰에 있는 1mL의 림프구 배양 배지에 넣습니다. 세포 배양기에서 세포를 배양합니다.
      참고: 림프구 배양 배지에는 RPMI 1640 배지에 10% FBS, 100 units/mL 페니실린 및 0.1 mg/mL 스트렙토마이신, 1 mM 피루브산 나트륨, 10 mM HEPE 및 50 μM β-ME가 포함되어 있습니다.
2. 레트로바이러스 감염
   1. 18-24시간 후 활성화된 세포의 각 웰을 1.5mL 튜브에 수집합니다. 800 ×g에서 5 분 동안 원 심분리기를 하고 상층액을 버립니다.
   2. 감염 혼합물 1mL(10μg/mL 헥사디메트린 브로마이드, 바이러스 상등액 내 10mM HEPES)에 세포 펠릿을 재현탁하고 혼합물 1mL를 48웰 세포 배양 플레이트의 새 웰에 추가합니다. 그 동안, 충분한 세포를 음성(형질전환되지 않은) 대조군으로 저장하십시오.
      참고: 웰당 1 x 10⁶ 활성 naive CD4⁺ T 세포 미만을 보유하는 것이 가능하지만 웰당 0.5 x 10⁶ 세포 미만을 사용하는 것은 권장하지 않습니다. 또한 48웰 배양판의 주변 웰에 세포를 파종해서는 안 됩니다.
   3. 플레이트를 파라필름으로 감싸고 800 x g 에서 32°C에서 90분 동안 원심분리합니다. 가속 및 감속을 3으로 설정합니다. 원심분리 후 파라필름을 제거하고 인큐베이터에서 세포를 4시간 동안 배양한 후 분화 단계를 진행합니다.
3. 감염된 세포를 Th17 세포로 분화
   1. 레트로바이러스 감염 중 항원제시세포(APC)를 준비합니다. 먼저, 2.1.2 단계에서 2.1.4 까지의 지침에 따라 야생형 마우스에서 비장 세포를 얻습니다. 15mL 튜브에 50μg/mL 미토마이신이 포함된 1mL의 림프구 배양 배지로 비장 세포를 재현탁합니다. 비장 세포를 37 ° C에서 5 % CO₂ 이하에서 1 시간 동안 배양합니다.
   2. 1시간 후, PBS를 15mL 표시까지 첨가하여 비장세포를 세척하고, 800 x g 에서 5분 동안 원심분리한 후 상층액을 버리고 1mL의 림프구 배양액으로 비장세포를 재현탁하고 세포수를 계수합니다. APC 세포는 성공적으로 준비되었습니다.
   3. 세포 배양 4시간 후(단계 2.2.3과 같이) 형질도입된 CD4⁺ T 세포를 1.5mL 튜브에 넣고 800 x g 에서 5분 동안 원심분리합니다. 상층액을 버리고 감염된 세포를 600μL의 PBS에 재현탁시켜 세척합니다. 800 x g 에서 5분 동안 원심분리기를 하고 상층액을 버립니다.
   4. 0.5 × 10⁶ 형질도입 CD4⁺ T 세포를 1mL의 림프구 배양 배지에 넣고 1.5 x 10⁶ APC 세포를 24웰 세포 배양 플레이트의 웰에 넣습니다. 2 μg/mL의 anti-CD3e, 2 μg/mL의 anti-CD28 및 10 μg/mL anti-IFNγ, 10 μg/mL anti-IL-12/IL23 p40, 10 μg/mL anti-IL4, 2.5-3 ng/mL hTGF-β 및 20-30 ng/mL IL-6을 포함하는 Th17 세포 분화 칵테일을 보충합니다. 2일 동안 세포를 배양합니다.
   5. 각 세포 웰을 1.5mL 튜브에 모으고 800 x g 에서 5분 동안 원심분리한 다음 상층액을 버립니다. 새로운 림프구 배양 배지 1mL를 3ng/mL TGF-β 및 30ng/mL IL-6으로만 새로 고칠 수 있습니다. 확장된 배양 기간 동안 24웰 세포 배양 플레이트의 새 웰에 세포를 놓습니다. 매체 변화 2일 후 세포를 분석합니다.

3. Transduction Efficiency 및 차별화 결과 평가

1. 배지 교체 2일 후 세포를 채취하여 800× g 에서 5분 동안 원심분리한 후 상층액을 버립니다. 분화된 세포를 37°C 인큐베이터에서 4시간 동안 24웰 세포 배양 플레이트의 새 웰에서 500μL의 림프구 배양 배지에 500ng/mL 포볼 12-미리스테이트 13-아세테이트(PMA), 500ng/mL 이오노마이신(ionomycin) 및 5μg/mL 브레펠딘 A로 처리합니다. 유세포 분석을 위해 세포의 절반을 채취하고 qPCR 분석을 위해 RNA 추출 버퍼로 세포의 나머지 절반을 용해합니다.
2. 유세포 분석 분석용
   1. 세포를 1.5mL 튜브에 모읍니다. 튜브에 1mL의 FACS 완충액을 추가하고 800× g 에서 5분 동안 원심분리하여 세포를 세척합니다.
   2. 세포 펠릿을 형광 항체 혼합물(CD4 및 Fixable Viability Dye in 100 μL of PBS)로 재현탁하고 4°C에서 30분 동안 세포를 염색합니다.
   3. 300μL의 PBS로 세포를 세척하고 300μL의 2% 인산염 완충 포름알데히드(FA)로 4°C에서 최소 60분 동안 고정합니다.
   4. 1시간 후, PBS로 세포를 세척하고 600μL의 1x 투과 완충액으로 재현탁시킨 다음 800×g에서 5 분 동안 원 심분리합니다.
   5. 상층액을 버리고 100μL의 1x 투과 완충액에 항-IL-17A를 실온에서 60분 동안 또는 하룻밤 동안 4A로 염색합니다.
   6. 다음 날, 1x 투과 완충액으로 세포를 세척하고 200μL의 PBS에 재현탁합니다. 유세포 분석¹⁰으로 세포를 분석합니다. Representative Results 섹션을 참조하십시오.
3. qPCR 분석의 경우 RNA 추출 키트의 지침에 따라 RNA를 추출합니다. 저장 또는 후속 qPCR 분석을 위해 RNA를 cDNA로 역전사합니다. 이러한 프라이머의 설계는 일반적인 qPCR 프라이머 설계 원칙을 준수해야 하며, gRNA 매개 절단이 발생한 것으로 예상되는 indel 부위에 걸쳐 있는 영역을 구체적으로 표적으로 해야 합니다. 이 사이트에서 증폭 효율의 감소 또는 신호 손실은 성공적인 녹아웃의 지표가 될 수 있습니다. qPCR 프라이머는 다음과 같습니다.
   Rorc F: TCCACTACGGGGTTATCACCT; R: AGTAGGCCACATTACACTGCT.
   IL17a F: TCAGCGTGTCCAAACACTGAG; R: CGCCAAGGGAGTTAAAGACTT.

결과

이 연구에서는 sgRNA 타겟을 Rorc에 복제하고 sgRNA-비표적 코딩 염기서열을 mCherry 형광 단백질이 있는 pMX-U6-MCS 벡터에 복제했습니다(그림 1A,B). 레트로바이러스 생산은 그림 2에 요약된 프로토콜에 따라 수행되었습니다. transfection은 0일째에 시작되었고, 레트로바이러스 수확은 2일에 이?...

토론

레트로바이러스 전달을 통한 CRISPR/Cas9 게놈 편집은 보조 T 세포의 역할을 탐구하기 위한 강력한 방법입니다. 이 프로토콜은 Th17 분화 및 기능에 관여하는 특정 유전자를 검사하는 빠르고 효과적인 접근 방식을 제공합니다. 최적의 결과를 얻으려면 몇 가지 중요한 단계를 주의 깊게 따라야 합니다. 첫째, gene knockout 효율을 높이기 위해서는 gRNA를 신중하게 선택해야 합니다. ...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5 M EDTA (pH 8.0)	Solarbio	E1170
100 mm cell and tissue Culture Dish	BIOFIL	TCD010100
1 M Hepes (Free Acid, sterile)	Solarbio	H1090
24-well cell and tissue culture plate	NEST	702002
48-well cell and tissue culture plate	NEST	748002
Brefeldin A Solution (1,000x)	BioLegend	420601
Brilliant Violet 650 anti-mouse CD4 Antibody (RM4-5)	BioLegend	100546
CD3e Monoclonal Antibody (145-2C11), Functional Grade, eBioscience	Invitrogen	16-0031-82
CD44 Monoclonal Antibody (IM7), PE, eBioscience	Invitrogen	12-0441-83
CD62L (L-Selectin) Monoclonal Antibody (MEL-14), APC, eBioscience	Invitrogen	17-0621-82
Cell counter	Nexcelom Bioscience	Cellometer Auto 2000
Cell Strainer (40 μm)	biosharp	BS-40-CS
Cell Strainer (70 μm)	biosharp	BS-70-CS
Centrifuge	eppendorf	5425 R
Centrifuge	eppendorf	5810 R
ChamQ SYBR Color qPCR Master Mix	Vazyme	Q411-02
ClonExpress II One Step Cloning Kit	Vazyme	C112
DH5α Competent Cells	Sangon Biotech	B528413
Direct-zol RNA Miniprep	ZYMO RESEARCH	R2050
DMEM Medium	BasalMedia	L110KJ
EasySep Mouse CD4+ T Cell Isolation Kit	STEMCELL	19852
eBioscience Fixable Viability Dye eFluor 660	Invitrogen	65-0864-18
EndoFree Mini Plasmid Kit II	TIANGEN	DP118-02
ExFect Transfection Reagent	Vazyme	T101-01
Fetal Bovine Serum, Premium Plus	Gibco	A5669701
FITC anti-mouse IL-17A Antibody (TC11-18H10.1)	BioLegend	506907
Formaldehyde solution	Macklin	F864792
HiScript IV RT SuperMix for qPCR?+gDNA wiper?	Vazyme	R423-01
Ionomycin	Beyotime	S1672
Mitomycin C	Maokang Biotechnology	7/7/1950
Mouse GRCm38	NCBI	RefSeq v.108.20200622
OPTI-MEM Reduced Serum Medium	Gibco	31985070	reduced serum medium
Pacific Blue anti-mouse CD4 Antibody (RM4-5)	BioLegend	100531
PE/Cyanine7 anti-mouse CD25 Antibody (PC61)	BioLegend	102015
PE/Cyanine7 anti-mouse CD4 Antibody (GK1.5)	BioLegend	100422
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)	Gibco	15140122
PMA/TPA	Beyotime	S1819
R26-CAG-Cas9 mice	Shanghai Model Organisms Center	Cat. NO. NM-KI-00120
Recombinant Human TGF-beta 1 (CHO-Expressed) Protein, CF	R&D Systems	11409-BH
Recombinant Murine IL-6	PeproTech	216-16
Research Cell Analyzer	BD Biosciences	BD LSRFortessa
Research Cell Sorter	SONY	MA900
RPMI 1640 Medium	BasalMedia	L210KJ
SimpliAmp Thermal Cycler PCR System	Applied Biosystems	A24811
Sodium pyruvate solution (100 mM)	Sigma-Aldrich	S8636
Ultra-LEAF Purified anti-mouse CD28 Antibody (37.51)	BioLegend	102121
Ultra-LEAF Purified anti-mouse IFN-γ Antibody (XMG1.2)	BioLegend	505847
Ultra-LEAF Purified anti-mouse IL-4 Antibody (11B11)	BioLegend	504135
Ultra-LEAF Purified anti-mouse IL-12/IL-23 p40 Antibody (C17.8)	BioLegend	505309
β-Mercaptoethanol (50 mM)	Solarbio	M8211